JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Caenorhabditis elegans (C. elegans) является хорошей моделью для изучения аксональное и внутриклеточного транспорта. Здесь я описать протокол в vivo записи и анализа аксональное и intraflagellar транспорта в C. elegans.

Аннотация

Аксональное и intraflagellar транспорта (IFT) имеют важное значение для axon и реснички морфогенеза и функции. Белки суперсемейства Кинезин и Динеин являются Молекулярные двигатели, которые регулируют антероградная и ретроградным транспорта, соответственно. Эти двигатели используют микротрубочек сети как рельсы. Caenorhabditis elegans (C. elegans) представляет собой мощную модель организм для изучения аксональное транспорта и IFT в естественных условиях. Здесь, я описать протокол соблюдать аксональное транспорта и IFT в жизни C. elegans. Транспортировка грузов могут быть визуализированы путем маркировать белки грузов с использованием флуоресцентных белков, таких как Зеленый флуоресцентный белок (ГПУП). C. elegans является прозрачным и белки GFP-тегами груза может быть выражен в конкретных ячеек под клеток конкретных промоутеров. Живые черви может быть исправлено микрошарики на 10% агарозном геле без убийства или обезболивающим червей. В этих условиях движение грузов напрямую можно наблюдать в аксонов и реснички жизни C. elegans без вскрытия. Этот метод может применяться для наблюдения за любой молекулы грузов в любые клетки путем изменения целевых белков и/или ячейки, на которые они выражаются в. Самые основные белки как молекулярные моторы и адаптер белки, которые участвуют в аксональное транспорта и IFT сохраняются в C. elegans. По сравнению с другими модельных организмов, мутанты можно получить и более легко поддерживать в C. elegans. Сочетая этот метод с различными C. elegans мутанты могут уточнить молекулярных механизмов аксональное транспорта и IFT.

Введение

Живых клеток является важным инструментом для анализа внутриклеточного транспорта. В нейрональных клеточной биологии анализ аксональное транспорта с живых клеток имеют важное значение для понимания нейронов функции и морфогенез1. Дефекты в аксональное транспорта лежат в основе нескольких нейродегенеративных расстройств2. Белки суперсемейства Кинезин и Динеин выполняют аксональное транспорта anterogradely и retrogradely, соответственно1,2.

Реснички являются еще один сотовый отсек, в котором сети микротрубочек и людьми машины являются высоко развитой3. Машины синтеза белка не локализуется в ресничек, что означает, что цилиарной белки должны перевозиться из цитоплазмы в советы ресничек. Специфичные для ресничек Кинезин и Динеин, называемый кинезин-2 и цитоплазматических Динеин-2, соответственно, транспортные компоненты реснички4, в явление под названием intraflagellar транспорта (IFT)5. Обесценение IFT вызывает спектр заболеваний, под названием ciliopathies6. Таким образом анализ механизма IFT живых клеток требуется понять основные механизмы цилиарной формирования и патогенеза.

Caenorhabditis elegans (C. elegans) является хорошей моделью для изучения аксональное транспорта и IFT7,8,9. Соблюдать IFT, Хламидомонада широко используется как модель организма5,6. Хламидомонада это одноклеточные организм, отношения IFT функцией старения, нейронов, и будет трудно анализировать поведение. Кроме того основные генетические методы например ТРИФОСФАТЫ/Cas9 не были применены к Хламидомонада. В высших организмов модели, такие как мышей и дрозофилысрыв аксональное транспорта и IFT часто вызывает смертоносных фенотипов, потому что аксональное транспорта и IFT необходимы для морфогенеза и гомеостаз животных 10, 11. В случае мышей культуры клеток и transfection обычно необходимо соблюдать аксональное транспорта и IFT, которая требует много навыков и обширные время12,13. Кроме того много важных физиологических контекста может быть потеряно в культивируемых клеток и клеточных линий. Потому, что нервная система не является жизненно важным для выживания червей, C. elegans мутантов в котором аксональное транспорта или IFT нарушается зачастую не смертельное7,9,14. Аксональное транспорта и IFT можно непосредственно наблюдать в естественных условиях без вскрытия потому что C. elegans является прозрачным и поэтому легко наблюдать GFP-тегами маркеров.

Существует несколько протоколов для иммобилизации C. elegans, например используя microfluidic устройства15, агарозы колодки с анестезией16, или микрошарики17. Включение анестезии могут препятствовать торговле людьми события в нейроны15. Четкий недостаток метода microfluidic устройство является подготовка microfluidic устройства не всегда легко. Вместо этого иммобилизация агарозы колодки и микрошарики является удобный и простой способ для выполнения визуализации промежуток времени в C. elegans. Здесь, я описать этот основной протокол иммобилизации C. elegans и визуализировать аксональное транспорта и IFT в естественных условиях в C. elegans. Метод, описанный здесь, по сравнению с другими методами, не требует специального оборудования и намного дешевле и проще выполнить.

протокол

1. пробоподготовки

  1. создания трансгенных C. elegans штамм интереса, с использованием методологии трансгенных 18. Кроме того получите соответствующие штаммов от Caenorhabditis центр генетики (CGC). Чтобы визуализировать аксональное транспорта синаптических пузырьков прекурсоров, используйте трансгенные линии wyIs251 [Pmig-13::gfp::rab-3] 7. Соблюдать IFT, получать трансгенные линии mnIs17 [osm-6::gfp] 19. Эти штаммы используются в настоящем Протоколе.
    Примечание: Либо нехромосомной массив, геномных интеграции или даже GFP стук в работах. Чтобы уменьшить сигналов фона, используйте клеток конкретных промоутеров, вместо того чтобы Пан нейронов промоутеров.
    Примечание: Поддержание червей описан в других протоколов 20. Штаммы были сохранены на газоне Escherischia coli ОР50 фидера на нематод рост среднего пластин (НГМ) (1,7% (w/v) агарозы, 50 мм NaCl, 0,25% (w/v) Пептон, 1 мм CaCl 2, 5 мг/мл холестерин, 25 мм х 2 PO 4, 1 мм MgSO 4 на пластиковые блюда диаметром 60 мм) при 20 ° с.
  2. Растут черви при 20 ° C на NGM пластины на любой стадии жизненного цикла червей.
    Примечание: Можно наблюдать аксональное транспорта и IFT на любой стадии. Конце L4 для молодых взрослых является хороший положительный контроль, потому что несколько публикаций использовали эти этапы и визуализировать людьми события 14 , 21 , 22 , 23.

2. Подготовка 10% агарозном

Примечание: многие поставщики предоставляют аналогичные продукты, такие как агар порошок агар и агарозы. Используйте класс электрофореза агарозы (гель прочность > 1200 г/см 2). Дешевые агар порошок не работать, потому что результирующая гель не достаточно сильны, чтобы обездвижить червей.

  1. Mix агарозы 0,4 г в 4 мл дистиллированной воды (DW) в стеклянную трубку (1,5 x 10.5 см). Положите крышку на стеклянную трубку, чтобы избежать испарения.
  2. Поместить стеклянную трубку на 95 ° C тепла блок на 90 мин. Кроме того, подготовить еще один стеклянной трубки (1,5 x 10.5 см), заполнены с DW и держать его на 95 ° C. Поставьте Pasteur накапайте в 95 ° C DW ( рис. 1 А). Много мелких пузырьков будет рассматриваться в трубке агарозы и решение должно быть мутной. Оставьте его до тех пор, пока решение становится ясно. Затем смешайте закупорить вверх и вниз до тех пор, пока решение агарозы становится однородной.
    Примечание: Микроволновые печи не может использоваться для подготовки 10% агарозном решение, когда из DW и агарозы. Маленькие пузырьки, вызванные микроволны предотвратить агарозы плавления. Однако затвердевших 10% агарозном геле легко может быть твореное снова с помощью микроволновой. Стеклянные пробирки, содержащие 10% геля агарозы могут быть подготовлены заранее и хранить при 4 ° C для по крайней мере 6 месяцев. Если сделать это, расплавить акций с использованием микроволновой при необходимости и начните с шага 3 в настоящем Протоколе.
    Примечание: Агарозы постепенно теряет способность укрепить если инкубировали при 95 ° C, долгое время или после повторного кристаллизации и плавления. Если это произойдет, подготовить новые 10% агарозном.

3. Подготовка агарозы Pad

  1. с помощью утепленные Pasteur накапайте подготовлен на шаге 2.2, место 2 капли 10% агарозном на слайде 76 x 22 мм.
  2. Быстро крышка с второй слайд 2 76 x 22 мм до падения агарозы застывает, как показано в рисунке 1 B и нажмите вниз на втором слайде расплющивать агарозы решения. Толщина должна быть 0,5-1 мм.
  3. Быстро промыть пипетку Pasteur дозирования 95 ° c DW вверх и вниз до тех пор, пока решение агарозы вымывается. В противном случае накапайте будет засоряются в агарозном геле. Оставьте пипеткой стоя в 95 ° C DW.
  4. Ждать 1 мин. Pad агарозы формы и становится мутным. Затем сдвиньте слайды друг от друга рукой ( рис. 1 C).

4. Монтаж червей

Примечание: даже небольших количеств движения червь предотвратить хорошее замечание. Левамизол традиционно используется для предотвращения перемещения червь агарозы колодки 24 , 25. Однако левамизол препятствует нейронов рецепторов в C. elegans и поэтому может повлиять на людьми события в нейроны 15. С помощью пенополистирола микрошарики описал hereis хороший альтернативных 17.

  1. Под микроскопом стерео с выдвижная зеркало просвечивания, передачи ~ 30 трансгенных червей, выражая соответствующие маркеры для новой NGM пластина без бактерий с помощью провода платины выбрать.
    Примечание: Выбор провода платины изготовлен из платиновой проволоки и пипетка Пастера (5 дюймов), и плоский кончик провода платины. Подготовка провода платины выборка и обработка червей с этими описаны в Wormbook (http://www.wormbook.org).
  2. Оставить пластину за 1 мин бактерии автоматически удаляются из поверхностей червей, как черви двигаться на геле агарозы NGM без бактерий.
  3. Положите в 0,5-1,0 мкл падение 2,6% 100 Нм диаметр полистирола микрошарики в воде на площадку агар ( рис. 1 D). Передать 10-20 червей от бактерии, свободной NGM пластины микрошарики. Падение и распространение червей, используя провод платины выбрать, чтобы избежать дублирования червь органов ( рис. 1 E).
  4. Применяются coverslip 2 22 x 40 мм ( рис. 1 F). Аккуратно нажмите удалить пузырьки воздуха, но избегать дробления червей. Образец теперь готова к визуализации.
    Примечание: Поскольку администрируется без анестезии, черви фиксируются только силы трения, порожденных агар колодки, полистирола микрошарики и coverslip 17. Присутствие бактерий фидер или слишком много решение сделает силы трения слабее.
    Примечание: Различные размеры coverslips (например, 22 x 22 мм 2, 18 x 18 мм 2) работы. Однако, более coverslips может предотвратить погружения воды или масла от объектива, просачивается в образцов во время наблюдения.

5. Наблюдения

Примечание: соответствующие параметры обработки изображений (мощность лазера, прибыль, биннинг и т.д.) будут отличаться для каждой системы микроскопа и камеры. Здесь используется widefield микроскоп оснащен спиннинг диск конфокальный сканер и цифровая камера CCD.

  1. Установите регулятор температуры этапа до 20 ° C, или настроить комнатной температуры до 20 ° C.
  2. Поместить образец слайда на микроскопа. Использовать 100 x (числовая апертура = 1.3 или лучше) объектив.
  3. Посмотрите на областях, указанных в рисунке 2 A (для wyIs251 и аксональной транспорта) или B (для mnIs17 и IFT) Рисунок 2 как позитивные элементы управления . Другие области могут быть проанализированы как хорошо 22.
  4. Набор параметров (CCD прибыль = 200, Binning = 1 или 2, мощность лазера на 488 нм = 1,0-1,3 МВт). Выполнять запись промежуток времени в 4 кадров в секунду до 1 мин сохранять файлы как mutli-TIFF формат.
    Примечание: Если GFP сигналов исчезают, и это трудно продолжать наблюдать за GFP::RAB-3 или OSM-6::GFP за 30 сек, мощность лазера является слишком сильным. В этом случае уменьшите мощность лазера. И наоборот если не везикулярного движение записывается, мощность лазера является слишком слабым. В этом случае, увеличить мощность лазера.
  5. Наблюдать различные червя и повторите 5.3 и 5.4. Замечания могут длиться до 20 мин, но каждый червь должны быть записаны только один раз, чтобы избежать последствий pповреждения Хото.
    Примечание: Червей было отмечено по крайней мере 20 минут без значительных дефектов 7 , 27 , 28. Более наблюдения может быть возможным, но убежище ' t были протестированы еще. Явный признак нейронов смерти является изменение нейрональных морфология как neurite опухоль. Как можно увидеть слабые сигналы GFP в аксонов и дендритов в wyIs251 и mnIs17, морфология neurite можно легко проверить, просто глядя на аксонов и дендритов. Нейрональных морфология показано на рисунке 2.
  6. Генерировать файлы фильмов.
    1. Открыть мульти TIFF файла с помощью программного обеспечения Фиджи. Перейдите к файлу > Открыть выберите мульти TIFF файл, сохраненный на шаге 5.4.
      Примечание: Фиджи можно скачать на jttps://fiji.sc. Изображения J и плагины могут также использоваться для создания kymographs. Если сделать это, выполните соответствующие инструкции для выбранной плагин.
    2. нажмите " прямоугольное выделение " ( рис. 3, стрелки) и выберите область интереса, рисование прямоугольника с помощью компьютерной мыши (желтый прямоугольник на рисунке 3 A). Перейти к изображению > стеки > средства > Substacks и выберите номера фрагментов, которые включены в фильме. Генерируется substack.
    3. Активировать substack окно, нажав кнопку и перейдите на изображение > Настройка > Яркость/контраст. Окно настройки яркости и контрастности показывает вверх. В окне слайд верхней бар (минимум) вправо так, что фон сигнал исчезает и второй Топ бар (максимум) слева так что перемещение пузырьков и частиц можно увидеть довольно хорошо на фоне.
    4. Перейти к изображению > стеки > штампа времени. Как фильм записывается на 4 кадров/сек на шаге 5.4, временной интервал составляет 0.25 s. Таким образом, тип " 0,25 " в интервале.
    5. Генерировать файл фильма, выбрав Сохранить как > AVI из меню файл (фильм 1 и 2).
      Примечание: С помощью соответствующих плагинов, можно сохранить файл в другие форматы, такие как " mpeg4 " или " mov " файлы.
  7. Генерировать kymographs.
    1. Открыть исходные файлы фильма с помощью программного обеспечения Фиджи снова и повторите шаги 5.6.2 и 5.6.3 для регулировки яркости и контрастности.
    2. Нажмите " сегменты линии " ( рис. 3 B, стрелка). С помощью мыши нарисуйте сегментирована линию вдоль реснички или аксона (желтая линия, в рисунке 3 B).
    3. Перейти к анализу > Multi кимограф > Multi кимограф ( рис. 3 C). Ширина линии окно ( Рисунок 3 D). Тип " 3 " в Linewidth окне и нажмите OK ( Рисунок 3 D).
    4. Кимограф окно создано. Сохранить изображение в формате TIFF или JPEG.

Результаты

Аксональное транспорт в DA9 нейроне
С помощью линии wyIs251 , антероградная и ретроградным аксональное транспорта GFP::RAB-3 может быть одновременно записан в DA9 двигательного нейрона. Средняя скорость антероградная и ретроградным транспорта в проксимальном с?...

Обсуждение

Ограничение в отношении существующих методов
Метод, описанный здесь оптимизирован для наблюдать быстрый события, такие как аксональное транспорта и IFT. Таким образом иммобилизация более приоритетными чем дольше инкубации. Хотя мы были в состоянии наблюдать за людьми событи...

Раскрытие информации

Автор не имеет ничего, чтобы раскрыть.

Благодарности

Автор глубоко спасибо доктор Асако Сугимото (Университет Тохоку) за ее полезные обсуждения. wyIs251 был щедрый подарок от д-ра Кан Шэн (Стэнфордский университет). mnIs17 была предоставлена CGC, которая финансируется Управлением NIH инфраструктуры научно-исследовательских программ (P40 OD010440). Эта работа была поддержана Daiichi Санкё фонд, Наито фонд и фонд науки мозга и JSP-страницы KAKENHI Грант #17 H 05010 и #16 H 06536.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Slideglass (76  x 26 mm)MatsunamiS1111
Coverglass (22  x 40 mm)MatsunamiC024401
AgaroseWako318-01195
Polystylene microbeads 0.1 micronPolysciences#00876
Heat blockTAITEC0063288-000CTU-mini
MicroscopeOlympusIX-71widefield microscope
Spinning disk ScannerYokogawaCSU-X1spinning disc confocal scanner 
Digital CCD cameraHamamatsu PhotonicsC10600-10BORCA-R2 degital CCD camera
Objective lens (x100, NA1.4)OlympusUPLSAPO 100XO
Pasteur pipette (5 inch)IWAKIIK-PAS-5P
Glass tube (1.5 cm diameter x 10.5 cm)IWAKI9820TST15-105NP
TV9211: wyIs251Laboratory of Kang ShenN/A
OTL11: mnIs17Ref. 27, 29N/ASP2101 was backcrossed with wild type for 6 times
Stereo microscopeCarl Zeiss435064-9000-000STEMI 508 
Mirror transillumination unitCarl Zeiss435425-9010-000
platinum wire (0.2 mm)Nilaco Corporationm78483501
60 mm plastic dishFalcon#351007
FijiN/AN/Ahttps://fiji.sc/
nematode growth medium (NGM)  1.7% (w/v) agarose, 50mM NaCl, 0.25% (w/v) Peptone, 1 mM CaCl2, 5 mg/mL Cholesterol, 25 mM KH2PO4, 1 mM MgSO4 

Ссылки

  1. Hirokawa, N., Niwa, S., Tanaka, Y. Molecular motors in neurons: transport mechanisms and roles in brain function, development, and disease. Neuron. 68 (4), 610-638 (2010).
  2. Holzbaur, E. L., Scherer, S. S. Microtubules, axonal transport, and neuropathy. N Engl J Med. 365 (24), 2330-2332 (2011).
  3. Kamiya, R. Functional diversity of axonemal dyneins as studied in Chlamydomonas mutants. Int Rev Cytol. 219, 115-155 (2002).
  4. Scholey, J. M. Intraflagellar transport motors in cilia: moving along the cell's antenna. J Cell Biol. 180 (1), 23-29 (2008).
  5. Rosenbaum, J. L., Witman, G. B. Intraflagellar transport. Nat Rev Mol Cell Biol. 3 (11), 813-825 (2002).
  6. Ishikawa, H., Marshall, W. F. Ciliogenesis: building the cell's antenna. Nat Rev Mol Cell Biol. 12 (4), 222-234 (2011).
  7. Niwa, S., et al. Autoinhibition of a Neuronal Kinesin UNC-104/KIF1A Regulates the Size and Density of Synapses. Cell Rep. 16 (8), 2129-2141 (2016).
  8. Snow, J. J., et al. Two anterograde intraflagellar transport motors cooperate to build sensory cilia on C. elegans neurons. Nat Cell Biol. 6 (11), 1109-1113 (2004).
  9. Ou, G., Blacque, O. E., Snow, J. J., Leroux, M. R., Scholey, J. M. Functional coordination of intraflagellar transport motors. Nature. 436 (7050), 583-587 (2005).
  10. Zhou, R., Niwa, S., Homma, N., Takei, Y., Hirokawa, N. KIF26A is an unconventional kinesin and regulates GDNF-Ret signaling in enteric neuronal development. Cell. 139 (4), 802-813 (2009).
  11. Zhao, C., et al. Charcot-Marie-Tooth disease type 2A caused by mutation in a microtubule motor KIF1Bbeta. Cell. 105 (5), 587-597 (2001).
  12. Niwa, S., Tanaka, Y., Hirokawa, N. KIF1Bbeta- and KIF1A-mediated axonal transport of presynaptic regulator Rab3 occurs in a GTP-dependent manner through DENN/MADD. Nat Cell Biol. 10 (11), 1269-1279 (2008).
  13. Zhou, R., Niwa, S., Guillaud, L., Tong, Y., Hirokawa, N. A molecular motor, KIF13A, controls anxiety by transporting the serotonin type 1A receptor. Cell Rep. 3 (2), 509-519 (2013).
  14. Klassen, M. P., et al. An Arf-like small G protein, ARL-8, promotes the axonal transport of presynaptic cargoes by suppressing vesicle aggregation. Neuron. 66 (5), 710-723 (2010).
  15. Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. Simple microfluidic devices for in vivo imaging of C. elegans, Drosophila and zebrafish. J Vis Exp. (67), (2012).
  16. Chai, Y., et al. Live imaging of cellular dynamics during Caenorhabditis elegans postembryonic development. Nat Protoc. 7 (12), 2090-2102 (2012).
  17. Kim, E., Sun, L., Gabel, C. V., Fang-Yen, C. Long-term imaging of Caenorhabditis elegans using nanoparticle-mediated immobilization. PLoS One. 8 (1), 53419 (2013).
  18. Berkowitz, L. A., Knight, A. L., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. (18), (2008).
  19. Collet, J., Spike, C. A., Lundquist, E. A., Shaw, J. E., Herman, R. K. Analysis of osm-6, a gene that affects sensory cilium structure and sensory neuron function in Caenorhabditis elegans. Genetics. 148 (1), 187-200 (1998).
  20. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  21. Niwa, S. The nephronophthisis-related gene ift-139 is required for ciliogenesis in Caenorhabditis elegans. Sci Rep. 6, 31544 (2016).
  22. Maeder, C. I., San-Miguel, A., Wu, E. Y., Lu, H., Shen, K. In vivo neuron-wide analysis of synaptic vesicle precursor trafficking. Traffic. 15 (3), 273-291 (2014).
  23. Wu, Y. E., Huo, L., Maeder, C. I., Feng, W., Shen, K. The balance between capture and dissociation of presynaptic proteins controls the spatial distribution of synapses. Neuron. 78 (6), 994-1011 (2013).
  24. Dwyer, N. D., Adler, C. E., Crump, J. G., L'Etoile, N. D., Bargmann, C. I. Polarized dendritic transport and the AP-1 mu1 clathrin adaptor UNC-101 localize odorant receptors to olfactory cilia. Neuron. 31 (2), 277-287 (2001).
  25. Fang-Yen, C., Gabel, C. V., Samuel, A. D., Bargmann, C. I., Avery, L. Laser microsurgery in Caenorhabditis elegans. Methods Cell Biol. 107, 177-206 (2012).
  26. Kumar, J., et al. The Caenorhabditis elegans Kinesin-3 motor UNC-104/KIF1A is degraded upon loss of specific binding to cargo. PLoS Genet. 6 (11), 1001200 (2010).
  27. Zheng, Q., et al. The vesicle protein SAM-4 regulates the processivity of synaptic vesicle transport. PLoS Genet. 10 (10), 1004644 (2014).
  28. Blacque, O. E., et al. The WD repeat-containing protein IFTA-1 is required for retrograde intraflagellar transport. Mol Biol Cell. 17 (12), 5053-5062 (2006).
  29. Evans, J. E., et al. Functional modulation of IFT kinesins extends the sensory repertoire of ciliated neurons in Caenorhabditis elegans. J Cell Biol. 172 (5), 663-669 (2006).
  30. Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. A guide to choosing fluorescent proteins. Nat Methods. 2 (12), 905-909 (2005).
  31. Bindels, D. S., et al. mScarlet: a bright monomeric red fluorescent protein for cellular imaging. Nat Methods. 14 (1), 53-56 (2017).
  32. Prevo, B., Mangeol, P., Oswald, F., Scholey, J. M., Peterman, E. J. Functional differentiation of cooperating kinesin-2 motors orchestrates cargo import and transport in C. elegans cilia. Nat Cell Biol. 17 (12), 1536-1545 (2015).
  33. Robison, P., et al. Detyrosinated microtubules buckle and bear load in contracting cardiomyocytes. Science. 352 (6284), 0659 (2016).
  34. Hayashi, S., Okada, Y. Ultrafast superresolution fluorescence imaging with spinning disk confocal microscope optics. Mol Biol Cell. 26 (9), 1743-1751 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

128IntraflagellarCaenorhabditis elegans

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены