JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Here, we present a protocol to construct a three-dimensional in vitro model of the lining of the peritoneal cavity, composed of primary human mesothelial cells and fibroblasts layered with extracellular matrix, as a tool to investigate ovarian cancer cell adhesion, invasion, and proliferation.

Аннотация

The pattern of ovarian cancer metastasis is markedly different from that of most other epithelial tumors, because it rarely spreads hematogenously. Instead, ovarian cancer cells exfoliated from the primary tumor are carried by peritoneal fluid to metastatic sites within the peritoneal cavity. These sites, most notably the abdominal peritoneum and omentum, are organs covered by a mesothelium-lined surface. To investigate the processes of ovarian cancer dissemination, we assembled a complex three-dimensional culture system that reconstructs the lining of the peritoneal cavity in vitro. Primary human fibroblasts and mesothelial cells were isolated from human omentum. The fibroblasts were then mixed with extracellular matrix and covered with a layer of the primary human mesothelial cells to mimic the peritoneal and omental surfaces encountered by metastasizing ovarian cancer cells. The resulting organotypic model is, as shown, used to examine the early steps of ovarian cancer dissemination, including cancer cell adhesion, invasion, and proliferation. This model has been used in a number of studies to investigate the role of the microenvironment (cellular and acellular) in early ovarian cancer dissemination. It has also been successfully adapted to high throughput screening and used to identify and test inhibitors of ovarian cancer metastasis.

Введение

Ovarian cancer is the deadliest gynecologic malignancy1. The majority of patients are diagnosed after the cancer has disseminated throughout the peritoneal cavity. Once the cancer has spread throughout the peritoneal cavity, cytoreductive surgery and chemotherapy are often not sufficient treatment to prevent cancer recurrence and chemoresistance, resulting in a less than 30% 5-year survival rate. Ovarian cancer metastasis is predominantly limited to the peritoneal cavity, and several other cancer types, including gastric, pancreatic, and colon cancers, metastasize to the same anatomic sites in the peritoneal cavity. In general, ovarian cancer cells detach from the in situ carcinoma in the fallopian tube or the primary ovarian tumor, travel in peritoneal fluid as single cells or spheroids, and attach to mesothelium-lined surfaces of the omentum, bowel, and abdominal wall2.

The tumor microenvironment plays an important role in disease progression and chemoresistance in many cancers3-6. The peritoneal cavity is a unique microenvironment, with a mesothelial cell monolayer covering the majority of surfaces (Figure 1A)7. The mesothelial lining acts as a barrier that creates a low-friction surface, which tends to be protective against cancer cell adhesion8. Immediately underneath this mesothelial-lined surface is a layer made predominantly of fibroblasts and extracellular matrix (ECM), which promote cancer cell adhesion and invasion8. Ovarian cancer cells secrete factors that induce changes in the mesothelial cell lining that enhance ovarian cancer cell adhesion, invasion, and metastasis9,10. Ovarian cancer cells adhere to the mesothelial surface via integrin and CD44-mediated mechanisms (Figure 1B)11-16.

Historically, several 3D models have been developed to investigate ovarian cancer interactions with the microenvironment. Some of the first models studied ovarian cancer-ECM interface17-21, ovarian cancer-mesothelial cell communication13,14,21-24, or both25 (reviewed by us 26). Niedbala et al. discovered that ovarian cancer cells display a quicker and firmer adhesion to ECM than to mesothelial cells or to plastic alone25. However, these models did not histologically resemble the peritoneal microenvironment. Therefore, we established a 3D organotypic model to more thoroughly replicate the ovarian cancer microenvironment. In order to better understand the role of the microenvironment and the interaction between cancer and peritoneal cells in the peritoneal dissemination of ovarian cancer, we have developed a 3D organotypic in vitro culture model of the peritoneal cavity lining (schematic in Figure 1C). The proposed model is composed of primary human fibroblasts and ECM, covered with a layer of primary human mesothelial cells-each cell type is isolated from human omentum. Histologically, this model resembles the normal peritoneal or omental lining, and provides a surface on which we can study the tumor microenvironment, the interaction between cancer cells and normal tissue, and the processes of cancer cell adhesion, invasion, and proliferation8.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все протоколы исследований, описанные были рассмотрены в Чикагском университете Institutional Review Board (IRB). Информированное согласие было получено от каждого пациента до операции и исследования был одобрен в Чикагском университете IRB. Биологическая безопасность типов корпус 2 и перчатки должны быть использованы при обращении человеческую ткань для защиты и снижения риска контаминации клеток.

1. Выделение и культуры первичных стромальных клеток нетрансформированных

  1. Коллекция тканей человека и подготовка.
    1. Получение образцов человеческого сальника, 2 см 3, удалены во время операции на брюшной полости, и сразу же погружают ткань в РТ фосфатно-солевом буфере (PBS) (фиг.2А). Кусок сальника 3 см х 2 см, как правило, дает 1 млн первичных человеческих мезотелиальной клетки (ГПМЦ) и 200000 первичных фибробластов человека или нормальные фибробласты сальника (Ноф).
    2. Спин вниз PBS ткань погружают в 0,5 мкг на 3 длямин как можно скорее после сбора (<2 ч в PBS) и передать ткань на свежий 20 мл PBS в 50 мл коническую трубку. Нарежьте ткань в 5 мм 3 куски фарша с скальпелей в 15 см в диаметре, стерильные культуры блюдо (рис 2B).
  2. Первичная изоляция человека мезотелиальной клетки 8
    1. Для выделения НРМС, передать фарш ткани в 50 мл конические пробирки и подождите 1 мин для твердых части, чтобы плавать к вершине (рис 2С & D). ГПМЦ и эритроциты (RBC) будет присутствовать в жидкости на дне. Использование пипетки, чтобы удалить жидкость из нижней части трубы и в новую коническую трубку. Спин жидкость вниз на 0,5 мкг в течение 3 мин и аспирата супернатант от осадка ГПМЦ / RBC.
      1. Повторите процедуру три раза: добавить 20 мл PBS, чтобы фарш ткани, позволяют ткани, чтобы расти, удалить жидкость из нижней части с помощью пипетки и в ГПМЦ / РБК трубки, спин вниз, и снимитесупернатант. После того как все спины будут завершены, и супернатант отсасывали, а осадок содержит НРМС и RBC.
    2. Пластина все клетки из осадка в 75 см 2 колбу в 15 мл полной питательной среды (DMEM с 10% фетальной бычьей сыворотки [FBS], 1% MEM витаминов [93 мг / л], 1% MEM заменимых аминокислот [81,4 мг / л], 1% пенициллина стрептомицина [Pen-Strep, 100 ед / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина]).
    3. Выполните вторичную PBS мыть, чтобы изолировать дополнительные НРМС.
      1. Для вторичной PBS мыть, встряхнуть оставшееся твердое вещество ткани при 200 оборотах в минуту, 37 ° С в течение 10 мин в 20 мл PBS, а затем ждать 1 мин для ткани, чтобы плавать на поверхности. Удалить жидкость из нижней части трубы в новую пробирку, центрифугирование со скоростью 0,5 мкг в течение 3 мин, и аспирата супернатант.
      2. Пластинчатый все ГПМЦ / RBC из вторичного PBS мыть в отдельном 75 см 2 колбу в 15 мл полной питательной среды.
    4. Для выделения любого гemaining НРМС, встряхнуть измельченной ткани при 200 оборотах в минуту, 37 ° С градусов в течение 10 мин в 20 мл 1: 1 0,25% трипсина 25 мМ ЭДТА: Раствор PBS по объему. Дайте ткани расти, сбора жидкости на дне пробирки в новую пробирку 50 мл, и спин вниз на 0,5 GX 3 мин.
      1. Аспирируйте супернатант и пластины все ГПМЦ / RBC в отдельном 75 см 2 колбу в 15 мл полной питательной среды.
    5. Культура клеток высевали при 37 ° С и 5% СО 2 в увлажненной среде. Кормовые покрытием клетки, добавив 15 мл полной питательной среды на 3 и 5 без удаления истощенных средах. ГПМЦ может быть культивировали в течение 5-7 дней до расщепления.
      1. Используйте низкой проход НРМС (до прохождения 2) во всех экспериментах, чтобы минимизировать дедифференцировку и модификацию оригинальной фенотипа. Используйте широкий поля микроскопа желательно с 20-кратным объективом с пластиковой дифференциальных возможностей вмешательство контрастных или 4-20x цели с фазового контраста capabilitieS (фазового контраста фильтры на микроскопом) для принятия всех изображений клеток, и 10x объектив () в светлом поле, чтобы проанализировать иммуногистохимическое 3,3-диаминобензидина окрашивание (DAB).
    6. Убедитесь, что ГПМЦ являются кубический и выразить цитокератин 8 и виментин выполняя иммуногистохимии 8 (рис 3А, C, E).
  3. Изоляция Ноф 8
    1. Подготовка 10 мл исходного типа раствора коллагеназы III (10x) путем объединения 1: 1: 1 смесь 100x Pen-Strep: активность 1500 единиц / мл коллагеназы типа III: Активность 714 единиц / мл гиалуронидазы в PBS.
    2. Встряхнуть фарш сальника ткани, которая остается после выделения НРМС при 200 оборотах в минуту, 37 ° C в течение 6 ч в 10 мл 10x коллагеназы типа решения III, разведенного в бессывороточной СМИ (DMEM с 1% MEM витаминов [93 мг / л], 1% MEM заменимых аминокислот [81,4 мг / л], 1% пенициллина стрептомицина [Pen-Strep, 100 ед / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина]), Расщепленную ткани будет выглядеть непрозрачным и может иметь некоторую волокнистую мусора (Рисунок 2E).
    3. Центрифуга раствор, содержащий клетки Ноф в виде суспензии в 0,5 мкг в течение 3 минут при комнатной температуре, аспирата супернатант и осадок пластины в 75 см 2 колбу на 13 мл полной питательной среды.
    4. Удалить старые средства массовой информации и заменить 15 мл свежего полной питательной среды после 24 часов. Ноф можно культивировать в течение 1-3 дней до расщепления. Примечание распространение Ноф прекратится, когда клетки достигают слияния.
    5. Убедитесь, что первичные фибробласты человека плоские удлиненные клетки, и выражают виментин, но не Цитокератин 8, выполнив иммуногистохимии 8 (3В, D, F). Используйте низкой проход Ноф для экспериментов (в идеале до прохождения 3), чтобы минимизировать дедифференцировку и модификация оригинального фенотипа. Используйте широкий поля микроскоп с 20-кратным объективом с пластиковых ОПК возможностей для принятия всех фазовых изображений клеток,и 10x цель в светлом поле, чтобы проанализировать окрашивание иммуногистохимическое DAB.

2. обшивки Органотипической Культура 8

  1. NOF Освобождение от 75 см культуральной колбы промывкой 10 мл PBS, затем 3 мл 0,25% трипсина / EDTA 25 мМ не более чем за 5 мин. Нейтрализовать трипсина, по крайней мере в 3 раза объема полной питательной среды.
  2. Перевести трипсином клетки в 50 мл коническую трубку и спином вниз на 0,5 GX 3 мин. Удалить супернатант и принести клетки обратно в 5 мл полной ростовой среде. Использование клеток счетчик для подсчета клеток выделяют из культуры колбы.
  3. Развести клетки в соответствующем объеме полной питательной среды к пластине 2000-4000 NOF на 100 мкл на черную, ясно, дном, 96-луночные планшеты. Добавить 0,5 мкг / 100 мкл крысы хвост коллагена-I в смеси клеток, прежде чем покрытие. Пусть клетки сидеть при 37 ° С в 5% СО 2 в увлажненной среде, по крайней мере 4 ч, или до тех пор, пока клеткипридерживаться поверхности пластины.
  4. Отпустите НРМС из колбы культуры, используя те же методы, описанные в шагах 2.1 и 2.2. Развести клетки в соответствующем количестве полной питательной среды к пластине 10000-20000 НРМС за 50 мкл на верхней части NOF уже покрытой коллагеном I в 96-луночных планшетах. Пусть клетки сидеть при 37 ° С в 5% СО 2 в увлажненной среде, по крайней мере 18 ч перед началом экспериментов.
  5. Культура зеленый флуоресцентный белок (GFP), -expressing HeyA8 клеток рака яичников в полном СМИ роста. HeyA8 яичников раковые клетки флуоресцентно меченных путем экспрессии лентивирусов вектора, экспрессирующего Копепод cGFP (PCDH-CMV-MCS-EF1). HeyA8 клеток рака яичников должно быть 80-90% сплошности в день использования (логарифмической фазе роста). Отпустите клетки из культуральной пластины и рассчитывать, используя те же методы, описанные в шагах 2.1-2.2 для первичных клеток.
  6. Разрешить клеток рака яичников, чтобы восстановить в полном ростовой среде в течение 15-20 мин при температуре 37 ° С вконическую трубку с крышкой неплотно закрыты.

3. Адгезия Анализ 8

  1. После выздоровления, осаждения клеток рака яичников на спиннинг в течение 3 мин при 0,5 мкг, а затем удалить супернатант и растворить клеток в соответствующем объеме сыворотки среды для достижения концентрации 50000 клеток / 100 мкл.
  2. Обратить 96-луночных с / Ноф органотипических культур ГПМЦ для удаления отработавших СМИ, и добавить 100 мкл клеточной суспензии рак в бессывороточных СМИ в каждую лунку. Инкубируйте планшет при 37 ° С в 5% СО 2 в увлажненной среде в течение 30 мин до 4 ч.
  3. Переверните планшет 96-а для удаления информации и неправительственных организаций прилипшие клетки. Использование многоканального пипетки на малой мощности тщательно и осторожно пипеткой 100 мкл PBS в каждую лунку, и инвертировать пластину снова. Повторите PBS мыть еще раз.
  4. Обратить удалить PBS и добавьте 100 мкл 4% параформальдегида в каждую лунку. Разрешить пластина сидеть в течение 20 мип чтобы зафиксировать клетки. Через 20 мин пластину перевернули и добавить 100 мкл PBS.
  5. Следует отметить, что общее флуоресценции лунки могут быть представлены или количество клеток может быть определена количественно. Для количественного, первая пластина стандартная кривая эксперимент дважды с использованием HeyA8 клеток в концентрации 1 млн клеток / мл.
    1. Сделайте стандартную кривую летел вниз 1 млн клеток, удаляя массовой информации, и позволяет им сидеть в 1 мл 4% параформальдегида в течение 20 мин.
    2. Побочные клетки снова и воспитывать в 1 мл PBS (пересчет клетки подтвердить 1 млн / мл концентрации). Пластина 50000, 40000, 30000, 20000, 10000, 5000, 1000, и 0-клетки в каждую лунку в двух экземплярах, а также добавить PBS для конечного общего объема 50 мкл в каждую лунку.
  6. Нижняя читать культура пластину на флуоресцентной ридере (возбуждения = 488 нм, эмиссия = 528 нм), масштабирование высокие скважин (50000 на стандартной кривой). Используйте стандартную кривую для расчета, сколько клеток рака яичников, прилипших к organotypIC культуры в каждую лунку (фиг.4А-С).

4. Анализ пролиферации 10

  1. После клеток рака яичников восстановления (см шаги 2.5 и 2.6 выше), осаждения клеток, вращая в течение 3 мин со скоростью 0,5 мкг, а затем разбавленной клеток в соответствующем объеме 1% FBS сред (DMEM с 1% FBS, 1% MEM витамины [93 мг / л], 1% MEM заменимых аминокислот [81,4 мг / л], 1% пенициллина стрептомицина [Pen-Strep, 100 ед / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина]) до достижения концентрации 4000 клеток / 150 мкл.
  2. Обратить 96-луночного планшета с ГПМЦ / Ноф органотипических культур для удаления отработавших СМИ, и добавить 150 мкл клеточной суспензии рак в 1% FBS СМИ в каждую лунку. Инкубируйте планшет при 37 ° С в 5% СО 2 в увлажненной среде в течение 72 ч.
  3. Нижняя читать культура пластину на флуоресцентной ридере один раз в день (возбуждение = 488 нм, эмиссия = 528 нм), чтобы оценить относительную пролиферациюячеек. Продолжить анализ в течение 96 ч, меняя СМИ в 48 часов (5А-C). Будьте осторожны, чтобы не нарушить культуры при изменении СМИ (обращения пластина предпочтительно).

5. Вторжение Пробирной 8

  1. Перед покрытие 3D-культуру, добавить 7,5 мкг крыс-хвост коллагена I в 200 мкл PBS к культуре пластины вставки 24-а (размер пор 8 мкм). Пусть пластина инкубат O / N, затем тщательно удалить PBS с пипеткой непосредственно перед гальваническое покрытие органотипической культуры ГПМЦ / Ноф на коллагеновых покрытием вставками (шаг 2 выше).
  2. Подготовка клеток рака яичников, как в шаге 3.1. С планшетом клеток рака яичников на органотипических культур на вставках, тщательно использовать пипетку, чтобы удалить избыток носителя из верхней части вставки. Добавить 100 мкл суспензии яичников раковых клеток в сыворотке крови без средств массовой информации в каждую лунку.
  3. Добавить 750 мкл полной СМИ рост в колодец ниже вставки, чтобы вызвать раковые клетки внашествия в органотипических культур. Инкубируйте планшет при 37 ° С в 5% СО 2 в увлажненной среде в течение 24 ч.
    Примечание: клеток рака яичников, что проникают в органотипической культуре будет пересекать вставку и остаются на нижней стороне вставки.
  4. После 24 часов, понять вставку с щипцами и кратко промыть его в стакан PBS, затем переместите вставку в пустую лунку. Скраб вершины каждой вставки с обеих сторон ватным тампоном в общей сложности 1 мин. Быстро разместить вставку в планшет, содержащий 750 мкл 4% параформальдегида в каждую лунку. Разрешить каждая вставка сидеть в параформальдегиде в течение 10 мин перед передачей вставок в скважинах, заполненных 750 мкл PBS.
  5. Просмотр захваченных клеток (присоединение и крепится к нижней части вставки) с помощью микроскопа при увеличении в 2,5 раза. Когда вся хорошо в пределах поля зрения, регулировать увеличение до 10x и принять 5 фотографии, один недалеко от центра и 1 в каждом квадранте скважины, избегаяпринимать изображения, которые слишком близко к краям. Выполните ту же шаблон для каждой скважины.
  6. Используйте программу производителя, чтобы подсчитать количество ячеек в каждом изображении, чтобы получить среднее число клеток вторглись в поле каждую лунку (рис 6A-C) в соответствии с их протокола.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Органотипической культура была собрана, сначала смешивая первичные фибробласты человека с коллагеном I типа, а затем наложение эту культуру с 5-кратным количеством мезотелиальных клеток. Культуру инкубировали в течение не менее 18 ч, прежде чем клеток рака яичников были добавлены для и?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Органотипической модель перитонеального микросреды был создан для оценки индивидуальной и коллективной функции (ы) как через сотовые и врожденных компонентов микроокружения яичников распространения рака. Конкретные протоколы для гальванических и настройки органотипической культу...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

We thank all residents and attending physicians, notably Dr. A.F. Haney (the University of Chicago, Department of Obstetrics and Gynecology) for collecting omental biopsies. Also, we thank Stacey Tobin and Gail Isenberg for carefully editing this manuscript. This work was supported by Bears Care, the charitable beneficiary of the Chicago Bears Football Club, the National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) R21 NS075702, and the National Cancer Institute grant R01 CA111882 to E.L.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1. Isolation and culture of primary cells
PBSFisher ScientificSH3001304
Single-edged razor bladesFisher Scientific12-640
15 cm culture dishesBD Biosciences353025
Glass flask??
Fetal Bovine Serum (FBS)Life Technologies16000044_3616914956
DMEM with L-GlutamineCorning10-013-CV
MEM VitaminsCorning25-020-Cl
MEM Nonessential amino acidsCorning25-025-CI
Penicillin-StreptomycinCorning30-002-CI
Shaker Thermo-FisherMaxQ 4450
CentrifugeEppendorf5702
IncubatorThermo-FisherForma Series II Water Jacketed CO2 Incubator Model 3100
Trypsin EDTA, 1x (0.25%)Corning25-053-CI
HyaluronidaseWorthington BiochemicalLS002592
T-75 FlasksBD Biosciences353136
T-175 FlasksBD Biosciences353112
Pipet tipsRaininP2, P10, P20, P200 and P1000
Pipet tipsCorningFiltered tips P2, P10, P20, P200 and P1000
Name of Reagent/ EquipmentCompanyCatalog NumberComments/Description
2. Plating 3D culture
Cell CounterInvitrogenCountess
Countess Cell Counting Chamber SlidesInvitrogenC10313
Trypan Blue Stain (0.4%)Gibco15250-061
Collagen Type I (Rat Tail)BD Biosciences354236
96 well plate, clear bottom, blackBD Biosciences353219
Name of Reagent/ EquipmentCompanyCatalog NumberComments/Description
3. Adhesion assay
Multichannel pipetEppendorfXplorer 300
Paraformaldehyde solution 4% in PBSSanta Cruz Biotechnologysc-281692
Plate readerMolecular DevicesMinimax
Name of Reagent/ EquipmentCompanyCatalog NumberComments/Description
5. Invasion assay
Cell Culture Inserts (8um, 24-well)BD Biosciences353097
Cotton swabsQ-tipscotton swabs
MicroscopeZeissAxiovert 200m
Cell Profilerpublic domain
24 well plateBD Biosciences353047
Name of Reagent/ EquipmentCompanyCatalog NumberComments/Description
6. Antibodies
Anti-Integrin αVβ3 Antibody, clone LM609EMD MilliporeMAB1976
Beta 1 OncosynergyOS2966
Alpha 5 [CD49e]ID Pharmingen555615
Beta 4 [CD104]EMD MilliporeMAB 2058

Ссылки

  1. Siegel, R., Ma, J., Zou, Z., Jemal, A. Cancer statistics. CA Cancer J. Clin. 65 (1), 5-29 (2015).
  2. Lengyel, E. Ovarian cancer development and metastasis. Am. J. Pathol. 177, 1053-1064 (2010).
  3. Quail, D. F., Joyce, J. A. Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis. Nat. Med. 19, 1423-1437 (2013).
  4. Correia, A. L., Bissell, M. J. The tumor microenvironment is a dominant force in multidrug resistance. Drug Resist Updat. 15, 39-49 (2012).
  5. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: Functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 21, 309-322 (2012).
  6. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nat. Med. 17, 1498-1503 (2011).
  7. Daya, D., McCaughy, W. T. Pathology of the peritoneum: A review of selected topics. Semin. Diagn. Pathol. 8, 277-289 (1991).
  8. Kenny, H. A., Krausz, T., Yamada, S. D., Lengyel, E. Use of a novel 3D culture model to elucidate the role of mesothelial cells, fibroblasts and extra-cellular matrices on adhesion and invasion of ovarian cancer cells. Int. J. Cancer. 121, 1463-1472 (2007).
  9. Kenny, H. A., Kaur, S., Coussens, L. M., Lengyel, E. The initial steps of ovarian cancer cell metastasis are mediated by MMP-2 cleavage of vitronectin and fibronectin. J. Clin. Invest. 118, 1367-1379 (2008).
  10. Kenny, H. A., et al. Mesothelial cells promote early ovarian cancer metastasis through fibronectin secretion. J. Clin. Invest. 124, 4614-4628 (2014).
  11. Strobel, T., Cannistra, S. A. β1-integrins partly mediate binding of ovarian cancer cells to peritoneal mesothelium in vitro. Gynecol. Oncol. 73, 362-367 (1999).
  12. Strobel, T., Swanson, L., Cannistra, S. A. In vivo inhibition of CD44 limits intra-abdominal spread of a human ovarian cancer xenograft in nude mice: A novel role for CD 44 in the process of peritoneal implantation. Cancer Res. 57, 1228-1232 (1997).
  13. Iwanicki, M., et al. Ovarian cancer spheroids use myosin-generated force to clear the mesothelium. Cancer Discov. 1, 144-157 (2011).
  14. Lessan, K., Aguiar, D., Oegema, T. R., Siebenson, L., Skubitz, A. P. CD44 and β1 integrin mediate ovarian carcinoma cell adhesion to peritoneal mesothelial cells. Am. J. Pathol. 154, 1525-1537 (1999).
  15. Ahmed, N., Riley, C., Rice, G., Quinn, M. Role of integrin receptors for fibronectin, collagen and laminin in the regulation of ovarian carcinoma functions in response to a matrix microenvironment. Clin. Exp. Metastasis. 22, 391-402 (2005).
  16. Kaur, S., et al. β3-integrin expression on tumor cells inhibits tumor progression, reduces metastasis, and is associated with a favorable prognosis in patients with ovarian cancer. Am. J. Pathol. 175, 2184-2196 (2009).
  17. Niedbala, M. J., Crickard, K., Bernacki, R. In vitro degradation of extracellular matrix by human ovarian carcinoma cells. Clin. Exp. Metastasis. 5, 181-197 (1987).
  18. Kanemoto, T., Martin, G. R., Hamilton, T. C., Fridman, R. Effects of synthetic peptides and protease inhibitors on the interaction of a human ovarian cancer cell line (NIH:OVCAR-3) with a reconstituted basement membrane (matrigel). Invasion Metastasis. 11, 84-92 (1991).
  19. Rieppi, M., et al. Mesothelial cells induce the motility of human ovarian carcinoma cells. Int. J. Cancer. 80, 303-307 (1999).
  20. Barbolina, M. V., Adley, B. P., Ariztia, E. V., Liu, Y., Stack, M. S. Microenvironmental regulation of membrane type 1 matrix metalloproteinase activity in ovarian carcinoma cells via collagen-induced EGR1 expression. J. Biol. Chem. 282, 4924-4931 (2007).
  21. Burleson, K. M., et al. Ovarian carcinoma ascites spheroids adhere to extracellular matrix components and mesothelial cell monolayers. Gynecol. Oncol. 93, 170-181 (2004).
  22. Suzuki, N., et al. HMOCC-1, a human monoclonal antibody that inhibits adhesion of ovarian cancer cells to human mesothelial cells. Gynecol. Oncol. 95, 290-298 (2004).
  23. Kishikawa, T., et al. Two distinct pattern of peritoneal involvement shown by in vitro and in vivo ovarian cancer dissemination models. Invas. Metast. 15, 11-21 (1995).
  24. Casey, R. C., et al. Establishment of an in vitro assay to measure the invasion of ovarian carcinoma cells through mesothelial cell monolayers. Clin. Exp. Metastasis. 20, 343-356 (2003).
  25. Niedbala, M. J., Crickard, K., Bernacki, R. Interactions of human ovarian tumor cells with human mesothelial cells grown on extracellular matrix. Exp. Cell Res. 160, 499-513 (1985).
  26. White, E. A., Kenny, H. A., Lengyel, E. Three-Dimensional modeling of ovarian cancer. Adv. Drug Deliv. Rev. 79-80, 184-192 (2014).
  27. Kenny, H. A., et al. Quantitative high throughput screening using a primary human three-dimensional organotypic culture predicts in vivo efficacy. Nature Comm. , (2015).
  28. Sawada, K., et al. c-Met overexpression is a prognostic factor in ovarian cancer and an effective target for inhibition of peritoneal dissemination and invasion. Cancer Res. 67, 1670-1680 (2007).
  29. Kenny, H. A., Lengyel, E. MMP-2 functions as an early response protein in ovarian cancer metastasis. Cell cycle. 8, 683-688 (2009).
  30. Sawada, K., et al. Loss of E-cadherin promotes ovarian cancer metastasis via alpha 5-integrin, which is a therapeutic target. Cancer Res. 68, 2329-2339 (2008).
  31. Mitra, A. K., et al. Ligand-independent activation of c-Met by fibronectin and α(5)β(1)-integrin regulates ovarian cancer invasion and metastasis. Oncogene. 30, 1566-1576 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

1063D

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены