JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Распространенность ожирения растет и увеличивает риск развития хронических заболеваний легких. Для установления основных механизмов и превентивных стратегий, четко определенных животных необходимы модели. Здесь мы предоставляем три метода (тест на переносимость глюкозы, тело плетизмографии и легких фиксации) изучить влияние ожирения на легочных исходов у мышей.

Аннотация

Ожирение и респираторных заболеваний являются серьезные проблемы со здоровьем. Ожирение становится новой эпидемии с ожидаемое количество тучных людей во всем мире более 1 миллиарда к 2030 году, таким образом представляя растущее социально-экономическое бремя. Одновременно связанных с ожирением сопутствующих заболеваний, включая диабет, а также сердце и хронические заболевания легких, постоянно находятся на подъеме. Хотя ожирения был связан с повышенным риском для обострений астмы, обострение респираторных симптомов и плохого управления, функциональная роль ожирения и возмущенных метаболизма в патогенезе хронического заболевания легких часто недооценивается, и глубинные механизмы остаются недостижимой. Эта статья стремится представить методы для оценки влияние ожирения на метаболизм, а также легких структуры и функции. Здесь мы опишем три техники для исследования мышей: (1) Оценка внутрибрюшинного глюкозе (ipGTT) для анализа влияния тучности на метаболизм глюкозы; (2) измерение сопротивления дыхательных путей (Res) и дыхательной системы соблюдения (Cdyn), чтобы проанализировать влияние ожирения на легочную функцию; и (3) подготовка и фиксации легких для последующего гистологического количественной оценки. Связанных с ожирением легочных заболеваний, вероятно многофакторного, вытекающих из системных воспалительных и метаболических регуляции, которые потенциально негативно влияют на функцию легких и ответа на терапию. Таким образом важно стандартизированной методологии для изучения молекулярных механизмов и эффект Роман лечения.

Введение

По данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) в 2008 году, более чем 1,4 миллиарда взрослых, в возрасте 20 лет и старше, имели избыточный вес с индексом массы тела (ИМТ) больше или равен 25; Кроме того, более чем 200 миллионов мужчин и женщин почти 300 миллионов были ожирением (BMI≥30)1. Ожирение и метаболического синдрома являются основными факторами риска для множества заболеваний. При ожирении и соответствующее увеличение белой жировой ткани массового был тесно связан с тип 2 диабет2,3, сердечно сосудистые заболевания, в том числе ишемической болезни сердца (ИБС), сердечная недостаточность (ВЧ), фибрилляции4 и артроз5, их функциональной роли в патогенезе респираторных расстройств остаются плохо понимали. Однако эпидемиологические исследования показали, что ожирение является прочно ассоциируется с хронической дыхательной условий, включая напряжения одышка, синдром обструктивного апноэ сна (OSAS), ожирение гиповентиляции синдром (СГЯ), хронический обструктивная болезнь легких (ХОБЛ), легочная эмболия, аспирационной пневмонии и бронхиальной астме6,,78,9. Потенциальные механизмы увязки ожирения и возмущенных метаболизма, например, сопротивление инсулина и тип диабета II, в патогенезе хронического заболевания легких не только включают механические и физические последствия вес но также получить на вентиляции вызвать хронические подострых воспалительных состояние10,11. Рост ожирения и легочных заболеваний в течение последнего десятилетия, в сочетании с отсутствием эффективных превентивных стратегий и терапевтических подходов, подчеркивает необходимость изучения молекулярных механизмов определить новые пути для управления связанных с ожирением легких заболевания.

Здесь мы опишем три стандартных тестов, которые являются важные основы для расследования ожирения и его влияние на легких структуры и функции в модели мыши: (1) внутрибрюшинного глюкозы терпимости (ipGTT) (2) измерение сопротивления дыхательных путей (Res) и дыхательных системы соблюдения (Cdyn); и (3) подготовка и фиксации легких для последующего гистологического количественной оценки. IpGTT-это надежный скрининг-тест на поглощение глюкозы мера и, таким образом, влияние ожирения на метаболизм. Простота метода позволяет хорошо стандартизации и поэтому сопоставимости результатов между лабораториями. Более сложные методы, такие как гипергликемической зажимы или исследования на изолированных островков, может использоваться для подробного анализа метаболического фенотипа12. Здесь мы оценить толерантности к глюкозе для определения ожирения связанные состояния системных и метаболические расстройства как основу для дальнейших исследований на легких решений. Чтобы оценить влияние ожирения и метаболических расстройств на легочную функцию, мы измерили сопротивление дыхательных путей (Res) и дыхательной системы соблюдения (Cdyn). Охарактеризовать болезнь легких, безудержный, равно как и сдержанной методы для оценки функции легких доступны. Безудержный плетизмографии в свободно перемещающихся животных имитирует естественное состояние, отражающие дыхание моделей; в отличие от этого инвазивные методы, такие как измерение входной импеданс Res и cDyn в глубоко осознающие мышей для оценки динамических легких механики, являются более точным13. Так как хронических респираторных заболеваний, отражены в гистологических изменений в легочной ткани, надлежащего легких фиксации для дальнейшего анализа является неизбежной. Выбор метода фиксации ткани и подготовки зависит от отсека легких, которые будут изучены, например, проведение airways или паренхимы легких14. Здесь мы описываем метод, который позволяет качественной и количественной оценки проведения дыхательных путей для изучения влияния тучности на развития астмы.

протокол

Все животные процедуры были проведены в соответствии с протоколами, утвержденными органами местного самоуправления (Земля NRW, AZ: 2012.A424) и были в соответствии с немецкой животных закона и положений о благополучии животных, используемых для экспериментов или другие научные цели. Поскольку анализ функции легких может повлиять на структуру легких и поэтому последующего гистологического анализирует, измерение Res и Cdyn подготовки и фиксации легких для histomorphometry должны выполняться в разных животных. Однако измерение Res и Cdyn, после ipGTT возможна. Поскольку стресс во время ipGTT может мешать анестезии, необходимых для функции легких испытаний, восстановительный период примерно 2 недели после ipGTT рекомендуется разрешить мышей, чтобы оправиться от потери веса тела и изменения в крови параметры12.

1. Подготовка внутрибрюшинного тест на переносимость глюкозы (ipGTT)

Примечание: После 12 h поста, полный ipGTT занимает приблизительно 2Н.

  1. Поскольку стресс влияет на уровень глюкозы в крови значительно, обеспечить выполнение обоих адаптация мышей, а также подготовки ученого.
  2. Трансфер животных в области экспериментальных условиях тихо и без стресса.
  3. Рассмотрим приложение продажи диета чтобы вызвать ожирение у мышей. Смотрите секцию обсуждения для дальнейших консультаций.
  4. Быстрый животных для 12 h ночь, без ограничения доступа к воде. На следующий день, после того, как 12 h поста, подготовить крови глюкозы метр по заявлению производителя в протокол (см. таблицу материалов), вставив новый тест-полоску в порт полосы теста.
  5. Надрезать кончик хвоста, используя стерильными ножницами, бережно сохраняя указатель мыши на его хвост и сразу же измерить постились крови глюкозы, применяя сыпучих капли крови (минимальный пример размер 0,5 мкл) к испытательной полосы крови глюкозы метр.
    Примечание: Таймер запускается на экране после достаточного применения образца крови. После 4 s, на экране отобразится результат теста.
  6. Впоследствии взвесить и этикетки индивидуально с помощью цвета маркировки животных.
  7. Управление 2 g глюкозы/кг тела вес через внутрибрюшинной инъекции. Убедитесь, что объем впрыска 0,1 мл/10 g вес тела (27 G шприцев и игл 1 cc).
  8. Впоследствии измерения глюкозы в крови после 15, 30, 60 и 120 мин, применяя капли крови свободной на новой тест-полоски.
    Примечание: Поток крови может быть увеличена нежный массаж кончик хвоста-подопечных. Если рана хвост encrusts, очистите его с помощью стерильный тампон, смоченный раствором натрия хлорида 0,9%.
  9. Разрешить животных на отдых в их дома клетки с неограниченным доступом к воде между измерениями.

2. легких функция анализа для измерения Res и cDyn

Примечание: Для ненарушенных измерения Res и cDyn, мышей должны вентилироваться глубокую анестезию. Стресс свободной животных обработки и надлежащего мониторинга анестезии. Общие инструкции с использованием стерильных методов пожалуйста ознакомьтесь со статьей по Hoogstraten-Miller et al. 15

  1. Калибровки плетизмограф до каждого ряда экспериментов и подготовить исследование параметров в рамках программного обеспечения (см. Таблицу материалы).
  2. До операции, глубоко анестезировать животных через внутрибрюшинной инъекции Ксилазина (10 мг/кг массы тела) и кетамин (100 мг/кг веса тела) (27 G шприцев и игл 1 cc). Убедитесь, что объем впрыска 0,1 мл/10 грамм веса тела.
    Примечание: Так как кетамин имеет надлежащего обезболивающий эффект в мышей, без дополнительных боль лечение является необходимым. Инвазивные трахеи катетер/плетизмограф процедура занимает приблизительно 5-7 минут, затем можно начать сбор данных.
  3. Поместите указатель мыши в лежачем положении на грелку для поддержания температуры тела.
  4. Покрытия глаза с мазь для предотвращения сухости под наркозом.
  5. Постоянно контролировать глубины анестезии с помощью ног Пинч ответ.
    Примечание: Дополнительного администрирования анестезии могут быть необходимы для поддержания хирургической плоскости анестезии.
  6. Смочите мех хирургические области в регионе щитовидной железы с 70% этиловом спирте.
  7. Тщательно надрезать кожу в средней линии для примерно 1 см между шейный вырез грудины и клубней symphyses mentum, подняв ее с щипцами и обрезки кожи под визуальный осмотр, тупыми ножницами (рис. 1A).
  8. Визуализация базовых подкожной жировой клетчатки и щитовидной железы.
  9. Разоблачить трахеи тщательно тупым разделив обе щитовидной лопастями на перешейке и вскрытие sternothyroid и sternothyroid мышцы (рис. 1B). Будьте осторожны, чтобы не повредить любых судов и вызвать кровотечение, так как это может вызвать неблагоприятное воздействие на сердечно-сосудистой системы и в конечном итоге на измерениях.
  10. Впоследствии пройти 4-0 плетеные шовного между трахеи и пищевода, используя тупой щипцами. Тщательно надрезать трахеи недалеко от гортани между хрящи трахеи с микро ножницами.
  11. Интубации трахеи трубка (0,04 дюйма/1,02 мм диаметром) под визуальным контролем (рис. 1 c). Закрепите трубку через перевязки с шовного во избежание любой утечки в системе.
  12. Далее переместите животное с подогревом кровати тело камеры и подключите трахеи трубку к лицевой (рис. 1 d) и включите вентиляции, нажав кнопку вентиляции на передней панели контроллера (Рисунок 1E).
  13. Обследование вентиляции, наблюдая за движением грудной клетки одновременно с интенсивность вентиляции. Подтверждение правильного размещения трахеи трубку, чтобы одновременно переместить обе стороны грудной клетки.
  14. Смотреть давления сигнала на экране компьютера (Рисунок 1F). Обеспечить равномерное вентиляции кривых. Если это не так, отсоединить животного и проверьте на стороне операции. Остерегайтесь крови или слизь блокирует трахеи трубку.
    Примечание: Для взрослых животных с массой тела 20-25 г, вентилятора настройки, как показано на рисунке 2 предложил в соответствии с рекомендациями производителя.
  15. Для управления изменениями в транс легочного давления во время вентиляции, вставьте пищевода на глубине, что приближается уровни легких пищевода трубки (0,04 дюйма/1,02 мм в диаметре). Смотрите экрана при размещении трубки. Поместите трубки, где максимальное давление прогиб и минимальным сердце артефакты можно увидеть на экране.
  16. После операции готовить животных для измерения. Reinject анестезии через внутрибрюшинной инъекции кетамин (100 мг/кг массы тела) с помощью 27 G шприцев и игл 1 cc. Убедитесь, что объем впрыска 0,1 мл/10 грамм веса тела.
    Примечание: Для оценки бронхиальной hyperreagibility, распылять метахолином, неселективной мускариновых рецепторов агонистов парасимпатической нервной системы, которая вызывает бронхоспазма. Сбор данных выполняется в четыре различных этапа (рис. 3).
  17. Начало сбора данных по протоколу manufacturer´s.
    Примечание: Программное обеспечение автоматически направляет пользователей с помощью процесса приобретения.
  18. Применить 10 мкл PBS (автомобиль) на распылитель и начать распыления после 5 минут адаптационного. Далее выполните фазу реакции 3 мин, где измеряются Res (cmH2O/мл/сек) и cDyn (мл/КМЗ2O). В конце представить животное до следующего распыления этап восстановления 3 мин.
  19. Следуйте программного обеспечения путем поэтапного применения 10 мкл увеличения концентрации метахолином (2,5 мкг/10 мкл, 6.25 мкг/10 мкл и 12,5 мкг/10 мкл) на вентилятор.
  20. После того как все измерения были выполнены и записано, жертву животное, шейки матки дислокации.

3. легких изоляции для количественного анализа Histomorphometric взрослых мышей

  1. Глубоко анестезировать животных через внутрибрюшинной инъекции Ксилазина (10 мг/кг массы тела) и кетамин (100 мг/кг веса тела) (27 G шприцев и игл 1 cc). Объем впрыска должно быть 0,1 мл/10 грамм веса тела.
    Примечание: После достижения состояния хирургического терпимости, подготовка занимает примерно 5 минут, затем перфузии органов и 30 минут для фиксации.
  2. Как только животное достиг состояния хирургического терпимости (отрицательный мыс Пинч ответ), лечить животное с 70% этанола и исправить животное на площадку с хирургическая лента.
  3. Жертву животное сердечной прокол и кровотечение. Вкратце откройте живота с медиальной разрез через кожу и брюшины, тупыми ножницами.
  4. Найдите диафрагмы головы палаты печени и осторожно отделить печени от диафрагмы.
  5. Сделать небольшой надрез в диафрагмы, тупыми ножницами, и пунктата левого желудочка сердца с иглой 20 G придает шприц 2 мл. Медленно exsanguinate животное.
    Примечание: Медленно и тщательно обескровливания имеет важное значение для предотвращения желудочков, рушится из-за отрицательного давления, ингибирующих спокойно кровообращение.
  6. Вскрыть легких, открыв грудной клетки мягко через парастернальной разрез вдоль всей длины грудной клетки, изогнутые, тупыми ножницами.
  7. Впоследствии Поднимите грудную клетку подвергать плевральной полости (рис. 3 c). Удаление тимуса, чтобы увидеть сердце и легкие.
    Примечание: Возможен дополнительный впрыск правого желудочка, следуют кровоснабжения легких сосудистой системы с ледяной PBS и затем раствором фиксирующие [например, параформальдегида 4% (масса/объем) (PFA)]. Имейте в виду, что существует повышенный риск разрыва альвеолярного септы и отрицательно сказаться на легких структуры, с помощью этого метода.
  8. Вскрыть легкого сначала тщательно удаление сердце.
  9. Впоследствии пройти 4-0 плетеные шовного между трахеи и пищевода, используя тупой щипцами.
  10. Далее, тщательно надрезать трахеи недалеко от гортани между хрящи трахеи, интубации с внутривенной канюли (26 G) и надуть легких путем фиксации давления при постоянном давлении 20 см H2O с помощью фиксирующие агента [например, 4% (масса /Volume) PFA].
  11. Для фиксации PFA оставьте фиксатором для 30 мин при комнатной температуре. Впоследствии перевязать трахеи и удалить канюлю. Затем тщательно акцизных легких не повреждая ткани и хранить его в фиксирующие агента при температуре 4 ° C на ночь.
    Примечание: Кроме того, согласно САР/ETS консенсуса документ 2,5% GA буферизации OsO4, урацила решение используется для стабилизации надлежащего ткани. Для дальнейшей подготовки ткани обратитесь к документу консенсус по Hsia et al. 14

Результаты

Представитель результаты теста на толерантность внутрибрюшинного глюкозы (ipGTT) (рис. 4), легких функция тест (Рисунок 5) и представитель изображениями иллюстрирующие гематоксилином и эозином витражи легких (рис. 6).

Обсуждение

Этот отчет содержит три протоколы для трех различных методов для анализа влияния тучности на метаболизм глюкозы и легочных исходов. Во-первых тест на переносимость глюкозы дает возможность анализировать внутриклеточных глюкозы и может быть показателем сопротивление инсулина. Во-вто?...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Эксперименты были поддержаны Марга и Уолтер Болл-Stiftung, Керпен, Германия; Проект 210-02-16 (MAAA), проекта 210-03-15 (MAAA) и немецкого фонда научных исследований (DFG; AL1632-02; MAAA), Бонн, Германия; Центр Кельна молекулярной медицины (CMMC; Больница университета Кёльна; Программа развития карьеры; MAAA), Köln Fortune (факультет медицины, Кёльнский университет; KD).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
GlucoMen LXA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy38969blood glucose meter
GlucoMen LX SensorA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy39765Test stripes
Glucose 20%B. Braun, Melsung, Germany2356746
FinePointe SoftwareDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-002
FinePointe RC Single Site Mouse TableDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-001
FPRC ControllerDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1075-001
FPRC Aerosol BlockDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1106-001
Aerogen neb head-5.2-4umDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-2306-001
ForcepsFST, British Columbia, Canada11065-07
Blunt scissorsFST, British Columbia, Canada14105-12
Micro scissorsFST, British Columbia, Canada15000-00
Perma-Hand 4-0Ethicon, Puerto Rico, USA736HSurgical suture
Roti-Histofix 4%RothP087.14% Paraformaldehyd
KetasetZoetis, Berlin, Germany10013389Ketamine
Rompun 2%Bayer, Leverkusen, Germany770081Xylazine

Ссылки

  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d'anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

133

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены