АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот документ описывает подробный и очень эффективный протокол для записи одного sensillum из сенсилл basiconica на щупальцы насекомых ротовые органы.

Аннотация

Щупальцы саранчи ротовые, считаются обычными вкусовые органов, которые играют важную роль в выборе пищи саранчи, особенно для обнаружения энергонезависимой химические сигналы через членистоногих chaetica (ранее именовавшаяся терминала членистоногих или Хохлатый сенсилл). Есть теперь больше свидетельств того, что эти щупальцы также имеют функцию обоняния. Одорант рецептор (LmigOR2) и одоранта связывающий белок (LmigOBP1) локализованных версий в нейроны и аксессуаров клетки, соответственно, в сенсилл basiconica щупальцы. Один sensillum запись (ССР) используется для записи ответов нейронов рецепторов одоранта, который является эффективным методом для отбора активных лигандов на конкретных одоранта рецепторы. ССР используется в функциональных исследований одоранта рецепторов в palp членистоногих. Структура сенсилл basiconica, расположенный на купол щупальцы несколько отличается от структуры на антенн. Таким образом при выполнении ССР, вызвал отдушки, некоторые конкретные советы могут быть полезны для получения оптимальных результатов. В этом документе представил подробный и очень эффективный протокол для ССР от насекомых palp членистоногих basiconica.

Введение

Животные эволюционировали широкий спектр влагалище органов, которые чувствуют экзогенных химических сигналов. У насекомых наиболее важным влагалище органы являются усики и щупальцы. На эти органы несколько видов влагалище волосы, называется влагалище членистоногих, иннервируются влагалище нейронов (ДНС) в пределах волоски. ДНС в влагалище членистоногих признать конкретные химические сигналы через сигнала от химических раздражителей электрические потенциалы, которые затем передаются до центральной нервной системы,12,3 .

ДНС выразить различные влагалище рецепторов [например, одорант рецепторов (СПР)], ИОНОТРОПНЫХ рецепторы (IRs) и вкусовые рецепторы (гр) на их мембраны, которые кодируют экзогенных химические сигналы, связанные с различными типами chemosensation 45,,6. Характеристика ДНС является ключом к прояснению молекулярных и клеточных механизмов насекомых chemoreception. Теперь один sensillum запись (ССР) является широко используется техника для характеристика насекомых ДНС в усиков членистоногих многих насекомых, включая мух7,8месяцев, жуки9, тли10,11саранчи, и Муравьи12. Однако, несколько исследований применили ССР насекомых щупальцы13,14,,1516,17, потому что сделать конкретные структуры их членистоногих Электрофизиологические запись трудно18.

Стаи саранчи (прямокрылые) часто вызывают серьезные урожая ущерба и экономических потерь19. Считается, что щупальцы играть важную роль в выборе пищи саранчи20,21,,2223,24. Два типа влагалище членистоногих расследуются сканирующего электронного микроскопа (SEM). Обычно на каждом купол саранчи щупальцы18наблюдаются 350 сенсилл chaetica и 7-8 сенсилл basiconica. Сенсилл chaetica являются вкусовые членистоногих, которые чувствуют энергонезависимой химические сигналы, тогда как сенсилл basiconica имеют функцию обоняния, зондирования летучие химические сигналы.

На саранчи щупальцы, диаметры разъемам волос сенсилл basiconica (ОК. 12 мкм), гораздо больше, чем те из сенсилл chaetica (ОК. 8 мкм)18,25. Кутикулярного стена сенсилл basiconica на щупальцы гораздо толще, чем усиков членистоногих18. Кроме того купол palp имеет жидкости содержимое в пределах очень гибкий кутикулы. Эти характеристики означают, что проникновение с микроэлектродные и приобретения хороших электрофизиологических сигналов является более сложным, чем для усиков членистоногих. В этом документе представлен подробный и очень эффективный протокол ССР для саранчи palp членистоногих basiconica с видео.

протокол

1. Подготовка документов и насекомых

  1. Подготовка Вольфрам электроды и стимулы решения
    1. Исправить новый Вольфрамные проволоки (0,125 мм, длина 75 мм) в микроманипулятор и заточить его в 10% (w/v) натрия нитрита (NaNO2) раствор в шприц 10 V предусмотрено около 1 мин под стереомикроскопом (40 кратном) от источника питания.
    2. Падение заостренный Вольфрамные проволоки неоднократно в 10% раствор NaNO2 , около 4 мм в 5 V в < 1 мин (рис. 1A).
    3. Изучите диаметр затачиваемых вольфрама кончика часто под стереомикроскопом, до тех пор, пока это нормально проникнуть кутикулы саранчи palp обонятельных sensillum (рис. 1B).
    4. Подготовка решений стимул. Развести каждого вещества химические стимулы в минеральном масле. Разбавьте 1-nonanol и Пеларгоновая кислота в разведениях 10%. Разбавьте E-2-гексенала и гексенала на 10-2, 10-3, 10-4и 10-5.
    5. Подготовить Пастер трубы, перевозящих раздражители: вставьте трубки Пастер полоски фильтровальной бумаги (длиной 2 см, ширина 0,5 см), добавить решения разреженных стимул (каждый 10 мкл) полоски фильтровальной бумаги, а затем подключите Пастер трубки с наконечники (1 мл).
  2. Подготовить насекомых
    1. Задние саранчи (салат migratoria) с свежий пшеничный саженцев в переполненном условиях при относительной влажности воздуха 60% и температуре 28-30 ° C фотопериода 18:6 h (свет: темный). Выберите 1 - 3-дневных 5й Инстар саранчи нимф и удалить антенн с хорошо ножницы избежание какого-либо вмешательства при записи.
  3. Подготовка держателя верхнечелюстной palp саранчи
    1. Используйте на стеклянное скольжение (25 мм x 75 мм) в качестве базы верхнечелюстной palp держателя (MPH). Придаем угол стекла слайда с двухсторонний скотч пластиковые кусок (1 мм в высоту, 10 мм в ширину, 35 мм в длину) и наконец исправить покровным стеклом (18 x 18 мм) на вершине пластиковые кусок с двухсторонний скотч. Место небольшой кусочек Красного резиновые ленты на обложке стекло как слой не скольжению. Пластиковые кусок и Стекло покровное представляют собой платформу для palp саранчи. Высота платформы составляет около 1,5 мм.
    2. Установите Вольфрамные проволоки (0,125 мм, длина 36 мм) на расстоянии 1,5 мм параллельно внутри края платформы. Прикрепите два концы проволоки на платформу с двухсторонний скотч.

2. Подготовка верхнечелюстной щупальцы саранчи

  1. Пополам пластиковых пробирок (1,5 мл) вертикально и отрезать дно. Место саранчи в подготовленных трубку. Оставьте вентральной региона и руководитель саранчой подвергается. Исправьте Ассамблея на стекло слайд с двухсторонний скотч (рис. 2A).
  2. Тяните правой верхнечелюстной palp на платформу.
  3. Положите Вольфрамные проволоки на четвертом этапе palp. Место клеевой шпаклевки на каждой стороне вольфрамовой проволоки, около 2 мм от верхнечелюстной palp (рисунок 2A и 2B).

3. единый Sensillum записи

  1. Место подготовки верхнечелюстной palp саранчи под микроскопом на малое увеличение (100 X). Отрегулируйте положение подготовки до тех пор, пока palp перпендикулярной записи электрода (рис. 3A).
  2. Вставьте ссылку электрода (вольфрамовым электродом) в глаз саранчи, с помощью микроманипулятор. Переместите запись электрода (вольфрамовым электродом) близко к верхнечелюстной palp с микроманипулятор (рисунок 3B и 3 C).
  3. Настройка устройства доставки запах около 1 см от верхнечелюстной palp (рис. 3B).
  4. Откройте программное обеспечение для записи 32 Спайк Auto. Задайте параметры записи следующим: запись шкалы на 500 мкВ; высокая среза фильтра на 300 Гц, низкого среза на 200 Гц; и pretrigger на 10 s.
  5. Подключиться электродом записи 10 x универсальные AC/DC усилитель.
  6. Переключатель микроскоп для большого увеличения (500 X). Вставьте основание basiconic sensillum на верхнечелюстной palp записи электрода и деликатно настроить запись электрода для получения хорошего спонтанное шипы (рис. 3D).
  7. Откройте стимул контроллер доставить непрерывного воздушного потока в 20 мл/s. установить время стимуляции 1 s. запись сигналов для 10 s, начиная с 10 s до наступления стимул импульса.
  8. Используйте 10 x универсальные AC/DC усилитель для усиления сигналов. Подавать сигналы в IDAC 4. Анализировать сигналы с программным обеспечением Auto Спайк 32. Переменного тока сигналы являются фильтруемый полосовые между 200 до 300 Гц. использование Auto Спайк 32 различать пик корыто амплитуды шумов. Вычисление спонтанной частоты ответов нейронов как увеличение частоты потенциал действия (шипы в секунду). Выполните статистический анализ с использованием GraphPad Призма 7.

Результаты

Два подтипа членистоногих (pb1 и pb2) на верхнечелюстной palp саранчи определяются на основании динамики различных ответ к химической отдушки (1-nonanol 10% и 10% Пеларгоновая кислота). Нейронов в pb1 производят значительно больше шипов в 1-nonanol чем Пеларгоновая кислота при нейронов ...

Обсуждение

Насекомых полагаются на щупальцы обнаружить запахи пищи, и считается, что их щупальцы играть важную роль в видообразования13,27. Щупальцы являются простые органы обоняния и получают все большее внимание как привлекательная модель для изучения neuromolecular сет...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке гранта от Фонда национального естественных наук Китая (No.31472037). Любое упоминание о торговых наименований или коммерческих продуктов в этой статье исключительно с целью предоставления конкретной информации и не подразумевает рекомендацию.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Tungsten wireADVENTW559504Used for making the electrode and fixing the palp
NaNO2Sigma-aldrich563218-25GUsed for sharpening the tungsten wire
AC Power SupplySyntechA2-70Providing the voltage in sharpening the tungsten wire
StereoscopeMoticSMZ-163Used for observing the sharpening of tungsten wire
MicroscopeOlympusW-51Used for observing the sensilla on locust maxillary palp
Intelligent Data Acquisition ControllerSyntechIDAC-4Real-time on screen display of all signals before and during recording
Stimulus controllerSyntechCS-55Used for controlling the stimulus application
Electronic micromanipulatorC.M.D.TCFT-8301DUsed for minor movement of the recording electrode
MicromanipulatorNarishigeMN-151Used for minor movement of the reference electrode
SpeakerEDIFIERR101T06Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal
Magnetic basePDOKPD-101Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube
Vibration Isolation TableTianHeHAP-100-1208Used for isolating the vibration from the equipment
Glass slideCITOGLASZBP-407Used for making the base for the MPH
Blu-tackBostikBlu-tack-45gFixing the tungsten wire
Pasteur tubeYAREWITEGPlacing the filter paper containing stimuli solutions

Ссылки

  1. Carey, A. F., Carlson, J. R. Insect olfaction from model systems to disease control. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).
  2. Leal, W. S. Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes. Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).
  3. Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).
  4. Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna. Cell. 96 (5), 725-736 (1999).
  5. Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila. Cell. 136 (1), 149-162 (2009).
  6. Vosshall, L. B., Stocker, R. F. Molecular architecture of smell and taste in Drosophila. Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).
  7. de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
  8. Roelofs, W., et al. Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).
  9. Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae). Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).
  10. Zhang, R., et al. Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids. Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).
  11. Cui, X., Wu, C., Zhang, L. Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).
  12. Sharma, K. R., et al. Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna. Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).
  13. de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp. Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).
  14. Syed, Z., Leal, W. S. Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus. Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).
  15. Lu, T., et al. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).
  16. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).
  17. Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide. Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).
  18. Blaney, W. The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.). Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).
  19. Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. Chemical ecology of locusts and related acridids. Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).
  20. Chapman, R. F. Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects. Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).
  21. Chapman, R. F., Sword, G. The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae). Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).
  22. Winstanley, C., Blaney, W. Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding. Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).
  23. Blaney, W., Duckett, A. The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study. Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).
  24. Blaney, W. Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes. Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).
  25. Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae). Anthropod Structure & Development. 35 (1), 47-56 (2006).
  26. Zhang, L., Li, H., Zhang, L. Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart. International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).
  27. Dweck, H. K. M., et al. Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction. eLife. 5, e14925 (2016).
  28. Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).
  29. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).
  30. Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility. Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).
  31. Syed, Z., Leal, W. S. Electrophysiological measurements from a moth olfactory system. Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).
  32. Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits. Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).
  33. Liu, F., Liu, N. Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals. Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

136sensillumpalpbasiconica

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены