JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

Аннотация

Полидиметилсилоксан (ПДМС), является преобладающим строительным материалом, чтобы сделать микрожидкостных устройств из-за своей простоты формования и склеивания, а также его прозрачности. Из-за мягкости материала PDMS, тем не менее, оно является сложной задачей использовать PDMS для построения наноканалов. Каналы, как правило, легко разрушаются при плазменном связи. В этой статье мы представляем испарительную управляемый метод самосборки наночастиц кремнезема коллоидных для создания нанофлюидика перекрестки с суб-50 нм пор между двумя микроканалов. Размер пор, а также поверхностный заряд нанофлюидика-перехода перестраиваемый просто путем изменения коллоидного кремнезема Размер шарика и функционализации поверхности снаружи собранного микрожидком устройства во флакон перед процессом самосборки. С помощью самосборки наночастиц с размером борта шины 300 нм, 500 нм и 900 нм, можно было изготовить пористую мембрану с размером пор ~ 45 нм, ~ 75 нм и ~ 135 нм, соответственно. Под электрическималь потенциал, эта нанопористых мембрана инициирована концентрация ионов поляризация (ICP), действующий в качестве катиона селективные мембраны концентрировать ДНК в ~ 1700 раз в течение 15 мин. Это не-литографических процесс Nanofabrication открывает новую возможность построить перестраиваемого нанофлюидика стык для изучения наноразмерных процессов переноса ионов и молекул внутри микрожидком чипа PDMS.

Введение

Нанофлюидики является развивающейся областью исследований , ЗЯ , TAS (Micro Всего Analysis Systems) для изучения биологических процессов или явлений переноса ионов и молекул в масштабе длины 10 1 - 10 2 нм. С появлением нанофлюидика инструментов , таких как наноканалах, процессы переноса молекул и ионов можно контролировать с беспрецедентной точностью и манипулировать ими, в случае необходимости, за счет использования возможностей, которые доступны только в этом масштабе длины для разделения и обнаружения. 1,2 Один из эти характерные черты наноразмерные является высокое отношение поверхности к объемного заряда (или номер Духин) в наноканалах , что может привести к дисбалансу заряда и инициировать поляризацию концентрации ионов (ICP) между наноканалом и микроканалов. 3

Общая платформа устройства для изучения нанофлюидика явлений состоит из системы двух микроканалов , соединенных массивом наноканалах в качестве перехода. 4-6 Материал выбора для создания такого устройства нанофлюидика является кремний из - за его высокой жесткости , что предотвращает канал от разрушения во время связывания процессов. 7 Тем не менее, изготовление устройства кремния требует дорогостоящих масок и значительное количество обработки в чистых помещениях объекта. 8- 10 из - за удобства изготовления устройства посредством формования и плазменной сварки, полидиметилсилоксана (PDMS) широко принят в качестве строительного материала для микрофлюидики и было бы идеальным материалом для нанофлюидики , а также. Тем не менее, модуль упругости его низкой Юнга вокруг 360-870 КПа, делает канал PDMS легко разборные во время плазменной сварки. Минимальный коэффициент формы наноканале (отношение ширины к глубине) должна быть меньше, чем 10: 1, что означает, что изготовление устройств PDMS через стандартные фотолитографии будет чрезвычайно сложной задачей, если глубина наноканальных должна быть ниже 100 нм, требующих ширины канала меньше, чем текущий предел photolithграфия около 1 мкм. Чтобы преодолеть это ограничение, были попытки создать наноканалов в PDMS с использованием не-lithographical методы , такие как растяжение , чтобы инициировать трещины со средней глубиной 78 нм 11 или для образования морщин после плазменной обработки. 12 схлопывании канал PDMS с механическим давлением позволило высота наноканальных по цене от 60 нм. 13

Даже если эти весьма изобретательные не-литографических методов позволили построить наноканалов ниже 100 нм в глубину, размерная управляемость при изготовлении наноканалом до сих пор представляет собой препятствие для широкого признания PDMS в качестве строительного материала для нанофлюидика устройств. Другой важной проблемой из наноканалах, будь то в кремнии или PDMS, является функционализации поверхности в случае, если есть необходимость изменить поверхностный заряд на стенке канала для манипулирования ионов или молекул. После сборки устройства через связи, что наноканалах чрезвычайно труднотянутся к поверхности функционализации из-за ограниченной диффузией транспорта. Для создания наноразмерных канал с высокой размерной точностью и легкому функционализации поверхности, метод самосборки коллоидных частиц , индуцируемых испарением 14-16 в микрофлюидальных устройств может быть одним из многообещающих подходов. К тому же контролируемости размеров пор и поверхностной собственности, есть даже возможность настройки размера поры при использовании на месте коллоидные частицы , покрытые полиэлектролитов путем регулирования температуры, 17 рН, 18,19 и ионной силы раствора . 18 Из них преимущества, метод самосборки коллоидных частиц уже нашли применение для электрохроматографии, 20 биосенсоров, концентрация 21 белков 22 и разделения белков и ДНК в микрофлюидики. 14,23 в этом исследовании мы развернули этот метод самосборки , чтобы построить электрокинетическая концентрирование устройство вPDMS , которая требует нанофлюидика соединение между двумя микроканалов. 24 Основным механизмом за электрокинетического концентрации основана на концентрации ионов поляризации (ICP). 25 Подробное описание изготовления и сборки ступеней входит в следующий протокол.

протокол

1. Получение кремнезема коллоидных бисера подвесов

  1. Получение 300 нм и 500 нм бортов суспензий кремнезема
    1. Vortex кремнезем шарик запас подвеска (10% вес / объем в воде) в течение 30 сек. для получения гомогенной суспензии. Пипетировать в общей сложности 600 мкл смеси суспензии в 1,5 мл пробирку и центрифугируйте при 2,600 мкг в течение 1 мин.
    2. Подставим супернатант с 400 мкл 1 мМ натрий-фосфатном буфере (PB, рН 7,0).
    3. Приостановка диоксида кремния, гранул, в конечной концентрации 15% в 1 мМ растворе фосфата натрия при рН 7,0 с помощью встряхивания.
  2. Поверхность функционализации 500 нм кремнезема карбоксильные шарики с поли (аллиламин гидрохлорид, PAH), а также с поли (натрий сульфонат стирола, PSS) полиэлектролиты
    1. Приостановка 0,1 г 500 нм диоксида кремния бусинок с карбоксильной группой с 10 мл 1 М NaCl (рН 7,0) в течение 1% (вес / объем) суспензионной.
    2. Готовят 0,4% PAH (MW 65K) в 1 М наКл путем растворения 300 мкл исходного раствора (20% вес / об в воде) в 15 мл 1 М NaCl. Готовят 0,9% PSS (MW 70K) в 1 М раствора NaCl путем растворения 0,18 г PSS в 20 мл раствора 1 М NaCl. Vortex оба решения в течение 1 мин. чтобы полностью растворить полиэлектролитов.
    3. Добавить 200 мкл раствора ФАГ до 9,8 мл 1% диоксида кремния карбоксильными бусами в 15 мл трубки для осаждения положительно заряженного полиэлектролита слой на диоксиде кремния бусинок с карбоксильной функциональной группой. Vortex шарик суспензии в течение 1 мин. и инкубировать ее на ротатор пробирке в течение 60 мин. при комнатной температуре.
    4. Центрифуга шарик суспензии при 1801 мкг в течение 1 мин. и смыть несвязанных PAH пять раз дистиллированной водой 10 мл. После каждого центрифуге и удаления супернатанта, гранулы плотно упакованы в нижней части трубы. Лишить шарик комочек энергичным пипеткой 2 мл деионизированной воды перед добавлением 8 мл дистиллированной воды, так, что шарики могут быть повторно суспендирован и смывается до следующего шага центрифуге.
    5. следитьДействия, описанные в 1.2.3 и 1.2.4 для PSS покрытия для осаждения отрицательно заряженный слой на шариках. Повторное приостановить бусин в 9,8 мл 1 М NaCl перед осаждением PSS после удаления надосадочной жидкости деионизованной воды с 5 - й стадии промывки 1.2.4.
      1. Используйте ту же самую энергичную раскапывания, используя 2 мл 1 М NaCl, чтобы разбить шарик комок на дне 15 мл пробирку, а затем добавляют 8 мл 1 М NaCl. Добавить 200 мкл раствора PSS до 9,8 мл диоксида кремния, осажденных шариков с одним слоем ПАГ. После интенсивного перемешивания в течение 1 мин. и инкубации в течение 60 мин. на ротатор трубки, повторите 5 стадии промывки дистиллированной водой.
      2. Мера дзета-потенциал гранул до и после каждого полиэлектролита покрытия с помощью системы динамического рассеяния света в соответствии с протоколом производителя для проверки процедуры осаждения полиэлектролита была выполнена правильно (см таблицу 1).
    6. Повторите пять шагов промыванием дистиллированной водой следующие один слой PSSосаждения и повторно приостанавливать бисером в 650 мкл 1 мМ натрий-фосфатного буфера с 0,05% твина 20 (15% вес / объем) перед использованием в микрожидком устройстве для повышения его сыпучесть.
  3. Выполните процедуру, описанную выше, от 1.2.5 до 1.2.6 на 500 нм кремнезема шариков с аминной функциональной группой для нанесения одного слоя ПСС.

2. Изготовление из PDMS микрожидкостных Chip

  1. Микротехнологий мастера кремния
    1. Изготовить мастер кремния для PDMS литья с использованием технологии изготовления микроструктур следующим образом.
      1. Спин пальто 1 мкм тонкие фоторезиста при 4000 оборотах в минуту на кремниевой пластине. Шаблон слой с помощью проекционной литографии (время экспозиции 170 мсек.) И травление 700 нм глубокие и широкие плоские 2 мкм наноканалов (действующий в качестве nanotraps для силикатных шариков) с реактивным ионным травлением.
      2. Используйте следующие параметры травления для достижения скорости травления 3,5 нм / с: CHF 3 (45 SCCM), CF 4 (15 SCCM), Ar (100 SCCM), давление 100 мТорр, ВЧ - мощность 200 Вт
    2. Спин пальто второй толщиной 1 мкм слой фоторезиста при 2000 оборотах в минуту и ​​выполнить выравнивание с ранее узорчатых nanotraps. Шаблон микроканалы с помощью контактной литографии и глубокого реактивного ионного травления (DRIE) кремния. Используйте параметры DRIE 26 в таблице 2.
  2. Изготовление пресс - формы PDMS
    1. Silanize мастер кремния с трихлорсилана (50 мкл) в вакуумной банке O / N.
      ВНИМАНИЕ: Tricholorosilane является токсичным и коррозионных материалов. Всегда используйте его в химической капот с соответствующим оборудованием индивидуальной защиты.
    2. Смешайте основание с отвердителем в соотношении 10: 1 и литых PDMS на силанизированном мастера кремния и вылечить его при температуре 70 ° С в течение 2 ч в конвекционной печи.
    3. Удалите плиту PDMS от мастера кремния с ножом и плазменной связью его на пустой пластины с помощью пылесоса плазмы после плЛечение Асма в очистителя плазмы в течение 1 мин. Приложить ленты вдоль края, чтобы отметить раздел линию для следующих PDMS шаг литья.
    4. Silanize плесень PDMS в вакуумной баночке с трихлорсилана (50 мкл) O / N.
    5. Литой PDMS (основа: отвердитель в соотношении 10: 1) на силанизированном PDMS плесень и вылечить ее при температуре 70 ° С в течение 2 ч в конвекционной печи.
  3. Изготовление устройства PDMS
    1. Снимают отвержденного PDMS плиты из формы PDMS вдоль разделительной линии, отмеченной лентой.
    2. Панч пластовые отверстия с трепанобиопсия 1,5 мм, чистый с лентой, промыть изопропиловым спиртом (IPA) и сухим азотом.
    3. Плазменный связь, то ПДМС устройство на х 75 мм, предметное стекло микроскопа 25 мм после плазменной обработки в чистой плазмы в течение 1 мин.
  4. Ultrasonicate шарик суспензии в течение 60 мин. в ультразвуковой ванне перед заполнением. Пипетировать 10 мкл шарик подвес (300 нм без функционализированного кремнезема бытьобъявления, или 500 нм кремнезема карбоксильные шарики с PAH-PSS слоев, или 500 бусин аминные нм диоксида кремния с PSS слоем) в бухтах 4 и 6 каждая (см Рисунок 1 А, В) сразу же после плазменной связи чипа PDMS другу по электронной стеклянная подложка. Нажмите мягко на чипе PDMS с кончика пипетки для улучшения упаковки шарик.
    1. После заполнения каналов доставки шарик, охватывают все входные отверстия для 1 и 9 с лентой, за исключением. Высушите устройство в течение 3 ч и хранить при +4 ° C до использования. Рисунок 2 дает шаг за шагом схему коллоидного процесса самосборки.

3. Эксперимент для электрокинетического Концентрация ДНК

  1. Заполните резервуары 3, 7 буферным раствором (10 мкл 1 мМ PB) и резервуар 5 с образцом ДНК (10 мкл 10 нМ в 1 мМ PB) и применить мягкое отрицательное давление с перевернутой наконечником пипетки на коллекторах 2 , 8 и 10, чтобы заполнить каналы с растворами, без пузырьков (см Фигура 1В).
  2. Добавляют 10 мкл 1 мМ PB в резервуарах 2 и 8 и 10 мкл 10 нМ до ДНК резервуар 10, чтобы уравновесить давление и ждать в течение 5 мин. для достижения равновесия.
  3. Вставьте провода Pt в резервуары 3, 5, 7, 10.
  4. Подайте напряжение через нанофлюидика перехода с помощью делителя напряжения, подключенного к измерителю источника и проводов Pt. Сначала нанесите 30 V на водохранилищах 5, 10 и GND на коллекторах 3, 7.
  5. Уменьшение напряжения до 25 В на резервуаре 10 после ~ 30 сек.
  6. Используйте механический затвор с периодическим открытием в каждые 5 секунд, чтобы свести к минимуму фотообесцвечивание образца при записи сигналов флуоресценции от ДНК.

Результаты

Электрокинетическая чип Концентратор в PDMS , который содержит самоорганизующуюся нанофлюидика соединение между двумя микроканалов показан на рисунке 1А). Канал в середине устройства заполнена раствором образца ДНК и между двух буферный раствор каналов на ка...

Обсуждение

После общего устройства расчетную схему для изучения нанофлюидики, мы изготовили нанофлюидика соединение между двумя микроканалов с помощью испарения управляемой самосборки коллоидных наночастиц вместо литографически кучность массив наноканалах. При протекании коллоидные частиц?...

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

Эта работа была поддержана NIH R21 EB008177-01A2 и Нью-Йоркского университета Абу-Даби (NYUAD) исследовательского фонда Enhancement 2013 г. Мы выражаем нашу благодарность техническому персоналу MIT MTL за их поддержку во время микротехнологий и Джеймсом Уэстон и Николаса Giakoumidis из NYUAD для их поддержка в съемке SEM и построения делителя напряжения, соответственно. Изготовление устройства в PDMS проводилось в основной микротехнологий средстве NYUAD. И наконец, мы хотели бы поблагодарить Ребекку Pittam из NYUAD Центра Digital Стипендия для видео съемки и редактирования.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Poly(Styrenesulfonic Acid) Sodium SaltPolysciences 08772
Poly(allylamine) SolutionSigma Aldrich479144-5G
Silica Microsphere - 300 nmPolysciences 24321
Silica Microsphere - 500 nmPolysciences 24323
Silica Microsphere Carboxyl Functional - 500 nmPolysciences 24753
Silica Microsphere Amine Functional - 500 nmPolysciences 24756
Sylgard 184 Silicone Elastomer kitDow Corning
TrichlorosilaneSigma Aldrich175552
Ultrasonic CleanerBranson3510
Tube Rotator VWR10136-084
Vortex MixerWiseMixVM-10
MicrocentrifugeVWRMicro 1207
Plasma CleanerHarrick PlasmaPDC-001-HP
PDMS MixerThinkyARE-250
OvenThermo ScientificPR305220M
Epi-fluorescence MicroscopeNikonEclipse Ti
CCD CameraAndorClara
Platinum ElectrodesAlfa Aesar43014
Source MeterKeithley2400
Digital Multimeter Extech410
Microscopy Glass SlidesThermo Scientific2951-001
Tween 20Merck Millipore822184
Sodium chlorideFisher Scientific7646-14-5
Sodium phosphate monobasicSigma Aldrich71505
Sodium phosphate dibasicSigma AldrichS3264
DNAIDTCAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C
B-PhycoerythrinLife TechnologiesP-800
Dynamic light scattering system for Zeta Potential MeasurementMalvernZetasizer Nano S
Photoresist ShipleySPR700-1.0
Projection lithographyNikonNSR2005i9
Reactive Ion EtcherApplied MaterialsAME P5000
ICP deep reactive ion etcherSTSSTS-6"
Contact lithographyElectronic VisionsEV620
Photoresist Coater DeveloperSSISSI 150
Non-contact surface profilerWykoNT 9800

Ссылки

  1. Mawatari, K., Kazoe, Y., Shimizu, H., Pihosh, Y., Kitamori, T. Extended-Nanofluidics: Fundamental Technologies, Unique Liquid Properties, and Application in Chemical and Bio Analysis Methods and Devices. Anal Chem. 86, 4068-4077 (2014).
  2. Tsukahara, T., Mawatari, K., Kitamori, T. Integrated extended-nano chemical systems on a chip. Chem Soc Rev. 39, 1000-1013 (2010).
  3. Mani, A., Zangle, T. A., Santiago, J. G. On the Propagation of Concentration Polarization from Microchannel-Nanochannel Interfaces Part I: Analytical Model and Characteristic Analysis. Langmuir. 25, 3898-3908 (2009).
  4. Aizel, K., et al. Enrichment of nanoparticles and bacteria using electroless and manual actuation modes of a bypass nanofluidic device. Lab Chip. 13, 4476-4485 (2013).
  5. Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter. Anal Chem. 77, 4293-4299 (2005).
  6. Karnik, R., et al. Electrostatic control of ions and molecules in nanofluidic transistors. Nano letters. 5, 943-948 (2005).
  7. Mao, P., Han, J. Y. Fabrication and characterization of 20 nm planar nanofluidic channels by glass-glass and glass-silicon bonding. Lab Chip. 5, 837-844 (2005).
  8. Mao, P., Han, J. Massively-parallel ultra-high-aspect-ratio nanochannels as mesoporous membranes. Lab Chip. 9, 586-591 (2009).
  9. Balducci, A., Mao, P., Han, J. Y., Doyle, P. S. Double-stranded DNA diffusion in slitlike nanochannels. Macromolecules. 39, 6273-6281 (2006).
  10. Yamada, M., Mao, P., Fu, J. P., Han, J. Y. Rapid Quantification of Disease-Marker Proteins Using Continuous-Flow Immunoseparation in a Nanosieve Fluidic Device. Anal Chem. 81, 7067-7074 (2009).
  11. Huh, D., et al. Tuneable elastomeric nanochannels for nanofluidic manipulation. Nat Mater. 6, 424-428 (2007).
  12. Chung, S., Lee, J. H., Moon, M. W., Han, J., Kamm, R. D. Non-lithographic wrinkle nanochannels for protein preconcentration. Adv Mater. 20, 3011-3016 (2008).
  13. Park, S. M., Huh, Y. S., Craighead, H. G., Erickson, D. A method for nanofluidic device prototyping using elastomeric collapse. Proc Natl Acad Sci. 106, 15549-15554 (2009).
  14. Zeng, Y., Harrison, D. J. Self-assembled colloidal arrays as three-dimensional nanofluidic sieves for separation of biomolecules on microchips. Anal Chem. 79, 2289-2295 (2007).
  15. Malekpourkoupaei, A., Kostiuk, L. W., Harrison, D. J. Fabrication of Binary Opal Lattices in Microfluidic Devices. Chem Mat. 25, 3808-3815 (2013).
  16. Merlin, A., Salmon, J. -. B., Leng, J. Microfluidic-assisted growth of colloidal crystals. Soft Matter. 8, 3526-3537 (2012).
  17. Schepelina, O., Zharov, I. PNIPAAM-modified nanoporous colloidal films with positive and negative temperature gating. Langmuir. 23, 12704-12709 (2007).
  18. Schepelina, O., Zharov, I. Poly(2-(dimethylamino)ethyl methacrylate)-Modified Nanoporous Colloidal Films with pH and Ion Response. Langmuir. 24, 14188-14194 (2008).
  19. Smith, J. J., Zharov, I. Ion transport in sulfonated nanoporous colloidal films. Langmuir. 24, 2650-2654 (2008).
  20. Gaspar, A., Hernandez, L., Stevens, S., Gomez, F. A. Electrochromatography in microchips packed with conventional reversed-phase silica particles. Electrophoresis. 29, 1638-1642 (2008).
  21. Lee, S. Y., et al. High-Fidelity Optofluidic On-Chip Sensors Using Well-Defined Gold Nanowell Crystals. Anal Chem. 83, 9174-9180 (2011).
  22. Hu, Y. L., et al. Interconnected ordered nanoporous networks of colloidal crystals integrated on a microfluidic chip for highly efficient protein concentration. Electrophoresis. 32, 3424-3430 (2011).
  23. Zhang, D. -. W., et al. Microfabrication-free fused silica nanofluidic interface for on chip electrokinetic stacking of DNA. Microfluid Nanofluid. 14, 69-76 (2013).
  24. Syed, A., Mangano, L., Mao, P., Han, J., Song, Y. A. Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules. Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).
  25. Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications. Chem Soc Rev. 39, 912-922 (2010).
  26. Fu, J. P., Mao, P., Han, J. Y. Continuous-flow bioseparation using microfabricated anisotropic nanofluidic sieving structures. Nat Protoc. 4, 1681-1698 (2009).
  27. Plecis, A., Nanteuil, C., Haghiri-Gosnet, A. M., Chen, Y. Electropreconcentration with Charge-Selective Nanochannels. Anal Chem. 80, 9542-9550 (2008).
  28. Ko, S. H., et al. Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization. Lab Chip. 12, 4472-4482 (2012).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

109ICP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены