АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Модели ксенотрансплантата (PDX), полученные от пациентов, и трансплантируемые генетически модифицированные мышиные модели точно повторяют заболевание человека и являются предпочтительными моделями для фундаментальных и трансляционных исследований рака молочной железы. Здесь описан способ ортотопической трансплантации фрагментов опухоли молочной железы в жировую прокладку молочной железы для изучения биологии опухоли и оценки лекарственного ответа.

Аннотация

Доклинические модели, которые точно повторяют гетерогенность опухоли и терапевтический ответ, имеют решающее значение для трансляционных исследований рака молочной железы. Увековеченные клеточные линии легко выращивать и генетически модифицировать для изучения молекулярных механизмов, но селективное давление от клеточной культуры часто приводит к генетическим и эпигенетическим изменениям с течением времени. Модели ксенотрансплантататов (PDX), полученные от пациентов, точно повторяют гетерогенность и лекарственную реакцию опухолей молочной железы человека. Модели PDX демонстрируют относительно короткую латентность после ортотопической трансплантации, что облегчает исследование биологии опухоли молочной железы и лекарственного ответа. Трансплантируемые генно-инженерные мышиные модели позволяют изучать иммунитет к опухолям молочной железы. Текущий протокол описывает метод ортотопической трансплантации фрагментов опухоли молочной железы в жировую прокладку молочной железы с последующим медикаментозным лечением. Эти доклинические модели обеспечивают ценные подходы к исследованию биологии опухоли молочной железы, лекарственного ответа, обнаружения биомаркеров и механизмов лекарственной устойчивости.

Введение

Большинство смертей от рака молочной железы можно отнести к рецидивирующим заболеваниям, устойчивым к традиционным методамлечения 1,2. Меж- и внутриопухоляюмная гетерогенность рака молочной железы способствует резистентности к терапии. Кроме того, гетерогенность опухоли может посягнуть на точный прогноз и бросить вызов управлению заболеваниями3,4. Идентификация прогностических биомаркеров ответа позволит значительно улучшить клинические исходы пациенток с раком молочной железы. Несмотря на то, что большинство типов рака молочной железы являются иммунологически «холодными» опухолями, которые, вероятно, не реагируют на иммунотерапию, ингибиторы иммунных контрольных точек показали многообещающие результаты в клинических испытаниях2,5. Например, исследование III фазы показало улучшение выживаемости без заболевания (DFS) и предварительные доказательства того, что атезолизумаб (моноклональное антитело против PD-L1) в сочетании с наб-паклитакселом может обеспечить общее преимущество выживаемости по сравнению с наб-паклитакселом в одиночку при опухолях с окрашиванием ≥1% PD-L16. Разработка методов лечения, которые сенсибилизируют опухоли молочной железы к иммунотерапии, произведет революцию в схемах лечения.

Доклинические модели, которые точно повторяют гетерогенность рака молочной железы человека и реакцию на лекарства, имеют решающее значение для изучения биологии опухоли и выявления потенциальных биомаркеров для таргетной терапии. Увековеченные клеточные линии широко используются для исследований рака молочной железы, поскольку эти клеточные линии легко выращивать и генетически модифицировать для изучения молекулярных механизмов. Однако из-за селективного давления от долгосрочной клеточной культуры in vitro со временем может произойти генетический дрейф, и клеточные линии рака молочной железы могут нести специфические для клеточных линий геномные изменения, которые отличаются от аберраций в первичных опухолях молочной железы7,8,9.

Опухолевые куски ксенотрансплантата (PDX), полученные от пациента, способны рекапитулировать гетерогенность заболевания человека и гистологически и иммуногистохимически похожи на опухоль происхождения10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Важно отметить, что модели PDX фенотипически стабильны при множественных трансплантациях, о чем свидетельствуют гистология, транскриптом, протеом и геномный анализ10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Модели PDX показывают ответы на лечение, сопоставимые стеми,которые наблюдаются клинически10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. Были созданы модели PDX для положительных рецепторов эстрогена (ER+),положительных рецепторов прогестерона (PR+),эпидермального фактора роста 2 положительных (ERBB2+,HER2+) и тройного отрицательного рака молочной железы (TNBC) PDX и обеспечивают отличную платформу для тестирования эндокринной, химио- и таргетной терапии. Тем не менее, одним из основных предостережений моделей PDX в настоящее время является отсутствие функциональной иммунной системы у мыши.

Генетически модифицированные мышиные модели (GEMM), такие как модели сверхэкспрессии Trp53 homozygous null, cMyc, Wnt1, PyMT или Her2, позволяют изучать спонтанное инициирование, прогрессирование и метастазирование опухоли в контексте интактной иммунной системы. Однако латентность опухоли длительная, что затрудняет проведение доклинических исследований с несколькими руками30,31. Тем не менее, GEMM может быть трансплантирован сингенным хозяевам для создания достаточного количества опухолей, которые точно рекапитулируют опухоли человека32,33, 34,35,36, 37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Например, эпителий молочной железы от p53-нулевой мыши BALB/c был пересажен в очищенные жировые подушечки сингенных мышей-реципиентов дикого типа с образованием первичных опухолей, которые могут быть дополнительно пересажены в сингенные хозяева56,57. Опухоли p53-null рекапитулировали различные подтипы опухолей человека.

Комбинация моделей PDX и трансплантируемого GEMM предоставляет ценные доклинические инструменты для изучения биологии опухоли молочной железы, лекарственного ответа и противоопухоляевого иммунитета. В действующем протоколе описан метод ортотопической трансплантации фрагментов опухолей PDX и GEMM в жировую прокладку молочной железы мыши. Эти модели поддаются последовательным прохождениям и обычно сохраняют стабильный фенотип. Чтобы снизить риск генетического дрейфа или потери гетерогенности между проходами с течением времени, несколько фрагментов ткани криоконсервируются на каждом проходе для последующей трансплантации в том случае, если биологические или морфологические изменения наблюдаются с течениемвремени 29,58.

протокол

Все протоколы с использованием животных были рассмотрены и одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC). Фрагменты опухоли, размером около 1−2 мм3, получены из жизнеспособно замороженного запаса, полученного из ксенотрансплантата пациента и ядра advanced In Vivo Models Core в Медицинском колледже Бейлора.

1. Подготовка криоконсервации опухолевых фрагментов молочной железы к трансплантации

  1. Перенесите криовиальную с опухолевыми фрагментами из жидкого азота на водяную баню 37 °C.
  2. Перемешивает криовиал случайным нежным щелчком во время оттаивания.
  3. После того, как ткань разморозится, выньте криовиаль из водяной бани и перемешайте путем мягкой инверсии.
  4. Высушите внешнюю часть криовиала и опрыскивайте 70% этанолом. Перенесите его в вытяжку биобезопасности.
  5. Перенесите размороженные опухолевые ткани в коническую трубку объемом 15 мл, заполненную 10 мл холодной модифицированной среды Дульбекко Eagle (DMEM). Хорошо перемешайте, перевернутый тюбик. Дайте фрагментам ткани осесть на дно трубки.
  6. Аспирировать супернатант и повторно суспендировать в 10 мл холодного ДМЭМ. Хорошо перемешайте, перевернутый тюбик. Дайте фрагментам ткани осесть на дно трубки.
  7. Аспирировать супернатант и повторно суспендировать в 10 мл холодного ДМЭМ. Поместите трубку на лед.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань готова к трансплантации.

2. Сбор и подготовка свежей опухоли молочной железы к трансплантации

  1. Усыплите опухолевую грудь мышей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хозяином PDX могут быть SCID/Beige, NSG или NRG самки мышей, в то время как в текущем исследовании используются самки мышей Balb/c в возрасте 3−5 недель.
  2. Опрыскиваем опухолевую область усыпленной мыши 70% этанолом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Старайтесь избегать волос с образцом опухоли, который может вызвать загрязнение фрагментов опухоли для криосбоража или трансплантации.
  3. С помощью зазубрёнными щипцами, чтобы защемить и поднять кожу, окружающую опухоль, используйте ножницы, чтобы сделать короткий разрез.
  4. Отделите опухоль от кожи ножницами, чтобы рассекнуть всю опухоль от мыши-хозяина. Обрежьте оставшуюся ткань жировой подушки мыши с внешней поверхности опухоли. Поместите опухоль в коническую трубку объемом 15 мл, заполненную 5 мл холодного ДМЭМ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте опухоли с максимальным размером 1 см в диаметре, так как более крупные опухоли, вероятно, содержат некротические ядра.
  5. В вытяжке биобезопасности перенесите рассеченную опухоль в стерильную чашку Петри 10 см, содержащую достаточно DMEM для предотвращения высыхания.
  6. Разрезайте опухоль на 1 мм3 фрагмента скальпелем или лезвием в асептических условиях.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Скальпель или лезвие должны подвергаться воздействию ультрафиолета в вытяжке биобезопасности в течение не менее 20 минут перед использованием.
  7. Перенесите фрагменты опухоли в коническую трубку объемом 15 мл, заполненную холодным ДМЭМ. Поместите трубку на лед.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань готова к трансплантации. Рассеченные фрагменты опухоли на этапе 2.4 могут быть: 1) заморожены в жидком азоте для экстракции белка и РНК/ДНК, 2) зафиксированы 4% параформальдегидом (PFA) или 10% нейтральным буферным формалином (NBF) для анализа гематоксилина и эозина (H & E) и иммуногистохимии (IHC) или 3) криоконсервированы в 1,25 мл замораживания среды (10% диметилсульфоксида [DMSO], 40% DMEM и 50% фетальной бычковой сыворотки [FBS]) путем медленного замораживания в морозильной камере -80 °C в течение ночи, а затем переноса в жидкий азот для длительного хранения.

3. Подготовьте животное к операции

  1. Для лечения боли у животных подкожно вводят бупренорфин с замедленным высвобождением за 60 мин до операции в дозе 1 мг/кг или следуйте руководству учреждения в течение 72 ч обезболивающего покрытия.
  2. Настройте хирургический кабинет в соответствии с институциональными руководящими принципами для асептических операций.
  3. Обезболить 4-недельную самку в индукционной камере изофлурановой анестезии со скоростью ~11,25 мл/ч. Переместьте мышь в процедурную зону, на стерильную (силиконовую резину) хирургическую доску, где она получит анестезию через небольшую маску для лица. Положите мышь на спину и заклейте ноги в их естественное положение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: SCID/Beige, NSG или NRG используются для PDX, а Balb/c используется для моделей трансплантации GEMM.
  4. Наносите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость.
  5. Подтвердите соответствующий уровень сакации щипанием нога.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отсутствие реакции/движения животного указывает на то, что животное достаточно обезболено и готово к операции.
  6. Побрейте мышь на нижней части живота, особенно в области вокруг четвертого соска, где будет проходить операция.
  7. Используя круговое движение и начиная с центра места операции, работайте к внешним краям с помощью хирургического скраба повидон-йод, а затем удаление повидон-йода с 70% изопропилэтаноловой прокладкой. Повторите еще два раза.

4. Трансплантация опухолевых фрагментов в четвертую (паховую) жировую прокладку молочной железы

  1. Используйте стерильную хирургическую драпировку, чтобы покрыть тело животного, за исключением места разреза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подтвердите соответствующий уровень сакдации путем защемления ноского носа перед тем, как сделать разрез.
  2. С помощью зазубрёнными щипцами защемляем и подтягиваем кожу на соске No4.
  3. Тупой стороной вниз используйте ножницы, чтобы сделать короткий (около 1 см) парасагиттальный разрез от соска No4 к голове.
  4. Используя аппликатор с хлопковым наконечником, отделите кожу от брюшины на медиальную сторону разреза.
  5. Удерживая боковую сторону разреза, аккуратно снимите жировую прокладку молочного жира No4 с кожи, используя тот же тампон.
  6. Как только жировая подушка будет отделена, зафиксировать кожу иглой 27 Г близко к телу животного.
  7. Если экспериментально необходимо очистить жировую подушку от эндогенного эпителия молочной железы мыши, выполните следующие действия.
    1. Используя зазубренные щипцы, осторожно вытяните жировую подушку от тела и найдите паховый лимфатический узел, который находится под точками пересечения основных сосудов в железе (близко к тому, где щипцы будут удерживать железу).
    2. Осторожно прижигайте медиалиальные к лимфатическому узлу сосуды и жир, соединяющий четвертую и пятую жировые подушечки, которые образуют треугольную область.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Временно отключите источник кислорода для этого шага.
    3. Используя микро-рассекающие ножницы, разрезайте каждый прижигающийся сосуд по одному (чтобы после каждого разреза не было кровотечения), пока не будет удален участок жировой подушки, содержащий лимфатический узел.
    4. Выбросьте «очищенную» жировую прокладку из ткани.
  8. Продержите четвертую жировую прокладку молочной железы с помощью тупых разделительных щипцов. Другой рукой вставьте закрытый кончик угловых тонких щипцов в середину жировой подушки над оставшимся сосудом и вплотную к стенке брюшины. Медленно откройте щипцы, чтобы сделать небольшой карман. Снимите угловые тонкие щипцы с жировой подушки.
  9. Используя угловые тонкие щипцы, возьмите кусочек опухолевого фрагмента и вставьте его в карман.
  10. Медленно откройте кончики щипцов, чтобы освободить фрагмент опухоли в карман жировой подушки.
  11. Осторожно вынимайте угловые тонкие щипцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Посмотрите на карман, чтобы подтвердить, что фрагмент опухоли остается в кармане жировой прокладки молочной железы при снятии щипцов. Опухоли могут быть имплантированы в обе контралатеральные жировые прокладки, когда избыток опухолевой ткани необходим для экспериментов или банкинга. Животные с двусторонними трансплантатами не рекомендуются для исследований лечения из-за известных взаимодействий между контралатеральными опухолями. В качестве альтернативы для процесса имплантации может использоваться устройство trocar.
  12. Начиная с основания разреза, соберите кожу с каждой стороны с помощью когтей и зазубренные щипцы. Сведите две стороны вместе и слегка приподнимите, чтобы подготовить кожу к нанесению раневого клипса. Развернуть края разреза с помощью щипцов когтей и сжать края вместе, чтобы сформировать непрерывную поверхность наверху.
  13. Удерживая две стороны вместе с зазубренными щипцами, используйте аппликатор раневого клипса, чтобы поместить раневой зажим в центр разреза. При необходимости нанесите тканевый клей на концы разреза, чтобы держать их закрытыми и закреплением.
  14. Поместите животное в чистую клетку, которая находится на согревающей поверхности. Следить за кровотечениями, признаками дегисценции и болевыми ощущениями в послеоперационном периоде. Животное должно подняться и двигаться в течение нескольких минут после послеоперирургии.
  15. Обратите пристальное внимание на место разреза и общее состояние здоровья животных в течение как минимум 3 дней после операции. Следуйте институциональным рекомендациям по управлению болью.
  16. Очистите хирургические инструменты в течение 10 с в стеклянном стерилизаторе из бисера перед продолжением следующей пересадки. Подождите, пока инструменты остыт перед использованием.
  17. Повторяйте шаги 4.1−4.15 до тех пор, пока не будут пересажены все мыши.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Добавки эстрогена необходимы для ER+ опухолей, которые могут поставляться через воду или гранулы с медленным высвобождением59.

5. Мониторинг роста опухоли в ответ на медикаментозное лечение

ПРИМЕЧАНИЕ: Пальпируемые опухоли установленных трансплантируемых PDX и p53-нулевых опухолей развиваются от 2 недель до 8 недель после операции, в зависимости от внутренних темпов роста опухоли.

  1. Измеряйте опухоли в двух измерениях с помощью суппортов два раза в неделю. Рассчитайте объем по формуле:
    Объем опухоли(мм 3)= Ш2 x Д/2
    где W — ширина, а L — длина опухоли.
  2. Начинают медикаментозное лечение, когда объем опухоли достигнет 150−300мм3.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от свойства препаратов, пероральный прием или внутрибрюшинная инъекция могут быть использованы для доставки лекарств.
  3. Соберите образцы опухолей и выполните окрашивание IHC60,выделение белка и РНК/ДНК и иммунное фенотипирование61 для различных целей. Соберите кровь и выполните иммунное фенотипирование или используйте ее для фармакокинетических/фармакодинамических исследований.

Результаты

На рисунке 1 показано оборудование(рисунок 1A)и ключевые процедуры(рисунок 1B)ортотопической трансплантации. На рисунке 2 показана характеристика трансплантированной опухоли PDX (MC1). Фраг...

Обсуждение

Чтобы уменьшить вариации роста опухоли у животных, крайне важно разрезать опухолевую ткань на 1 мм3 фрагмента для трансплантации. С моделями, на которые растут мягкие ткани, сложнее работать, а фрагменты опухоли нужно обрезать немного больше (1−2 мм3). При помещении ткани в кар...

Раскрытие информации

MTL является основателем ограниченного партнера в StemMed, Ltd., а также основателем и менеджером в StemMed Holdings, его генеральном партнере. MTL является основателем и акционером Tvardi Therapeutics, Inc. LED является компенсационным сотрудником StemMed, Ltd.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальными институтами здравоохранения (R37CA228304 и R01HL146642 Си Чену, CA148761 Джеффри М. Розену), Министерством обороны США (W81XWH-19-1-0524 для Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 для Xiangdong Lv), Американским онкологическим обществом (RSG-18-181-01-TBE для Xi Chen) и Институтом профилактики рака и исследований рака Техаса (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award для Xi Chen), Ксенотрансплантат, полученный от пациента, и усовершенствованное ядро моделей In Vivo в Медицинском колледже Бейлора (финансирование от RP170691 CPRIT Core Facility Award и NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mg/mL Buprenorphine-SRZooPharm (via BCM veterinarians)Sterile
26G syringeBD148232ESterile
Betadine ScrubFisher19-027132
Cotton SwabsVWR International Laboratory89031-272Sterile
DMEMFisherMT 10-013-CMSterile
Electric shaverOster78005-050
Glass beads sterilizer (Germinator)Roboz Surgical StoreDS-401
Lubricant ophthalmic ointmentAkorn Animal Health17478-062-35
Micro Dissecting Forceps; Serrated, Angular (regular forceps)Roboz Surgical StoreRS-5139Sterile
Micro Dissecting Spring Scissors (fat pad cutter)Roboz Surgical StoreRS-5658BTSterile
Micro Forceps (tissue placing forceps)Roboz Surgical StoreRS-5069Sterile
Petri DishFisher08-757- 100DSterile
Sterile drapeSai Infusion TechnologyPSS-SD1Sterile
Surgery scissorsRoboz Surgical StoreRS-5960Sterile
Tissue Forceps (claw forceps)Roboz Surgical StoreRS-5158Sterile
Wound clip applierBD Autoclip Wound System01-804Sterile
Wound clip removerBD Autoclip Wound System01-804-15Sterile
Wound clipsBD Autoclip Wound System01-804-5Sterile

Ссылки

  1. Waks, A. G., Winer, E. P. Breast Cancer Treatment: A Review. JAMA. 321 (3), 288-300 (2019).
  2. Harbeck, N., et al. Breast cancer. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 66 (2019).
  3. Harbeck, N., Salem, M., Nitz, U., Gluz, O., Liedtke, C. Personalized treatment of early-stage breast cancer: present concepts and future directions. Cancer Treatment Reviews. 36 (8), 584-594 (2010).
  4. Zardavas, D., Irrthum, A., Swanton, C., Piccart, M. Clinical management of breast cancer heterogeneity. Nature Reviews Clinical Oncology. 12 (7), 381 (2015).
  5. Esteva, F. J., Hubbard-Lucey, V. M., Tang, J., Pusztai, L. Immunotherapy and targeted therapy combinations in metastatic breast cancer. The Lancet Oncology. 20 (3), e175-e186 (2019).
  6. Schmid, P., et al. Atezolizumab and nab-paclitaxel in advanced triple-negative breast cancer. New England Journal of Medicine. 379 (22), 2108-2121 (2018).
  7. Tsuji, K., et al. Breast cancer cell lines carry cell line-specific genomic alterations that are distinct from aberrations in breast cancer tissues: comparison of the CGH profiles between cancer cell lines and primary cancer tissues. BMC Cancer. 10 (1), 15 (2010).
  8. Neve, R. M., et al. A collection of breast cancer cell lines for the study of functionally distinct cancer subtypes. Cancer Cell. 10 (6), 515-527 (2006).
  9. Clarke, R. Human breast cancer cell line xenografts as models of breast cancer-the immunobiologies of recipient mice and the characteristics of several tumorigenic cell lines. Breast Cancer Research and Treatment. 39 (1), 69-86 (1996).
  10. DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514 (2011).
  11. Kuperwasser, C., et al. Reconstruction of functionally normal and malignant human breast tissues in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America of the United States of America. 101 (14), 4966-4971 (2004).
  12. Vaillant, F., et al. Targeting BCL-2 with the BH3 mimetic ABT-199 in estrogen receptor-positive breast cancer. Cancer Cell. 24 (1), 120-129 (2013).
  13. Li, S., et al. Endocrine-therapy-resistant ESR1 variants revealed by genomic characterization of breast-cancer-derived xenografts. Cell Reports. 4 (6), 1116-1130 (2013).
  14. DeRose, Y. S., et al. Patient-derived models of human breast cancer: protocols for in vitro and in vivo applications in tumor biology and translational medicine. Current Protocols in Pharmacology. 60 (1), 14.23.11-14.23.43 (2013).
  15. Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., Clarke, M. F. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (7), 3983-3988 (2003).
  16. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  17. Zhang, H., et al. Patient-derived xenografts of triple-negative breast cancer reproduce molecular features of patient tumors and respond to mTOR inhibition. Breast Cancer Research. 16 (2), R36 (2014).
  18. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7 (2), 118 (2007).
  19. Sheffield, L. G., Welsch, C. W. Transplantation of human breast epithelia to mammary-gland-free fat-pads of athymic nude mice: Influence of mammotrophic hormones on growth of breast epithelia. International Journal of Cancer. 41 (5), 713-719 (1988).
  20. Sebesteny, A., et al. Primary human breast carcinomas transplantable in the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 63 (6), 1331-1337 (1979).
  21. Sakakibara, T., et al. Growth and metastasis of surgical specimens of human breast carcinomas in SCID mice. The Cancer Journal from Scientific American. 2 (5), 291-300 (1996).
  22. Rae-Venter, B., Reid, L. M. Growth of human breast carcinomas in nude mice and subsequent establishment in tissue culture. Cancer Research. 40 (1), 95-100 (1980).
  23. Outzen, H., Custer, R. Brief communication: Growth of human normal and neoplastic mammary tissues in the cleared mammary fat pad of the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 55 (6), 1461-1466 (1975).
  24. Noël, A., et al. Heterotransplantation of primary and established human tumour cells in nude mice. Anticancer Research. 15 (1), 1-7 (1995).
  25. Naundorf, H., Fichtner, I., Büttner, B., Frege, J. Establishment and characterization of a new human oestradiol-and progesterone-receptor-positive mammary carcinoma serially transplantable in nude mice. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 119 (1), 35-40 (1992).
  26. Murthy, M. S., Scanlon, E. F., Jelachich, M. L., Klipstein, S., Goldschmidt, R. A. Growth and metastasis of human breast cancers in athymic nude mice. Clinical and Experimental Metastasis. 13 (1), 3-15 (1995).
  27. Fichtner, I., Becker, M., Zeisig, R., Sommer, A. In vivo models for endocrine-dependent breast carcinomas: special considerations of clinical relevance. European Journal of Cancer. 40 (6), 845-851 (2004).
  28. Ding, L., et al. Genome remodelling in a basal-like breast cancer metastasis and xenograft. Nature. 464 (7291), 999 (2010).
  29. Zhang, X., et al. A renewable tissue resource of phenotypically stable, biologically and ethnically diverse, patient-derived human breast cancer xenograft models. Cancer Research. 73 (15), 4885-4897 (2013).
  30. Borowsky, A. D. Choosing a mouse model: experimental biology in context-the utility and limitations of mouse models of breast cancer. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), a009670 (2011).
  31. Caligiuri, I., Rizzolio, F., Boffo, S., Giordano, A., Toffoli, G. Critical choices for modeling breast cancer in transgenic mouse models. Journal of Cellular Physiology. 227 (8), 2988-2991 (2012).
  32. Backlund, M. G., et al. Impact of ionizing radiation and genetic background on mammary tumorigenesis in p53-deficient mice. Cancer Research. 61 (17), 6577-6582 (2001).
  33. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052-1058 (2000).
  34. Hüsler, M. R., et al. Lactation-induced WAP-SV40 Tag transgene expression in C57BL/6J mice leads to mammary carcinoma. Transgenic Research. 7 (4), 253-263 (1998).
  35. Simin, K., et al. pRb inactivation in mammary cells reveals common mechanisms for tumor initiation and progression in divergent epithelia. PLoS Biology. 2 (2), e22 (2004).
  36. Sandgren, E. P., et al. Inhibition of mammary gland involution is associated with transforming growth factor α but not c-myc-induced tumorigenesis in transgenic mice. Cancer Research. 55 (17), 3915-3927 (1995).
  37. Gallahan, D., et al. Expression of a truncated Int3 gene in developing secretory mammary epithelium specifically retards lobular differentiation resulting in tumorigenesis. Cancer Research. 56 (8), 1775-1785 (1996).
  38. Tsukamoto, A. S., Grosschedl, R., Guzman, R. C., Parslow, T., Varmus, H. E. Expression of the int-1 gene in transgenic mice is associated with mammary gland hyperplasia and adenocarcinomas in male and female mice. Cell. 55 (4), 619-625 (1988).
  39. Guy, C. T., Cardiff, R., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
  40. Guy, C. T., et al. Expression of the neu protooncogene in the mammary epithelium of transgenic mice induces metastatic disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (22), 10578-10582 (1992).
  41. Xu, X., et al. Conditional mutation of Brca1 in mammary epithelial cells results in blunted ductal morphogenesis and tumour formation. Nature Genetics. 22 (1), 37 (1999).
  42. Maroulakou, I. G., Anver, M., Garrett, L., Green, J. E. Prostate and mammary adenocarcinoma in transgenic mice carrying a rat C3 (1) simian virus 40 large tumor antigen fusion gene. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (23), 11236-11240 (1994).
  43. Yin, Y., et al. Characterization of medroxyprogesterone and DMBA-induced multilineage mammary tumors by gene expression profiling. Molecular Carcinogenesis. 44 (1), 42-50 (2005).
  44. Cressman, V. L., et al. Mammary tumor formation in p53-and BRCA1-deficient mice. Cell Growth and Differentiation-Publication American Association for Cancer Research. 10 (1), 1-10 (1999).
  45. Li, Z., et al. ETV6-NTRK3 fusion oncogene initiates breast cancer from committed mammary progenitors via activation of AP1 complex. Cancer Cell. 12 (6), 542-558 (2007).
  46. Pond, A. C., et al. Fibroblast growth factor receptor signaling dramatically accelerates tumorigenesis and enhances oncoprotein translation in the mouse mammary tumor virus-Wnt-1 mouse model of breast cancer. Cancer Research. 70 (12), 4868-4879 (2010).
  47. Sinn, E., et al. Coexpression of MMTV/v-Ha-ras and MMTV/c-myc genes in transgenic mice: synergistic action of oncogenes in vivo. Cell. 49 (4), 465-475 (1987).
  48. Muller, W. J., et al. The int-2 gene product acts as an epithelial growth factor in transgenic mice. The EMBO Journal. 9 (3), 907-913 (1990).
  49. Liu, S., et al. Expression of autotaxin and lysophosphatidic acid receptors increases mammary tumorigenesis, invasion, and metastases. Cancer Cell. 15 (6), 539-550 (2009).
  50. Torres-Arzayus, M. I., et al. High tumor incidence and activation of the PI3K/AKT pathway in transgenic mice define AIB1 as an oncogene. Cancer Cell. 6 (3), 263-274 (2004).
  51. Chan, S. R., et al. STAT1-deficient mice spontaneously develop estrogen receptor α-positive luminal mammary carcinomas. Breast Cancer Research. 14 (1), R16 (2012).
  52. Jiang, Z., et al. Rb deletion in mouse mammary progenitors induces luminal-B or basal-like/EMT tumor subtypes depending on p53 status. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3296-3309 (2010).
  53. Adams, J. R., et al. Cooperation between Pik3ca and p53 mutations in mouse mammary tumor formation. Cancer Research. 71 (7), 2706-2717 (2011).
  54. Pei, X. H., et al. CDK inhibitor p18INK4c is a downstream target of GATA3 and restrains mammary luminal progenitor cell proliferation and tumorigenesis. Cancer Cell. 15 (5), 389-401 (2009).
  55. Bultman, S., et al. Characterization of mammary tumors from Brg1 heterozygous mice. Oncogene. 27 (4), 460 (2008).
  56. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052 (2000).
  57. Zhang, M., et al. Identification of tumor-initiating cells in a p53-null mouse model of breast cancer. Cancer Research. 68 (12), 4674-4682 (2008).
  58. Landis, M. D., Lehmann, B. D., Pietenpol, J. A., Chang, J. C. Patient-derived breast tumor xenografts facilitating personalized cancer therapy. Breast Cancer Research. 15 (1), 201 (2013).
  59. Zhang, X., Lewis, M. T. Establishment of Patient-Derived Xenograft (PDX) Models of Human Breast Cancer. Current Protocols in Mouse Biology. 3 (1), 21-29 (2013).
  60. Chi, V., Chandy, K. G. Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs. Journal of Visualized Experiments. (8), e308 (2007).
  61. Zhao, N., et al. Pharmacological targeting of MYC-regulated IRE1/XBP1 pathway suppresses MYC-driven breast cancer. Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1283-1299 (2018).
  62. DeOme, K., Faulkin, L., Bern, H. A., Blair, P. B. Development of mammary tumors from hyperplastic alveolar nodules transplanted into gland-free mammary fat pads of female C3H mice. Cancer Research. 19 (5), 515 (1959).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

159

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены