JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает метод для записи по убыванию электрической активности Drosophila melanogaster центральной нервной системы, с тем чтобы экономически эффективным и удобным, тестирование фармакологических агентов, генетические мутации нейронных белков, и/или роль неисследованных физиологические пути.

Аннотация

Большинство имеющихся в настоящее время инсектицидов целевой нервной системы и генетические мутации беспозвоночных нейронных белков зачастую дают пагубные последствия, тем не менее нынешние методы для записи активности нервной системы человека животных является дорогостоящим и трудоемким. Этот всасывания электрода подготовка третьего возраста личиночной центральной нервной системы Drosophila melanogaster, шансов справиться с возникающими система для тестирования физиологические эффекты нейроактивный агентов, определение физиологической роли различных нейронных пути к деятельности ЦНС, а также влияние генетических мутаций нервные функции. Эта подготовка ex vivo требует только вмеру рассекает мастерство и электрофизиологические опыта для создания воспроизводимых записей насекомых активности нейронов. Широкий спектр химических модуляторы, включая пептиды, затем может применяться непосредственно к нервной системе в растворе с физиологического раствора для измерения влияния на деятельность ЦНС. Кроме того, генетические технологии, такие как GAL4/Уан системы, могут применяться самостоятельно или в сочетании с фармакологическими агентами, чтобы определить роль конкретных ионных каналов, перевозчиков или рецепторов членистоногих функции ЦНС. В этом контексте анализов, описанные здесь, представляют значительный интерес инсектицидами токсикологов, насекомое физиологи и развития биологов, для которых D. melanogaster — организм, созданной модели. Цель настоящего Протокола заключается в описания электрофизиологических метод для включения измерения электрогенез центральной нервной системы в модели насекомых, Drosophila melanogaster, что полезно для тестирования различных научных гипотезы.

Введение

Общая цель этого подхода является возможность исследователям быстро измерить электрогенез центральной нервной системы (ЦНС) в модели насекомых, Drosophila melanogaster. Этот метод является надежной, быстро и экономически эффективно выполнять физиологические и токсикологических экспериментов. Центральной нервной системы имеет важное значение для жизни и, следовательно, физиологические пути критического для правильной работы нейронных были изучены широко в усилии понять или изменять нервные функции. Характеристика сигнальных путей в пределах членистоногих ЦНС позволило открытие нескольких химических классов инсектицидов, которые нарушают беспозвоночных нейронные функции для смертности при ограничении последствий пробить. Таким образом возможность измерения нейронной активности насекомых имеет значительный интерес в области физиологии насекомых токсикологии и поскольку нервной системы является ткани-мишени большинство инсектицидов развернутый1. Тем не менее, продолжение роста фундаментальных и прикладных знаний, касающихся насекомых нервной системы требует передовых нейрофизиологических методов, которые ограничены в возможности, так как существующие методы являются трудоемкими и требуют высокий счет, насекомое нервных клеток линии ограничены, или имеется ограниченный доступ к центральной синапсы большинства членистоногих. В настоящее время характеристика большинства насекомых нейронных белков требует в цель, чтобы быть клонированный и участием выраженной для последующих лекарств и электрофизиологические записи, как было описано для насекомых внутрь выпрямителя калиевых каналов2 , насекомое рианодиновыми рецептор3, комаров напряжения чувствительных К+ каналов4и др. Чтобы смягчить требования гетерологичных выражения и потенциал для низких функциональных выражение, Bloomquist и коллеги, целью побудить нейрональных фенотип в культивированный клетки Spodoptera frugiperda (Sf21) как новый метод для Инсектицид обнаружения5,6. Эти методы обеспечивают допустимый подход для разработки новой химии, но они зачастую создают непреодолимым препятствием для характеристика фармакологических агентов, выявление механизмов резистентности к инсектицидам, и характеристика из основных физиологических принципов. Здесь мы описываем метод ex vivo , который позволяет запись электрической активности от модели насекомое, которое имеет ковкого генетики7,8,9 и известное выражение модели нейронных комплексов10,11,12 чтобы характеристика механизмов сопротивления на уровне нервных, режим действий недавно разработанных лекарственных препаратов и других токсикологических исследований.

Дрозофилы, D. melanogaster, является общей модели организма для определения насекомых нейронных систем или инсектицид механизм действия и был создан как организм хорошо подходит модель для изучения токсикологические13, фармакологические14 ,15, нейрофизиологические16и патофизиологические17,18,,1920 процессов позвоночных. D.melanogaster является holometabolous насекомых, выполняющий полный метаморфоза, включая стадии личинки и куколки до достижения стадии репродуктивного взрослых. На протяжении всего процесса развития нервной системы подвергается значительной реконструкции на различных этапах жизни, но личинок ЦНС будет в центре внимания этой методологии. Полностью разработанные личиночной ЦНС анатомически прост с грудной и брюшной сегментов, которые сливаются и образуют вентральной ганглия, который представляет массив, неоднократно и почти идентичны neuromeric единиц21,22. По убыванию нервы мотора происходят из хвостового конца подглоточный ганглий и спускаются к иннервируют мышцы стенки тела и висцеральных органов личинки. Рисунок 1 описывает анатомии личиночной дрозофилы ЦНС.

Дрозофилы гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) развивается в конце эмбриогенеза и образуется subperineurial глиальных клеток (SPG)21. SPG клетки образуют многочисленные filopodia как процессы, которые разбросаны наладить непрерывный, очень плоский, эндотелия, как лист, который охватывает весь дрозофилы ЦНС23. Дрозофилы BBB имеет сходство с позвоночных BBB, который включает сохранение гомеостаза нейронных микроокружения, контролируя проникновение питательных веществ и ксенобиотиков в ЦНС21. Это является предпосылкой для надежной нейронных передачи и функции, пока защита ЦНС, BBB ограничивает проникновение синтетических наркотиков, большинство пептидов и другие ксенобиотиков24,25, который вводит потенциал проблемы при характеристике потенции мелкомолекулярных модуляторов. Данный метод использует простой перерезка нарушить этот барьер и фармакологические доступ к центральной синапсы.
Самая большая сила описывается методология является простота, воспроизводимость и относительно высокой пропускной способности присущие этой системе. Протокол является относительно легко освоить, установки требует мало места, и только первоначальный финансовый вклад необходима, которая сводится к реагентов и расходных материалов. Кроме того описан метод полностью исправимый записи Центральной убыванию активности нервных дом мухи, Муха domestica26.

протокол

1. оборудование и материалы

  1. Подготовьте необходимые компоненты (перечислены в Таблице материалов) электрофизиологии буровой установки для выполнения записи всасывания электрода дрозофилы ЦНС.
    Примечание: До экспериментов, необходимо построить камеры для рассечения дрозофилы ЦНС и использоваться для купания ганглиев в солевой раствор во время записи. Ниже приводится пошаговое изложение строительной палаты.
  2. Подготовьте личиночной камеры.
    1. Расплава черный воск, используя плита.
    2. Налейте в камеру, которая имеет максимальный объем 2-2,5 мл 2 мл расплавленного воска.
    3. Пусть прохладном воска и затвердеть в течение приблизительно 2 ч.
    4. Используйте лезвие бритвы вырезать отверстие в закаленной воска, который будет содержать объем 500 мкл, который имеет площадь примерно 0,5 см2 и глубиной примерно 0,25 см.

2. оборудование и конфигурация программного обеспечения

Примечание: Установка внеклеточного записи кратко описывается ниже.

  1. Подготовьте оборудование для записи и dissection.
    1. Расположите Подготовка тканей, Микроскоп, всасывания электрода, микроманипуляторы, источник света внутри клетки Фарадея для снижения шума и устранения посторонних электрических полей (рис. 2).
    2. Подключение (желательно спаять) земли и позитивные провода на экранированные крокодил, которые будут подключены к держателю ванна и микроэлектродные соответственно.
      Примечание: Паяные и подвергаются провода может быть покрыта алюминиевой фольгой, чтобы уменьшить шум.
    3. Соедините земли и позитивные проводов ввода 1 AC/DC дифференциальный усилитель.
    4. Подключите к AC/DC дифференциального усилителя системы сбора данных , подключив кабель штык Нейл-Concelman (BNC) от ввода 1 система сбора данных на канале 1 выход усилителя.
      Примечание: Рекомендуется включить выпрямитель шум 50/60 Гц между сбора данных и усилитель. Требуется использование BNC Т-коннектор.
    5. При желании, включают в себя аудио монитора в установку, подключив ввода 1 аудио монитора для ввода 1 программного обеспечения сбора данных.
    6. Наполните шприц 10 мл физиологического раствора и подключите его к порту давления держатель электрода.
      Примечание: Убедитесь, что нет пузырьков воздуха существуют между шприц, гранулах Ag/AgCl и открытия электрода.
  2. Подготовка программного обеспечения для записи и рассечение.
    Примечание: Изложение методов для установки программного обеспечения основана на приобретение/анализ программного обеспечения, перечисленных в Таблица материалов , который будет оцифровывать сырье производства электроэнергии и преобразовать данные для всплеска частоты. Однако другое программное обеспечение может использоваться и множественные записи преобразования могут быть использованы.
    1. Откройте программное обеспечение приобретения/анализа.
    2. Нажмите на «настройки» на главной панели инструментов и выберите «параметры канала, «которые откроет диалоговое окно.
    3. Уменьшить количество каналов, всего три.
    4. Для канала 1, выберите диапазон 100 МВ.
    5. Для канала 2 Нажмите на вкладке «вычисления», которая откроется раскрывающееся меню. Выберите «циклических измерений,» которые откроется второе диалоговое окно.
    6. Выберите канал 1 в качестве источника. В выпадающем меню измерения, выберите подразделение Спайк на мероприятиях. Наконец в области Параметры обнаружения из раскрывающегося меню выберите простой порог.
    7. Чтобы преобразовать электрической активности в участке Скорость выражена в герцах, 3rd канал должен быть установлен в арифметических режим: В окне ввода, введите «1000*smoothsec(ch2,2)». Затем выберите, как единицы раскрывающегося меню Герц.
      Примечание: Успешное записи могут быть выполнены с несколько различных запись установок, но «Единица Спайк на события и простой порог» является вероятно самым простым, так как он позволяет регулировка порога выше фоновой активности для каждого человека запись. Записи в параметр «Custom-источник ввода» увеличить воспроизводимость данных, предполагая, что фоновой активности не отличается от записей.
    8. Закройте диалоговые окна для возврата к главному экрану. Оси y должны быть выражены в Гц и оси времени.

3. вскрыть и подготовить личиночной дрозофилы ЦНС

Примечание: Методы для личинок ЦНС рассечение четко проиллюстрировано в Hafer и Schedl27, но эти опубликованные ранее методы уменьшения длины убыванию нейронов, которые важны для измерения частоты Спайк. Здесь дополнительный метод изложена на акцизный личиночной ЦНС, что долго, сохраняет нетронутыми по убыванию нейронов.

  1. Физиологический подготовка.
    1. Подготовьте диссекции и солевых записи на следующее в мм28: 157 NaCl, 3 KCl, 2 CaCl2, 4-2-[4-(2-hydroxyethyl)piperazin-1-yl]ethanesulfonic кислота (HEPES); Титруйте pH до 7,25.
  2. Вскрыть личиночной дрозофилы ЦНС.
    1. Идентифицировать и извлекать блуждающих третьей instar Drosophila melanogaster из культуры флакона и место в 200 мкл концентрированного солевого раствора (рис. 3A).
    2. Захватите рот крючки с парой тонкой щипцов и понять живота личинка второй парой щипцов (рис. 3B).
      Примечание: Не применяются слишком большое давление в брюшную полость, как это может привести к срывать тонкий кутикулярного слоя личинка.
    3. Осторожно потяните рот крючки и живота в разных направлениях, чтобы отделить хвостовой конец личинка из области головы и разоблачить внутренностей личинка (рис. 3 c).
      Примечание: ЦНС будет связана с трахеи и пищеварительного тракта. Не режьте ЦНС от любой ткани для предотвращения резки по убыванию периферических нервов.
    4. Дразнить ЦНС из пищеварительного тракта и трахеи с щипцами (рис. 3D).
    5. При необходимости, срывать гематоэнцефалический барьер, вручную transecting задней мозговой лопастями ЦНС с беззаботными весной ножницами.
      Примечание: Это должно быть сделано основаны на свойствах физико химического вещества, используемого. Красная линия в рисунке 4A является точкой предложил перерезка и пересекал ЦНС с нетронутыми по убыванию периферических нервных стволов, показано на рисунке 4В. Пересекал ЦНС готова к экспериментам после завершения шага 3.2.5.

4. внеклеточного запись дрозофилы ЦНС.

  1. Подготовка ЦНС для записи.
    1. Выньте Стеклянный электрод пипетку из боросиликатного стекла капилляров к сопротивлению 5-15 mΩ.
    2. Вставьте пересекал ЦНС в зале воск, содержащий 200 мкл концентрированного солевого раствора. Зажим немелованной насекомых ПИН с Аллигатор клип припаян провод и вставьте штифт в солевой раствор для завершения схемы.
    3. С помощью микроманипуляторов, Ориентируйте электрода в хвостовой конец пересекал ЦНС. Исключите запись фонового шума, регулируя порогового уровня в приобретение/анализ программного обеспечения, прежде чем связываться со периферических нервных стволов.
    4. Нарисуйте любой удобный периферических нервов в всасывания электрода, применяя небольшое отрицательное давление на шприц.
      Примечание: Базовый, выпустив частота коррелируется с количество нейронов, втянуты в электрода, где больше нейронов часто приведет к увеличению сопротивления электрода.
  2. Начните запись внеклеточного ЦНС, по убыванию активности нервных.
    1. Начать запись программы для сбора данных и мониторинга исходных условий стрельбы частоты. Разрешить скорострельность сбалансировать за 5 мин до сбора базовых, выпустив скорость передачи данных.
    2. Отменить подготовку и записи, если стрельбы управления лечения является не разрывной шаблон подобен показанному на рисунке 5А.
      Примечание: Измененный шаблон стрельбы предлагает ненормальное или нестабильной активность Центральной Шаблон генератора, который может изменить нервные функции.
    3. После 5 минут добавьте 200 мкл физраствора + автомобиль довести общий объем камеры до 400 мкл начать запись контрольный обжиг ставок.
    4. После установленного (3-5 мин), базовые вывести 200 мкл раствора и 200 мкл экспериментальной агента, солюбилизирован в солевой раствор.
      Примечание: Диметилсульфоксид (ДМСО) Рекомендуемый растворитель для липофильных соединений и не должна превышать 0,1% v/v.
    5. Применять препарат концентрации последовательным образом (низкой до высокой концентрации) и записывать каждый концентрации для выбора периода времени (определяется следователь, основываясь на свойствах химических наркотиков29). Ярлык этот момент применения наркотиков в приобретение/анализ программного обеспечения, включая комментарий, который включает в себя препарата и конечная концентрация.
      Примечание: Стрельбы деятельность ЦНС сократится примерно на 10-20% после 30-50 мин после рассечения и таким образом, соответствующие необработанные элементы управления должны быть выполнены, и медикаментозного лечения не должен превышать этот период времени.
  3. Проанализируйте данные.
    Примечание: Несколько анализа может быть проведена на собранных данных, такие как изменения в потенциал действия очередей29, Спайк амплитуда сигнала и время курс и определение частот средней Спайк после наркотиков лечения26,30 , 31 , 32. наиболее распространенным является определяющим влиянием наркотиков имеет частот средней Спайк за определенный период времени, который описан ниже.
    1. Табулирование частот средней Спайк, выбрав весь регион интереса (то есть, медикаментозное лечение период времени) и определить частот средней Спайк автоматически через «Datapad», расположенный на главной панели инструментов анализа приобретения программное обеспечение.
    2. Определите частоту среднее Спайк ЦНС после медикаментозного лечения средняя всплеска частоты управления транспортного средства (базовых). Рассчитать процент изменения стрельбы курс после лечения по формуле: (лечение частоты/базовой частоты) × 100.
    3. Используйте среднее всплеска частоты или процент стрельбы контроля для каждой концентрации для построения кривой отклика концентрации с стандартом, изображая диаграммой программного обеспечения.
    4. Выполнение статистического анализа (например, непарные t-тест) для определения значимости между моментами времени, концентрации или лекарств.
      Примечание: Существует два основных метода для создания и анализа концентрация реакция кривых. Первый метод является одна концентрация на индивидуальной подготовки. Здесь всплеска ставка единого концентрации нормируется базовых Спайк ставки для каждого приготовления. Преимущества уменьшаются сбежать из-за подготовки сократил время записи, в то время как ловушки увеличиваются рассечение времени потому, что этот метод будет состоять из 5-7 отдельных ЦНС препаратов в концентрации, и больше ошибка бары усредненные данные набор. Второй способ — несколько концентрации на индивидуальной подготовки. Здесь Спайк ставки для каждого из 3-5 концентрации нормализуются к той же скоростью Спайк базовых. Преимущества меньше время вскрытия и меньше изменчивости между реплицирует для концентрации наркотиков, в то время как ловушки являются требованием быстродействующий препарат и неизвестных воздействия предыдущего лечения концентрация наркотиков на последующих химических обработок.

Результаты

Спонтанной активности по убыванию периферических нервов, вытекающих из дрозофилы центральной нервной системы могут быть записаны с помощью внеклеточного всасывания электроды с последовательной воспроизводимость. Спонтанная активность подакцизным и пересека?...

Обсуждение

Подробности условии в связанные видео и текст ключевые шаги для записи активности и Спайк выполнять частота дрозофилы ЦНС ex vivo. Рассечение эффективности является наиболее важным аспектом метода, потому что короткое или несколько убыванию нейронов уменьшит базовые, выпустив ...

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить г-жа Чен Rui для рассечения и образы дрозофилы ЦНС, показанные на рисунках.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Drosophila melanogaster (strain OR)Bloomington Drosophila Stock Center2376
Vibration isolation tableKinetic Systems9200 series
Faraday CageKinetic SystemsN/A
Dissecting Microscope on a BoomNikonSMZ800NMultiple scopes can be used; boom stand is critical
AC/DC differential amplifierADInstrumentsAM3000HThe model 1700 can be used instead of the model 3000
audio monitorADInstrumentsAM3300
Hum Bug Noise EliminatorA-M Systems726300
Data Acquisition System (PowerLab)ADInstrumentsPL3504Multiple PowerLab models can be used.
Lab Chart Pro SoftwareADInstrumentsN/A - Online Download
Fiber Optic LightsEdmund Optics89-740Different light sources can be used, but fiber optics are the most adaptable
MicromanipulatorWorld Precision InstrumentsM325
Microelectrode HolderWorld Precision InstrumentsMEH715Different models are acceptable
BNC cablesWorld Precision Instrumentsmultiple based on size
Glass CapillariesWorld Precision InstrumentsPG52151-4
Microelectrode PullerSutter InstrumentsP-1000Also can use Narashige PC-100
Black WaxCarolina Biological Supply974228
Non-coated insect pins, size #2Bioquip1208S2
Fince ForcepsFine Science Tools11254-20
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-03

Ссылки

  1. Sparks, T. C., Nauen, R. IRAC: Mode of action classification and insecticide resistance management. Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 122-128 (2015).
  2. Swale, D. R., et al. An insecticide resistance-breaking mosquitocide targeting inward rectifier potassium channels in vectors of Zika virus and malaria. Scientific Reports. 6, 36954 (2016).
  3. Troczka, B. J., et al. Stable expression and functional characterisation of the diamondback moth ryanodine receptor G4946E variant conferring resistance to diamide insecticides. Scientific Reports. 5, 14680 (2015).
  4. Bloomquist, J. R., et al. Voltage-sensitive potassium KV2 channels as new targets for insecticides. Biopesticides: State of the Art and Future Opportunities. 1172, 71-81 (2014).
  5. Jenson, L. J., Bloomquist, J. R. Role of serum and ion channel block on growth and hormonally-induced differentiation of Spodoptera frugiperda (Sf21) insect cells. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 90 (3), 131-139 (2015).
  6. Jenson, L. J., Sun, B., Bloomquist, J. R. Voltage-sensitive potassium channels expressed after 20-Hydroxyecdysone treatment of a mosquito cell line. Insect Biochemistry and Molecular Biolology. 87, 75-80 (2017).
  7. Chintapalli, V. R., Wang, J., Dow, J. A. Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease. Nature Genetics. 39 (6), 715-720 (2007).
  8. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife. Genesis. 34 (1-2), 1-15 (2002).
  9. St Johnston, D. The art and design of genetic screens: Drosophila melanogaster. Nature Reviews Genetics. 3 (3), 176-188 (2002).
  10. Luan, Z., Li, H. S. Inwardly rectifying potassium channels in Drosophila. Sheng Li Xue Bao. 64 (5), 515-519 (2012).
  11. Muenzing, S. E. A., et al. Larvalign: Aligning gene expression patterns from the larval brain of Drosophila melanogaster. Neuroinformatics. 16 (1), 65-80 (2017).
  12. Sprecher, S. G., Reichert, H., Hartenstein, V. Gene expression patterns in primary neuronal clusters of the Drosophila embryonic brain. Gene Expression Patterns. 7 (5), 584-595 (2007).
  13. Zhou, S., et al. A Drosophila model for toxicogenomics: Genetic variation in susceptibility to heavy metal exposure. PLoS Genetics. 13 (7), e1006907 (2017).
  14. Manev, H., Dimitrijevic, N. Drosophila model for in vivo pharmacological analgesia research. European Journal of Pharmacology. 491 (2-3), 207-208 (2004).
  15. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacological Reviews. 63 (2), 411-436 (2011).
  16. Hekmat-Scafe, D. S., Lundy, M. Y., Ranga, R., Tanouye, M. A. Mutations in the K+/Cl- cotransporter gene kazachoc (kcc) increase seizure susceptibility in Drosophila. Journal of Neuroscience. 26 (35), 8943-8954 (2006).
  17. Whitworth, A. J., et al. Increased glutathione S-transferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson's disease. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 102 (22), 8024-8029 (2005).
  18. Watson, M. R., Lagow, R. D., Xu, K., Zhang, B., Bonini, N. M. A Drosophila model for amyotrophic lateral sclerosis reveals motor neuron damage by human SOD1. Journal of Biological Chemistry. 283 (36), 24972-24981 (2008).
  19. Rajendra, T. K., et al. A Drosophila melanogaster model of spinal muscular atrophy reveals a function for SMN in striated muscle. Journal of Cell Biology. 176 (6), 831-841 (2007).
  20. Chan, H. Y., Bonini, N. M. Drosophila models of human neurodegenerative disease. Cell Death and Differentiation. 7 (11), 1075-1080 (2000).
  21. Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium. Frontiers in Neuroscience. 8, 365 (2014).
  22. Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. L., Whitington, P. M., Technau, G. M. Morphological characterization of the entire interneuron population reveals principles of neuromere organization in the ventral nerve cord of Drosophila. Journal of Neuroscience. 31 (44), 15870-15883 (2011).
  23. Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila. Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).
  24. Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).
  25. Abbott, N. J., Dolman, D. E., Patabendige, A. K. Assays to predict drug permeation across the blood-brain barrier, and distribution to brain. Current Drug Metabolism. 9 (9), 901-910 (2008).
  26. Swale, D. R., Sun, B., Tong, F., Bloomquist, J. R. Neurotoxicity and mode of action of N, N-diethyl-meta-toluamide (DEET). PLoS One. 9 (8), e103713 (2014).
  27. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of larval CNS in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (1), 85 (2006).
  28. Bloomquist, J. R. Mode of action of atracotoxin at central and peripheral synapses of insects. Invertebrate Neuroscience. 5 (1), 45-50 (2003).
  29. Bloomquist, J. R., Roush, R. T., ffrench-Constant, R. H. Reduced neuronal sensitivity to dieldrin and picrotoxinin in a cyclodiene-resistant strain of Drosophila melanogaster (Meigen). Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 19 (1), 17-25 (1992).
  30. Mutunga, J. M., et al. Neurotoxicology of bis(n)-tacrines on Blattella germanica and Drosophila melanogaster acetylcholinesterase. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 83 (4), 180-194 (2013).
  31. Chen, R., Swale, D. R. Inwardly rectifying potassium (Kir) channels represent a critical ion conductance pathway in the nervous systems of insects. Scientific Reports. 8 (1), 1617 (2018).
  32. Francis, S. A., Taylor-Wells, J., Gross, A. D., Bloomquist, J. R. Toxicity and physiological actions of carbonic anhydrase inhibitors to Aedes aegypti and Drosophila melanogaster. Insects. 8 (1), 2 (2016).
  33. Swale, D. R., et al. Inhibitor profile of bis(n)-tacrines and N-methylcarbamates on acetylcholinesterase from Rhipicephalus (Boophilus) microplus and Phlebotomus papatasi. Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 85-92 (2013).
  34. Corbel, V., et al. Evidence for inhibition of cholinesterases in insect and mammalian nervous systems by the insect repellent deet. BMC Biology. 7, 47 (2009).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

141

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены