АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Интегрированный набор методов визуализации была применена для определения полипов морфологию и структуру ткани в Карибском кораллы Montastraea annularis и М. faveolata. Флуоресценции, серийный блок лицо, и двухфотонного конфокальной лазерной сканирующей микроскопии выявили структуру лопастные, полипов стены, и расчетное chromatophore и плотности Зооксантелл и распределения.

Аннотация

Интегрированный набор методов визуализации была применена для определения трехмерной (3D) морфологию и клеточную структуру с полипами тканей, составляющих Карибское строительные коралловых рифов Montastraea annularis и М. faveolata. Эти подходы включают флуоресцентной микроскопии (FM), серийный блок лица томографии (SBFI) и двухфотонного конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (TPLSM). SBFI предоставляет глубоких тканей изображений после физической срезов; это детали текстуры поверхности тканей и 3D визуализацию к глубине тканей более чем на 2 мм. FM комплементарной и выход TPLSM ультра-изображений с высоким разрешением из ткани ячеистой структуры. Результаты были: (1) определены ранее незарегистрированных морфологии лопастные ткани на наружной стене отдельных коралловых полипов и (2) были созданы первые карты поверхности на 3D распределения и ткани плотностью хроматофоров и водорослей, как динофлагеллят Зооксантелл эндосимбионтов. Спектральный гороха поглощенияKS 500 нм и 675 нм, соответственно, предполагают, что M. annularis и М. faveolata содержат аналогичные виды хлорофилла и хроматофоров. Тем не менее, М. annularis и М. faveolata демонстрируют существенные различия в плотности ткани и 3D распределения этих ключевых клеточных компонентов. Это исследование, посвященное методов визуализации показывает, что SBFI чрезвычайно полезен для анализа больших образцов мм-масштабных Декальцинированное коралловых тканей. FM бесплатный и TPLSM выявить тонкие изменения субмиллиметровом масштабе клеточного распределения и плотности в образцах nondecalcified ткани кораллов. Техника TPLSM дает: (1) минимально инвазивной пробоподготовки, (2) превосходит способность оптического секционирования, и (3) минимальное поглощение света и рассеяние, в то же время позволяя визуализации глубоких тканей.

Введение

Глобальное потепление и сопутствующее изменение окружающей среды непосредственно сказываются на здоровье и распределение тропических морских кораллов 1-4. Наблюдаются множественные удары, в том числе обесцвечивания кораллов и появлением инфекционных заболеваний 5-6. Тем не менее, более точный прогноз будущей кораллового ответ на эти экологических угроз потребует гистологическое "базовый" устанавливается, что определяет тканей морфологию и состав клеток и распределение для «практически здоровых» кораллов. В свою очередь, "влияние" кораллы могут быть количественно по сравнению. Кроме того, эта базовая должны быть установлены для практически здоровых кораллов в различных условиях окружающей среды, так что "здоровая реакция" также можно судить по градиентов окружающей среды. В качестве первого шага на пути к созданию этой базовой линии, 3D исследование высокого разрешения была предпринята, как практически здоровых коралловых полипов тканиморфология и клеточный состав реагирует на увеличение в глубине (WD) и сопровождающие снижением солнечного света излучения. Результаты могут быть использованы для установления более полное механическое понимание коралловый адаптации, а также, чтобы разобраться в коралловом-симбионтов эволюции и усиление света уборки.

Каменистые кораллы (Scleractinia) являются колониальные морские беспозвоночные животные, которые выступают в качестве принимающих сложной сборки других микроорганизмов, совместно именуемые коралл holobiont 7-10. Исследования, проведенные в настоящей работе стремится использовать набор технологий передовые изображений одновременно отслеживать изменения с увеличением глубины в ткани пигментов и симбиотических зооксантелл практически здоровых кораллов принимающих. Это позволит создать необходимый сравнительный ткани клеток "базовый" через батиметрическом градиента для практически здоровых кораллов и выступать в качестве индикаторов кораллового слухLTH 10. Коралловые пигменты, называемые хроматофоры, действовать, чтобы поглотить, отражают, разброс, преломляют, преломлять или иным образом вмешиваться в падающей солнечной радиации 11. Зооксантеллы-chromatophore эндосимбиотических отношения позволило коэволюции стратегически выгодном оптимизации светособирающего и скелетных стратегий роста, а также трофические пластичности (стратегии перехода кормления обратно и вперед от автотрофность в гетеротрофией) для кораллового животного 12.

Южной части Карибского бассейна островное государство Кюрасао (ранее часть Нидерландских Антильских островов) находится примерно в 65 км к северу от Венесуэлы в субширотных Аруба-La Бланкия архипелага (рисунок 1А). 70 км южное побережье Кюрасао содержит непрерывную современный и миоцена-плиоцена-плейстоцена-голоцена древняя окантовкой коралловых рифов тракт 13,14. Среднегодовая SST на Кюрасао варьирует в пределах примерно 3 ° C ANгодно, начиная от минимальной 26 ° С в конце января до максимума 29 ° C в начале сентября, с среднегодовой температуры 27,5 ± 0,5 ºC (NOAA SST наборов данных, 2000-2010). Коралловый риф в Плайя-Калки (12 ° 22'31.63 "N, 69 ° 09'29.62" W), лежа рядом с северо-западной оконечности Кюрасао (Рисунок 1А), был выбран для отбора проб, потому что он был ранее хорошо изученный и Морская экосистема в этом месте купается в пресной nonpolluted морской 7,15-19. . Двух тесно связанных склерактиниевых видов кораллов, М. annularis и M faveolata, были выбраны для экспериментов и анализа в данном исследовании, потому что каждого вида: (1) экспонаты совершенно разных и непересекающиеся батиметрические распределения на рифе тракта по отношению к шельфа и связанные обстановки осадконакопления карбонат осадочные (М. диапазон annularis = 0-10 м WD; М. faveolataДиапазон = 10-20 м WD 20; Фигуры 1В, 2А, и 2В); (2) является общим коралловый риф рамки строителя всем Карибском море 21; и (3) имеет хорошо изученный экологическую, физиологические, и эволюционные отношения 22.

Выборки поле для настоящего исследования была проведена с использованием стандартных методик, ныряя с аквалангом оффшорные Плайя Калки на Кюрасао. Мелкой к глубокой воде батиметрическая трансект было установлено, что натыкался на полке, над шельфа, и в глубоководной среде передних рифов. Видимо здоровые коралловые головы Затем были выявлены для отбора проб по этому батиметрическом разреза, в том числе: (1) три индивидуальный ~ 1 м в диаметре коралловых глав М. annularis, все из которых были на 5 м глубины воды (WD); и (2) три отдельные ~ 1 м в диаметре коралловые руководители М. faveolata, все из которых были в 12 м WD. Фотосинтетически активной радиации (ФАР) измеряли как 33-36% PAR на расстоянии 5 м WD и 18-22% PAR на расстоянии 10 м WD. Отбор проб проводился в январе, когда SST было 26 ° C на глубине как 5 м и 12 м. Каждый из этих шести кораллов отбирали в трех повторах в эквивалентных пространственных положений (то есть., Около 45 ° северной широты на каждой из шести полусферических кораллов). Каждый образец состоял из 2,5 см диаметром ткани кораллов-скелет основной биопсии, что были собраны с очищенной арки удар. Три коралловые ткани-скелет биопсии пробы на стандартный аквалангом с руками в перчатках от каждого из кораллов (9 из М. annularis колонии на расстоянии 5 м WD и 9 из М. faveolata в 12 м WD). Сразу же после сбора на глубине, каждый биопсии образец керна помещали в стерильный 50 мл полипропиленовую центрифужную пробирку, завинчивающейся крышкой запечатан, и возвращается на поверхность. Морская вода сливали из каждой трубки центрифуги и каждое ядро ​​биопсия затем погружают, хранятся и транспортируются в 4% параформальдегида.

визуализации SBFI ранее были выполнены в широком диапазоне биологических образцов, в том числе весь мозг и вся-сердечных тканей человека, интактных эмбрионов мыши, зебры эмбрионов рыб, а также несколько типов образцов животных с интактными костей 23-30. Большинство этих исследований, используемых оптический / световой микроскопии либо флуоресценции или методов в светлом поле. Тем не менее, исследования были проведены на очень больших увеличениях с помощью сканирующего электронного серийного блока изображений лица в прошлом 31. В настоящем исследовании, модифицированный протокол SBFI была разработана для и наносили на кораллов в первый раз. Потому М. annularis и М. faveolata коралловые полипы 1-2 мм в толщину, ни один из обычных световых методов микроскопии не было бы способны проникать на всю толщину коралловых полипов ткани. Поэтому, у нас есть SBFI протокол подготовки образца, специально разработанный для коралловых образцов. Кроме того, мы специально созданных держатель Стереомикроскоп, Который моторизованные двигаться в обоих направлениях Х и Y.. Этот аппарат принимает изображения блока грани образца вместо сбора разделы с помощью регулярного микротом перед микроскопом. Мы также представила еще одну нелинейного оптического двухфотонную микроскопическую технику для изображения тех же коралловых полипов по всей толщине коралловых тканей. Это позволяет преодолеть ограничения, налагаемые SBFI в плане удаления накипи и возможностью изменения тканей морфологии и объема (усадки), которые могут быть вызваны пробоподготовки (обезвоживание) и протоколов обработки. Кроме того, профили выбросов от кораллов были спектрально решен определить свои пиковые выбросы и колебания между хроматофоров и фотосинтетического зооксантеллами. Эти результаты были оценены в контексте используемого метода и их отдельных преимуществ в отношении времени приобретения, время анализа, и способности решать мелкие детали строения без ущерба улuctural целостность коралловых ткани.

протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Реагенты быть готовым к Серийный Block Face визуализации коралловых образцов

1 Preinfiltration Воск

  1. Расплава 3,6 г стеарина хлопьев в стеклянном стакане. Соединение хорошо на горячей плите (60-70 ° C).
  2. Добавить 400 мг Судан IV (для минимизации воска фоновой флуоресценции). Все хорошо перемешать и подождать, пока красный полупрозрачный решение не будет достигнуто.
  3. Добавить 96 мл горячей расплавленный парафин (100%) и хорошо перемешать.

1.2) Вложение Воск

  1. Расплава 7,2 г стеарина хлопьев в стеклянном стакане и хорошо перемешать на горячей плите (60-70 ° С).
  2. Добавить 0,8 г Судана IV. Все хорошо перемешать и подождать, пока красный полупрозрачный решение не будет достигнуто.
  3. Добавить парафиновые гранулы (162 г) и перемешать до парафин плавится полностью.
  4. Добавить 30 г белого гранулированного Vybar и расплавить полностью в тот же стакан; один раз растаял, перемешать.
  5. Свободно закрыть стеклянную бутылку с крышкой. Поместите стеклянную бутылку в 60 ° C конвекции О.В.ан сохранить ингредиенты в жидком состоянии. Выполняйте все инфильтратов в этой печи.
  6. Разделить общий объем 200 мл красного воска в двух стеклянных бутылках 100 мл каждого. Используйте одну аликвоту для инфильтрации, а другой для окончательной вложения.

1.3) внедрения Коралловые Ткани для серийного блока Face визуализации

  1. Вымойте коралловых полипов, собранные в области (SI видео 1) и сохраненные (3-6 месяцев при 4-5 ° С в параформальдегиде) в фосфатным буферным раствором (3x 5 мин) и декальцинировать когда готов для включения в образ. ДЕКАЛЬЦ полипы в растворе Excal в течение 24 часов или до, как полипы полностью лишены СаСО 3. Выдержите несколько декальцифицировали коралловых полипов, как единый блок в 25, 50, 75, и 100% этанола серии, затем 1x ксилола заменителя для обезвоживания образцов.
  2. Поместите обработанные полипы в разогретую 65 ° С духовке, содержащей 100% ксилола замену. Инкубируют в течение 30 мин дважды Changiнг на свежий раствор. Сориентируйте полипы таким образом, чтобы верхняя часть полипов лицом вниз и верхняя поверхность является как можно более плоскими.
  3. Сделать решения 2: 1, 1: 1, и 1: 2 ксилол заменой и preinfiltration воск (шаг 1.1) в 50 мл пробирки Фалкон.
  4. Выдержите коралловых полипов с этими тремя возрастающих концентраций preinfiltration воска, после чего 3x инкубации в 100% preinfiltration воска в течение 30-60 мин каждый раз.
  5. Примечание: В зависимости от толщины образцов, шаги 1.3.1-1.3.5 может быть увеличена с более длительных периодов времени.
  6. Перемещение образцов в встраивания воск (см шаг 1.2.6) после 3-кратным инкубации в 100% preinfiltration воска.
  7. Удалить вложение воск через 30 мин. Замените свежим вложения воска и продолжать инкубацию в течение минимум 4 часов при 65 ° C.

1.4) Встраивание в Красной Wax

  1. Сфотографируйте блок (лоток из нержавеющей стали, где белый воск помещен и на вершине которой СэмPLE помещается). Это необходимо, потому что, когда встроенный в воске, расположение образца станет невидимым, как вложение красного воска является непрозрачным.
  2. Поместите маленькие капли точки воска с высокой температурой плавления вокруг нового разогретой нержавеющей стали вложения форму и дайте ему остыть. Налейте небольшое объем свежерасплавленного вложения воска из второго контейнера, как указано в шаге 1.2.6.
  3. Установите коралловые полипы, обращенную вниз быстро над точкой белого воска, затем поместить пластиковый держатель образца в лотке из нержавеющей стали и залить более вложение воск так, чтобы воск подходит к поверхности пластиковых форм.
  4. Возьмите всю настройку из 65 ° C духовку и дайте ему остыть на скамейке или прохладной поверхности, пока воск полностью не затвердеет.
  5. Это может занять 6 часов до двух дней. Поместите блок Desiccated в холодильнике при температуре 4 ° С в защищенном от света, для длительного хранения.

1.5) на разделы в последовательной установки Блок Face

  1. Трим блок и сократить 1 мкм разделы, используя микротома. Не собирать разделы как они станут как порошок. Помните, мы с изображениями только блок лицо. Образец появляется, когда белый воск начинает исчезать.
  2. Захват изображения с гладким лицом блока, который содержит образец каждый раз раздел удален. Продолжайте, пока коралловых полипов не исчезает, как в СИ Видео 2.
  3. Запись / Захват изображения с монохромным камере с помощью FITC флуоресцентного фильтра, чтобы забрать авто-флуоресценции хроматофоров / коралловых полипов. Изображение 3-4 Декальцинированное Основные из каждого вида.

2 визуализации кораллы Под Двухфотонное флуоресцентной микроскопии

  1. Fix коралловые ядер полипов, каждый из которых содержит около 10-12 полипов около дюйма в диаметре, в 4% параформальдегиде на месте сбора (морского берега), как только они собирают под водой.
  2. Хранить образцы при температуре 4 ° С до визуализации. Промытые жилы помещают в йе же решение с ног на голову в крышку со стеклянным дном блюдо (толщиной 0,17 мм).
  3. Использование двух фотонов лазер на 780 нм возбуждения, изображения 3-4 полипы в двух разных увеличениях (цифровой зум) с использованием 10X (0,3 NA) цели. Коралловый форма полипа и высота колеблется между образцами (обычно 1-2 мм) и глубины изображения, также ограничено рабочим расстоянием изображающего объективных автора.
  4. Используйте режим сканирования плитки, чтобы собрать примерно 25-100 (5 х 5 или 10 х 10 плитки) изображений в фокальной плоскости в ху и 50-100 изображения через оси г с интервалом 10 или 20 мкм, на общую сумму около 5000-10000 изображения / Коралловый полип.
  5. Изображение 3:57 районах с полипами представлять основные и видов кораллов. ПРИМЕЧАНИЕ: Изображение время сбора колеблется от 2-5 ч области / полипа.
  6. Храните все изображения в исходном формате данных в жестком диске системы, как LSM 5 Рендер 3D в 3D анализа изображений и рендеринга программного обеспечения.

3 3D Объем Предоставление и Visualizatioп SBFI и Двухфотонное Спектральный флуоресценции данных

  1. Кадрирование 2D данные, чтобы уменьшить размер файла, сосредоточив внимание на одном полипа используя квадратный инструмент обрезки в программе и собрать как единый файл TIFF (уменьшить размер файла также при сохранении файла в битном формате 8) в программном обеспечении приобретения.
  2. Откройте собранные файлы данных SBFI (собранные в шаге 1.5.1) или кафельные несколько Z-стеки два фотонных оптических секций (собранных в шаге 2.1.4) в программе Imaris превзойти модуль под алгоритмом громкости.
  3. Project данные SBFI оказанные в 3D, используя теневой проекции. Создайте режим изоповерхности где воксели порогами чтобы создать прочную структуру поверхности (SI Видео 3).
  4. Визуализация 3D проекции, используя алгоритм плоскости отсечения на ху, XZ и YZ ортогональных мод выявить 3D структуру и форму кораллов.
  5. Анимация проекции с помощью ключа модуль кадров анимации в той же программе Imaris (SI ViDEOS 3-7).
  6. Генерация видео файлы в 5% сжатия и генерировать кино клипы в формате AVI с помощью громкости (SI Видео 4 и 6), 3D и изоповерхности условия (SI Видео 5 и 7).

Результаты

Специально созданных аппарат SBFI (изготовлены специально для данного исследования; Рисунок 3) произвел первые подробные 3D цифровые карты рельефа (ЦМР) внешней текстурой поверхности и морфологии М. annularis и М. faveolature коралловые полипы (Рисунок 4 и SI Видео 1-2).

Обсуждение

Коралловый риф исследования является весьма междисциплинарный исследовательский проект, с участием анализ одновременного физических, химических и биологических явлений, которые работают в морской среде. Изучение сложных экосистем коралловых рифов Поэтому лучше завершена в течение...

Раскрытие информации

The authors declare no conflict of interests.

Благодарности

We thank Donna Epps, histologist at Institute for Genomic Biology, University of Illinois Urbana-Champaign (UIUC), for her capable technical assistance in sample preparation and sectioning. This work was supported by a research grant to B.W. Fouke from the Office of Naval Research (N00014-00-1-0609). In addition, C.A.H. Miller received grants from the UIUC Department of Geology Wanless Fellowship, UIUC Department of Geology Leighton fund and UIUC Department of Geology Roscoe Jackson fieldwork fund. Interpretations presented in this manuscript are those of the authors and may not necessarily represent those of the granting institutions. We also thank the Caribbean Research and Management of Biodiversity (Carmabi) laboratory on Curaçao for their support and collaboration in collecting the coral tissue biopsy samples. We thank Claudia Lutz, IGB Media Communication Specialist for her able language correction.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Coral Tissue SkeletonNoneNone2.5 cm Biopsy from natural habitat
Arch Punch Coring DeviceC.S. Osborne and CompanyNo. 149For Coral biopsy collection
ParaformaldehydeElectron Microscopy SciencesRT 1570016% Pre-diluted
Histoclear/Safeclear IIElectron Microscopy SciencesRT 64111-04Non-Toxic alternate to Xylene, Dehydration and Deparafinization
Xylene and EthanolFisher ScientificFisher ScientificDehydration
Paraffin WaxRichard Allen ScientificType H REF 8338Infiltration solution
VybarThe Candle MakerNoneComponent of Red Wax
StearinThe Candle MakerNoneComponent of Red Wax
Sudan IVFisher ChemicalS667-25Red Wax-Opaque background
Wheat Germ Agglutinin (WGA)Life TechnologiesW32466For labeling  Coral Mucus
Prolong GoldLife TechnologiesP36095Anti-fade mounting media
Fluoro DishWorld Precision InstrumentsFD-35-100For two-photon imaging
XY Motor, Driver and ControllerLin Engineering211-13-01R0, R325, R256-ROXY Translational Movement
Hot PlateCorningDC-220Melting all wax
Convection OvenYamatoDX-600Infiltration and Embedding
Tissue ProcessorLeicaASP 300Dehydration, Infiltration
MicrotomeLeicaRM2055Disposable knifes
Stereo MicroscopeCarl ZeissStereolumar V 121.5x (30 mm WD) Objective
Fluorescence Microscope with ApoTomeCarl ZeissAxiovert M 200, ApoTome I SystemImaging thin section of a polyp: Zooxanthellae
Axiocam cameraCarl ZeissMRmMonochrome camera 1388x1040 pixels
Axiovision SoftwareCarl ZeissVersion 4.8Image acquisition program
Two-Photon LaserSpectraphysicsMaitai eHP, pulsed laser (70 fs)With DeepSee module
Laser Scanning MicroscopeCarl ZeissLSM 710 with Spectral Detector34 channel PMT detection
Zen SoftwareCarl Zeiss2010 or abovefor two-photon and spectral image acquisition
Imaris Suite SoftwareBitplane, Inc.,Version 7.0 or above3D Volume, Iso-surface Rendering, Visualization

Ссылки

  1. Stocker, T. F., Qin, D., Plattner, G. -. K., Tignor, M., Allen, S. K., Boschung, J., Nauels, A., Xia, Y., Bex, V., Midgley, P. M. . Climate Change 2013: The Physical Science Basis. Contribution of Working Group I to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate Change. , 1535 (2013).
  2. Buddemeir, R. W., Kleypas, J. A., Aronson, R. B. . Coral Reefs & Global Climate Change: Potential Contributions of Climate Change to Stresses on Coral Reef Ecosystems). 46, (2004).
  3. Wilkinson, C. . Status of coral reefs of the world. , 1-2 (2004).
  4. Lough, J. M. Climate records from corals. WIREs Clim. Chang. 1, 318-331 (2010).
  5. Harvell, C. D., et al. Tropical Archaea: diversity associated with the surface microlayer of corals. Mar. Ecol. Prog. Ser. 273, 81-88 (2004).
  6. Rosenberg, E., Loya, Y. . Coral Health and Disease. , (2004).
  7. Rohwer, F., Breitbart, M., Jara, J., Azam, F., Knowlton, N. Diversity of bacteria associated with the Caribbean coral Montastrea franksi. Coral Reefs. 20, 85-91 (2001).
  8. Frias-Lopez, J., Zerkle, A. L., Bonheyo, G. T., Fouke, B. W. Partitioning of bacterial communities between seawater and healthy, black band diseased, and dead coral surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 68, 2214-2228 (2002).
  9. Stanley, G. D. The evolution of modern corals and their early history. Earth Sci. Rev. 60, 195-225 (2003).
  10. Piggot, A. M., Fouke, B. W., Sivaguru, M., Sanford, R., Gaskins, H. R. Change in zooxanthellae and mucocyte tissue density as an adaptive response to environmental stress by the coral Montastraea annularis. Mar. Biol. 156, 2379-2389 (2009).
  11. Stanley, G. D. Photosymbiosis and the evolution of modern coral reefs. Evolution. 1, 3 (2006).
  12. Gordon, B. R., Leggat, W. Symbiodinium—Invertebrate Symbioses and the Role of Metabolomics. Mar. Drugs. 8, 2546-2568 (2010).
  13. Schlichter, D., Weber, W., Fricke, H. W. A chromatophore system in the hermatypic, deep-water coral Leptoseris fragilis (Anthozoa: Hexacorallia). Marine Biology. 89, 143-147 (1994).
  14. Fouke, B. W., Meyers, W. J., Hanson, G. N., Beets, C. J. Chronostratigraphy and dolomitization of the Seroe Domi Formation, Curacao, Netherlands Antilles. Facies. 35, 293-320 (1996).
  15. Frias-Lopez, J., Bonheyo, G. T., Jin, Q., Fouke, B. W. Cyanobacteria associated with coral black band disease in Caribbean and Indo-Pacific reefs. Appl. Environ. Microbiol. 69, 2409-2413 (2003).
  16. Frias-Lopez, J., Klaus, J., Bonheyo, G. T., Fouke, B. W. The bacterial community associated with black band disease in corals. Appl. Environ. Microbiol. 70, 5055-5062 (2004).
  17. Frias-Lopez, J., Bonheyo, G. T., Fouke, B. W. Identification of differential gene expression in bacteria associated with coral black band disease using RNA-arbitrarily primed PCR. Appl. Environ. Microbiol. 70, 3687-3694 (2004).
  18. Klaus, J. S., Frias-Lopez, J., Bonheyo, G. T., Heikoop, J. M., Fouke, B. W. Bacterial communities inhabiting the healthy tissues of two Caribbean reef corals: interspecific and spatial variation. Coral Reefs. 24, 129-137 (2005).
  19. Klaus, J., Janse, I., Sandford, R., Fouke, B. W. Coral microbial communities, zooxanthellae, and mucus along gradients of seawater depth and coastal pollution. Environ. Microbiol. 9, 1291-1305 (2007).
  20. van Duyl, F. C. . Atlas of the living reefs of Curacao and Bonaire (Netherlands Antilles). , (1985).
  21. Carricart-Ganivet, J. P. Sea surface temperature and the growth of the West Atlantic reef building coral Montastraea annularis. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 302, 249-260 (2004).
  22. Barnes, D. J., Lough, J. M. Coral skeletons: Storage and recovery of environmental information. Global Chang. Biol. 2, 569-582 (1996).
  23. Mohun, T. J., Weninger, W. J. Generation of volume data by episcopic three-dimensional imaging of embryos. Cold Spring Harbor Protocols. 6, 069591 (2012).
  24. Mohun, T. J., Weninger, W. J. Imaging heart development using high-resolution episcopic microscopy. Curr. Opin. Genet. Dev. 21, 573-578 (2011).
  25. Mohun, T. J., Weninger, W. J. Embedding embryos for episcopic fluorescence image capturing (EFIC). Cold Spring Harb. Protoc. 6, 069575 (2012).
  26. Rosenthal, J., et al. Rapid high resolution three dimensional reconstruction of embryos with episcopic fluorescence image capture. Birth Defects Res. C: Embryo Today: Rev. 72, 213-223 (2004).
  27. Slyfield, C. R., et al. Three-dimensional surface texture visualization of bone tissue through epifluorescence-based serial block face imaging. J. Microsc. 236, 52-59 (2009).
  28. Weninger, W., Mohun, T. Phenotyping transgenic embryos: a rapid 3-D screening method based on episcopic fluorescence image capturing. Nat. Genet. 30, 59-65 (2001).
  29. Weninger, W., Mohun, T. . Three-dimensional analysis of molecular signals with episcopic imaging techniques. Reporter Genes. , 35-46 (2007).
  30. Gerneke, D. A., et al. Surface imaging microscopy using an ultramiller for large volume 3D reconstruction of wax-and resin-embedded tissues. Microsc. Res. Tech. 70, 886-894 (2007).
  31. Denk, W., Horstmann, H. Serial block-face scanning electron microscopy to reconstruct three-dimensional tissue nanostructure. PLoS Biol. 2, e329 (2004).
  32. Salih, A., Larkum, A., Cox, G., Kühl, M., Hoegh-Guldberg, O. Fluorescent pigments in corals are photoprotective. Nature. 408, 850-853 (2000).
  33. Sivaguru, M., Mander, L., Fried, G., Punyasena, S. W. Capturing the surface texture and shape of pollen: A comparison of microscopy techniques. PloS one. 7 (6), (2012).
  34. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nat. Methods. 2, 932-940 (2005).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

91Montastraea annularisMontastraea faveolata3Dchromatophore

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены