Измерение температуры тела мыши с помощью пирометр инфракрасный пассивный системный анафилаксии и пищевой аллергии оценки

Резюме

Здесь мы представляем новый метод для точного измерения перепадов температур тела в пассивный системный анафилаксии (PSA) и пищевой аллергии мыши модели с помощью инфракрасный термометр. Эта процедура точно дублируется в предыдущие результаты PSA.

Аннотация

Измерение температуры тела мышь имеет первостепенное значение для расследования анафилактический симптомы аллергии и. Ректальные зонды для показания температуры является общим, и они доказали быть точным и неоценимое значение в этом отношении. Однако этот способ измерения температуры требует мышей наркоз для того, чтобы вставить зонд без ущерба для животного. Это ограничивает способность наблюдать другие фенотипы мыши одновременно. Для того, чтобы исследовать другие фенотипы при измерении температуры, Ректальные зонды не являются идеальными, и другой метод. Здесь мы представляем неинвазивный метод измерения температуры, которая отказывается требование для мыши анестезии при сохранении равной надежности Ректальные зонды для измерения температуры тела. Мы используем инфракрасный термометр, который обнаруживает тела температуры поверхности в диапазоне от 2 до 150 мм. Этот метод измерения температуры тела является успешным в надежно реплицировать тенденции изменения температуры во время пассивной системой анафилаксии эксперименты на мышах. Мы покажем, что температура поверхности тела около 2,0 ° C ниже, чем ректальный датчик измерения, но степень падение температуры ниже ту же тенденцию. Кроме того мы используем тот же метод соблюдать мышей в продовольственной специальные модели для оценки температуры и деятельности уровнях одновременно.

Введение

Измерение температуры тела была неотъемлемой частью мониторинга воздействия анафилактический симптомов в животных моделей^1,2. Перепады температур традиционно измеряется ректальный датчик термометры в мышей^3,4. С этими измерениями следователи надежно изображали различия в температуре между переменными; Однако этот метод является длительная процедура и вызывает бедствие для мышей, которые могут увеличить температуру тела. Ректальное исследование может также вызвать слизистой срывать и инфекции³. Кроме того следует под наркозом мышей чтобы гуманно вставить ректального зонда для измерения температуры³. Это медленный процесс, и он запрещает измерения последовательных температур в течение короткого периода времени. Кроме того фенотипы активность мышей не могут быть соблюдены в это время, до тех пор, пока цистит является полностью стерлась, который является еще один трудоемкий процесс. Совсем недавно другие надежные методы для измерения температуры тела использовали Теги подкожно имплантированных инфракрасный пассивный транспондер или радио передатчиков, которые включают датчик температуры^3,5,6. Хотя они принимаются как идеальный практике некоторыми исследователями, эти методы не используются широко из-за высоких первоначальных издержек и страданиями для мышей, из-за хирургической имплантации датчика температуры под кожу или другой частью тела.

Для того, чтобы продемонстрировать, что разница температур является точным отражением симптомов болезни модель^1,2, мышей должны бодрствовать во время измерения температуры и иметь возможность вернуться к их нормальной деятельности фенотипические непосредственно перед и после измерения. С этой целью мы искали метод, в которой это может быть достигнуто.

Нашей целью было недорого и точно измерить температуру тела мыши, без необходимости для анестезии и без ограничений на деятельность, чтобы включить наблюдение за поведенческих фенотипов во время и после времени измерения температуры. Для достижения этой цели, стало очевидно, что менее инвазивный метод чем стандартный ректальной температуры зонды не требуется. Инфракрасные термометры использовали на протяжении десятилетий в клинической медицине, особенно в педиатрии, для получения точной температуры. Это был альтернативный метод, который позволяет врачам быстро и качественно получить измерения температуры у младенцев и детей суетливый, которые активно мобильных. Мы реализовали эту же технику в мышах и разработали успешный метод для получения температур без анестезии. Важно отметить, что мы показываем, что этот метод способен тиражирование устоявшихся пассивный системный анафилаксии результаты относительно изменений температуры, а также в состоянии наблюдать действие мыши на протяжении всего измерения. Кроме того, мы используем тот же метод для оценки температуры тела еда аллергические мышей, одновременно исследуя другие симптомы, чтобы продемонстрировать, что температура тела действительно является точным отражением уровня активности и общей фенотип мыши.

протокол

Все эксперименты на животных были утверждены животное уход и использование Комитета Ла Хойя института аллергии и иммунологии.

1. мышь измерение температуры тела во время анестезии

1. Поместите указатель мыши в поле индукции анестезии. Анестезировать с помощью 1 Л/мин поток кислорода с 5% изофлюрановая.
   Примечание: Анестезии подтверждается, когда мышь перестает добровольного движения и был неподвижным более 30 в качестве альтернативы, s. Монитор дыхания, и когда мышей дыхание в дыхание 1 за каждые 2 s или дольше, подтверждается анестезии.
2. Удерживайте кнопку мыши на затылке шеи с указательным и большим пальцем и удерживайте хвост с pinky пальца чтобы разоблачить в нижней части живота.
3. Поместите инфракрасный термометр датчик ниже нижней части живота удерживая мышь с ее тело параллельно земле.
   Примечание: Внешней плоской поверхности термометр (не поверхности датчика) должна быть около 2-5 мм от поверхности живота. Эта репликация результаты температур измерены пока мышей не находятся под наркозом (описано в разделе 2). Важно определить целевой сайт живота. Направленный между двух верхних соски позволяет последовательные результаты.
4. Нажмите и удерживайте для измерения температуры. Обеспечить стабильное проведение мыши и термометр.

2. мыши измерение температуры тела без анестезии

1. Возьмите мышь в середине хвост.
2. Разоблачить брюшко мыши.
   1. Позволяет мыши, чтобы держаться прямо края поверхности, например губы открытой клетки или клетки Топ с ее передними лапами.
      Примечание: Это позволяет мыши растянуть его верхней части тела и разоблачить живота.
   2. Кроме того позволяют мыши провести на краю верхней прямой термометра и сидеть на внешней плоской поверхности термометр с ее живот чуть больше инфракрасного датчика мыши.
      Примечание: Каждый раз, когда задние лапы отдыхают на поверхности термометр, убедитесь, что ноги не препятствует датчик от брюшной поверхности. Термометры с ног препятствий будет измерять температуру ниже чем у живота.
3. Нажмите и удерживайте для измерения температуры.
   Примечание: Мышей, как правило, двигаться; Будьте осторожны при измерении же расположение тела последовательно принимая измерения температуры, когда мыши относительно менее мобильных.

3. пассивный системный анафилаксии⁷

1. День 0: Ознакомления с иммуноглобулина Е (IgE).
   1. Подготовка 200 мкл (на мышь) анти dinitrophenyl (DNP) IgE в концентрации 100 мкг/мл в PBS.
   2. Внутрибрюшинно придать 200 мкл МГЭ анти dinitrophenyl (DNP), подготовленный на этапе 3.1.1 или PBS только (PBS-только отрицательный контроль). Используйте 26 G иглой для инъекций. Выполнение инъекции Просто латеральнее от средней линии, приблизительно между двух самых низших соски.
2. День 1: Заставить анафилаксии с DNP-HSA.
   1. Подготовка 100 мкл (на мышь) DNP-HSA в концентрации 10 мг/мл 0,9% NaCl.
   2. Анестезировать мышей, как описано в шаге 1.1.
   3. Измерение температуры тела, с помощью метода, описанного в шаге 1.
   4. Внутривенно вводить 100 мкл DNP-HSA, подготовленную на этапе 3.2.1. Используйте иглой 30 G для инъекций. Выполнение инъекции на retroorbital венозного синуса. Вставьте иглу на медиальной стороне глаза в неглубокой угол, направленных за глаза.
   5. После инъекции место мышей в индивидуальных клетках. Убедитесь, что мышей оправиться от анестезии. Отмечают, что они пробуждают и стать добровольно мобильных.
   6. Измерение температуры тела, используя инфракрасный термометр и наблюдать их деятельности каждые 10 мин для 70 мин.

4. мыши модель пищи специальные^8,9

Примечание: Схема показана на рисунке 2.

1. День 0: Информирования мышей с OVA/квасцов.
   1. Подготовка 100 мкл OVA (0.5 мг/мл) и квасцы (10 мг/мл) вместе в PBS (на мышь). Вихрь на низкое значение для 30 мин.
   2. Анестезировать мышей, как описано в шаге 1.1.
   3. С помощью иглы 26 G, внутрибрюшинно придать каждой мыши с 100 мкл смеси OVA/квасцов, подготовленную на этапе 4.1.1.
      Примечание: Vortex OVA/квасцов смесь снова, кратко перед каждой инъекцией, наилучшим образом обеспечить Гомогенизированные смеси. Смотрите Шаг 3.1.3 для деталей на месте инъекции.
   4. После инъекции место мышей обратно в их оригинальных клеток. Убедитесь, что мышей оправиться от анестезии. Отмечают, что они пробуждают и стать добровольно мобильных.
2. День 14: Выполните второй сенсибилизация с OVA/квасцов.
   1. Повторите шаги 4.1.1, 4.1.2 и 4.1.3.
3. Дни 28-46: вызов мышей с OVA каждый день.
   1. Подготовка 100 мкл (на мышь) OVA в концентрации 250 мг/мл в PBS.
      Примечание: Смесь должны быть сделаны мягко покачиваясь вручную, а не с вихревой для минимизации образования пузыря.
      1. Если с продовольственная Специальные ингибиторы, подготовьте ингибиторы⁹. Подготовка 100 мкл (на мышь) ингибитора в концентрации 1 мг/мл в PBS. Это позволяет поставку 100 мкг ингибитора для каждой мыши.
         Примечание: Не превышать 100 мкл ингибитора на мышь, как только мышей способны обрабатывать 200 мкл объема общего кормления в течение дня один вызов. Как для вызов OVA также необходимы 100 мкл, 100 мкл является максимальная рекомендуемая тома для использования ингибитора.
   2. Анестезировать мышей, как описано в шаге 1.1.
   3. Устно затравки каждой мыши с 100 мкл раствора OVA (25 мг OVA в 100 мкл PBS gavaged на мышь), был подготовлен на шаге 4.3.1.
      1. Если использование ингибиторов, используют те же методы, описанные в следующих шагах для затравки ингибитора (или PBS управления), подготовленный в шаге 4.3.1.1 30 минут до вызов OVA. После 30 мин перейти к следующему шагу.
      2. Используйте иголка калийную с 1 мл шприц. Занять до 100 мкл OVA в шприц.
      3. Вставить иглу в рот; затем указывая иглы к левой или правой стороны горла, аккуратно вставьте иглу через пищевод. Придать 100 мкл OVA.
         Примечание: Чтобы гарантировать, что игла не трахеи, соблюдайте активного дыхания перед инъекцией OVA. Вставки иглы также быть сопротивление рано, если он вошел трахеи, вместо того, чтобы пищевода.
   4. Поместите мышей в их индивидуальных клетках. Для легко наблюдения стул качества используйте клетки без постельных принадлежностей.
   5. Обеспечение восстановления от анестезии. Отмечают, что мышей пробудить и стать добровольно мобильных.
   6. Измерение температуры тела мышей в timepoints, 10, 20, 40 и 60 мин с использованием методики, описанной в разделе 2.

Результаты

Пассивная системная анафилаксии: для инъекций iv, 10 неделя старый самок мышей BALB/c были под наркозом. До инъекции мы измерили их тела температуры (1 видео), как описано в шаге 1. Рисунок 1 показывает тренд температуры обоих населения после iv инъекци...

Обсуждение

Протокол, в описанный был создан с целью измерения температуры тела без применения анестезии. Несмотря на его относительной легкостью, с какой температуры могут быть получены чтений есть несколько предостережений, которые разместить эту технику, в дополнение к более очевидные эффекты...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Non-contact infrared thermometer	SinoPie	DT-8861
Anti-dinitrophenyl (DNP) IgE	Sigma Aldrich	D8406-.2MG
PrecisionGlide 30 G needle	BD	305128
PrecisionGlide 26 G needle	BD	305111
1 mL syringe	BD	309659
Dinitrophenyl - human serum albumin	Biosearch Technologies	D-5059-10
Ovalbumin from chicken egg white	Sigma Aldrich	A5503-50G
Imject Alum	ThermoFisher Scientific	77161
Animal Feeding Needles, disposable	Fisher Scientific	01-208-87