АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает извлечение летучих органических соединений из биологического образца методом вакуумной экстракции сорбента, газовую хроматографию в сочетании с масс-спектрометрией с использованием Entech Sample Preparation Rail и анализ данных. Он также описывает культуру биологических образцов и зондирование стабильных изотопов.

Аннотация

Летучие органические соединения (ЛОС) из биологических образцов имеют неизвестное происхождение. ЛОС могут происходить от хозяина или различных организмов из микробного сообщества хозяина. Чтобы распутать происхождение микробных ЛОС, был проведен анализ летучих головных пространств бактериальных моно- и кокультур золотистого стафилококка, Pseudomonas aeruginosa и Acinetobacter baumannii, а также исследование стабильных изотопов в биологических образцах кала, слюны, сточных вод и мокроты. Моно- и кокультуры использовались для идентификации летучего производства из отдельных видов бактерий или в сочетании со стабильным изотопным зондированием для идентификации активного метаболизма микробов из биологических образцов.

Для извлечения ЛОС использовалась вакуумная экстракция сорбента (VASE). VASE - это простой в использовании, коммерциализированный, не содержащий растворителей метод экстракции из пространства над головой для полулетучих и летучих соединений. Отсутствие растворителей и почти вакуумные условия, используемые во время экстракции, делают разработку метода относительно легкой и быстрой по сравнению с другими вариантами экстракции, такими как трет-бутилирование и твердофазная микроэкстракция. Описанный здесь рабочий процесс использовался для идентификации конкретных изменчивых сигнатур из моно- и сокультур. Кроме того, анализ зондирования стабильных изотопов связанных с человеком биологических образцов выявил ЛОС, которые либо обычно, либо уникально производились. В данной статье представлен общий рабочий процесс и экспериментальные соображения VASE в сочетании со стабильным изотопным зондированием живых микробных культур.

Введение

Летучие органические соединения (ЛОС) имеют большие перспективы для обнаружения и идентификации бактерий, поскольку они выделяются всеми организмами, а различные микробы имеют уникальные сигнатуры ЛОС. Летучие молекулы использовались в качестве неинвазивного измерения для выявления различных респираторных инфекций, включая хроническую обструктивную болезнь легких1, туберкулез2 в моче3 и пневмонию, связанную с ИВЛ4, в дополнение к различению субъектов с муковисцидозом (МВ) от здоровых контрольных субъектов 5,6. Летучие сигнатуры даже использовались для различения специфических патогенных инфекций при муковисцидозе (Staphylococcus aureus7, Pseudomonas aeruginosa 8,9 и S. aureus vs. P. aeruginosa10). Однако из-за сложности таких биологических образцов часто бывает трудно точно определить источник конкретных ЛОС.

Одной из стратегий отделения летучих профилей от множественных инфекционных микробов является проведение анализа пространства над головой микроорганизмов как в моно-, так и в кокультуре11. Анализ пространства над головой исследует аналиты, испускаемые в «пространство головы» над образцом, а не те, которые встроены в сам образец. Микробные метаболиты часто характеризуются в монокультурах из-за сложности определения происхождения микробных метаболитов в сложных клинических образцах. Профилируя летучие вещества из бактериальных монокультур, типы летучих веществ, которые микроб производит in vitro , могут представлять собой базовую линию его летучего репертуара. Объединение бактериальных культур, например, создание кокультур и профилирование образующихся летучих молекул может выявить взаимодействия или перекрестное питание между бактериями12.

Другая стратегия идентификации микробного происхождения летучих молекул заключается в обеспечении источника питательных веществ, который помечен стабильным изотопом. Стабильные изотопы являются естественными, нерадиоактивными формами атомов с различным количеством нейтронов. В стратегии, которая использовалась с начала 1930-х годов для отслеживания активного метаболизма у животных13, микроорганизм питается от меченого источника питательных веществ и включает стабильный изотоп в свои метаболические пути. Совсем недавно стабильный изотоп в виде тяжелой воды (D2O) был использован для идентификации метаболически активного S. aureus в клиническом образце мокротыCF 14. В другом примере 13С-меченая глюкоза была использована для демонстрации перекрестного питания метаболитов между клиническими изолятами МВ P. aeruginosa и Rothia mucilaginosa12 .

С развитием методов масс-спектрометрии методы обнаружения летучих сигналов перешли от качественных наблюдений к более количественным измерениям. Используя масс-спектрометрию газовой хроматографии (GC-MS), обработка биологических образцов стала доступной для большинства лабораторных или клинических условий. Многие методы исследования летучих молекул использовались для профилирования образцов, таких как пищевые продукты, бактериальные культуры и другие биологические образцы, а также воздуха и воды для обнаружения загрязнения. Однако некоторые распространенные методы летучего отбора проб с высокой пропускной способностью требуют растворителя и не выполняются с преимуществами, предоставляемыми вакуумной экстракцией. Кроме того, для анализа 15,16,17,18,19 часто требуются большие объемы или количества (более 0,5 мл) отобранных материалов, хотя это специфично для субстрата и требует оптимизации для каждого типа образца и метода.

Здесь вакуумная экстракция сорбента (VASE) с последующей термической десорбцией на GC-MS использовалась для обследования летучих профилей бактериальных моно- и кокультур и выявления активно продуцируемых летучих веществ со стабильным изотопным зондированием из образцов фекалий человека, слюны, сточных вод и мокроты (рисунок 1). При ограниченных количествах образцов ЛОС извлекали всего из 15 мкл мокроты. Эксперименты по изотопному зондированию с образцами человека требовали добавления стабильного изотопного источника, такого как глюкоза 13° C, и среды для культивирования роста микробного сообщества. Активное производство летучих веществ было идентифицировано как более тяжелая молекула GC-MS. Экстракция летучих молекул в статическом вакууме позволила обнаружить летучие молекулы с повышенной чувствительностью 20,21,22.

протокол

1. Соображения по анализу сорбента Headspace Sorbent Pen (HSP) и анализа образцов

ПРИМЕЧАНИЕ: HSP, содержащий сорбент Tenax TA, был выбран для улавливания широкого спектра летучих веществ. Tenax имеет более низкое сродство к воде по сравнению с другими сорбентами, что позволяет ему улавливать больше ЛОС из образцов с более высокой влажностью. Tenax также имеет низкий уровень примесей и может быть кондиционирован для повторного использования. Выбор сорбента также производился с учетом колонны, установленной в ГК-МС (см. Таблицу материалов).

  1. Создание отрицательных элементов управления путем извлечения заготовок из среды и/или образцов с теми же условиями, которые используются для извлечения образца.
  2. Проанализируйте пустой HSP (ранее подтвержденный как чистый и свободный от значительного фона) на GC-MS перед анализом извлеченных образцов. Запустите заготовки между типами образцов (например, три реплики бактерий монокультуры, заготовки, три реплики бактерий кокультуры, заготовки и т. Д.).
  3. Ограничьте использование ароматных предметов личной гигиены или потребление вонючих продуктов до извлечения и анализа проб. В идеале, подготовьте образцы в вытяжке биобезопасности, которая не была очищена спиртом или другими летучими чистящими средствами в течение не менее 30 минут. Включите воздушный поток в вытяжке биобезопасности за 30-60 мин до пробоподготовки.
  4. Храните образцы на льду, чтобы ограничить высвобождение летучих веществ во время подготовки образцов.

2. Моно- и кокультурная подготовка

  1. В капюшоне биобезопасности инокулируют культуры A. baumannii, S. aureus и P. aeruginosa в среде роста Тодда Хьюитта. Инкубировать в течение ночи при 37 °C с перемешиванием 200 об/мин.
  2. После ночной инкубации выполните обработку культуры в вытяжке биобезопасности. Разбавляют каждую культуру до оптической плотности 0,05 при 500 нм.
  3. Смешайте кокультуры в равных частях и пипетку 200 мкл контрольной среды, моно- или кокультуры в каждую лунку 96-луночной пластины и поместите в инкубатор при 37 °C в течение 24 ч. Подготовьте вторую пластину для 48-часовой инкубации.
  4. По окончании инкубационного периода подготовьте пробы для экстракции в секции 4. Пипетки для жидких культур помещают в микроцентрифужные трубки и хранят при -80 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе образцы могут быть сохранены при -80 °C для последующего извлечения, если это необходимо.

3. Зондирование стабильных изотопов при подготовке биологических образцов

ПРИМЕЧАНИЕ: Образцы фекалий и слюны были пожертвованы анонимными донорами с одобрения Совета по институциональному обзору Калифорнийского университета в Ирвине (HS# 2017-3867). Сточные воды поступали из Сан-Диего, штат Калифорния. Образцы мокроты были собраны у субъектов с муковисцидозом в рамках более крупного исследования, одобренного Советом по институциональному обзору Медицинской школы Мичиганского университета (HUM00037056).

  1. Выполняйте все биологические пробоотборники в вытяжке биобезопасности.
    1. Для подготовки образцов фекалий добавляют 1 мл деионизированной воды к 100 мг кала в микроцентрифужной трубке объемом 1,5 мл и вихрь в течение 3 мин. Выложить на лед, когда он не используется.
      1. К 15 мкл фекальной и водной смеси добавляют 485 мкл среды brain Heart Infusion (BHI) с 20 мМ 13С глюкозы или BHI с 30% дейтерия (D2O). Убедитесь, что конечный объем образца составляет 500 мкл. Подготовьте образцы в технических трех экземплярах.
    2. Для подготовки образцов сточных вод добавляют 500 мкл сточных вод к 500 мкл BHI с 20 мМ 13С глюкозы или BHI с 30%D2O для общего объема 1 мл. Подготовьте образцы в трех экземплярах. Выложить на лед, когда он не используется.
    3. Для подготовки образцов слюны добавляют 50 мкл слюны к 500 мкл BHI с 20 мМ 13С глюкозы или BHI с 30%D2O для общего объема 550 мкл. Подготовьте образцы в трех экземплярах. Выложить на лед, когда он не используется.
    4. Чтобы подготовить образцы мокроты для сравнения летучих веществ, присутствующих в образце до и после культивирования, выполните первую экстракцию с 15 мкл мокроты. Подготовьте образцы в трех экземплярах. Выложить на лед, когда он не используется. Перейдите к разделу 4 для извлечения образца и извлеките в течение 18 ч при 37 °C с перемешиванием 200 об/мин.
    5. После завершения первого извлечения образцов некультурной мокроты сохраните флаконы с мокротой. Добавьте 500 мкл BHI с 20 мМ глюкозы 13С во флаконы с мокротой от 3,5,1. Выложить на лед, когда он не используется.
  2. Перейдите к разделу 4 для извлечения образца.

4. Извлечение проб

  1. Поместите пустые флаконы с летучим органическим анализом (VOA) (20 мл) на холодную пластину и поместите холодную пластину на лед в вытяжку биобезопасности.
  2. Включите блок экстракции сорбента 5600 (SPEU) и отрегулируйте желаемую температуру, необходимую для каждого метода.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для экспериментов по зондированию стабильных изотопов при 37 °C достижение заданного значения может занять до 15 мин. Для моно- и кокультурных экспериментов при 70 °C достижение заданного значения может занять до 60 мин.
  3. Собирайте чистые HSP, равные количеству подготовленных образцов, включая HSP для носителей или элементов управления образцами.
  4. Маркировка флаконов «Голос Америки» объемом 20 мл в соответствии с образцами, репликами и идентификаторами HSP по мере необходимости. Используйте маркер, который сопротивляется воде в случае, если конденсация образуется на внешней стороне флакона во время пребывания на льду.
  5. Внутри вытяжки биобезопасности открутите белый колпачок на флаконе, быстро вставьте образец во флакон и соберите черную крышку, вкладыш крышки и HSP.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Образцы не должны вступать в контакт с HSP, и объем образца будет зависеть от типа образца.
  6. Поместите флакон, содержащий образец и HSP, обратно на холодную пластину.
  7. Повторите шаги 4.5 и 4.6 для каждого образца. Выполните эти шаги для каждого образца, а не для всех сразу, чтобы предотвратить нагревание образца и, таким образом, преждевременное высвобождение летучих веществ.
  8. После того, как все образцы были подготовлены в стеклянных флаконах, выполните следующие шаги за пределами вытяжки биобезопасности на скамейке. Включите вакуумный насос, поместите флаконы под вакуум до 30 мм рт.ст. и удалите источник вакуума.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Флаконы не обязательно должны находиться на холодном лотке после завершения вакуумного применения.
  9. Дважды проверьте давление после помещения всех образцов под вакуум с помощью манометра. Если во флаконе есть утечка, убедитесь, что колпачок плотно прикручен и что белые уплотнительные кольца HSP и вкладышей крышки правильно установлены.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Скомпрометированное уплотнение может привести к снижению обнаружения летучих веществ по сравнению с флаконом в вакууме.
  10. Поместите флаконы в SPEU для оптимизации времени и температуры с перемешиванием при 200 об/мин. Экстрагировать культуры в течение 1 ч при 70 °C. Эксперименты по исследованию стабильных изотопов экстрагируют с образцами фекалий, сточных вод, слюны и мокроты в течение 18 ч при 37 °C.
  11. Поместите холодную пластину при -80 °C для использования после завершения периода экстракции.
  12. После завершения экстракции поместите образцы на холодную пластину на 15 минут, чтобы вытянуть водяной пар из HSP и пространства над головой флакона.
  13. Перенесите HSP на рукава.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперимент может быть приостановлен здесь на срок до ~ 1 недели при комнатной температуре, прежде чем потерять более высоколетучие соединения из HSP.

5. Анализ образцов на газовой хроматографии - масс-спектрометре (ГК-МС)

  1. Используйте следующие настройки GC-MS (см. Таблицу материалов): 35 °C с 5-минутным удержанием, 10 °C/мин рампа до 170 °C и рампа 15 °C/мин до 230 °C с соотношением разделения 20:1 и общим временем работы 38 мин.
  2. Установите метод десорбции следующим образом: 2 мин, 70 °C предварительный нагрев; 2 мин 260 °C десорбция; 34 мин, 260 °C выпекание; и 2 мин, 70 °C после выпечки.
  3. Настройте последовательность образцов и начните пробег в соответствии с контрольно-измерительными приборами.
    1. Чтобы настроить последовательность в программном обеспечении Entech, откройте программу. В опциях справа от раскрывающегося меню инструмента выберите 5800 | Последовательность.
    2. Обратите внимание на таблицу последовательностей в программном обеспечении Entech, аналогичную таблице в программном обеспечении GC-MS. Присвойте столбцу Идентификатор образца имя в соответствии с номером текущего date_vial. Имейте в виду, что Name аналогичен Name в таблице последовательностей GC-MS, а метод 5800 определяет скорость повышения температуры, время удержания и т. Д. (открывает меню для выбора метода, созданного на шаге 5.2).
    3. Имейте в виду, что столбцы «Лоток» и « Положение » определяют, куда пойдет направляющая подготовки образцов (SPR) для получения HSP.
      1. Обратите внимание на два лотка с 30 пятнами каждый слева, расположенными в виде шести колонн с пятью пятнами в каждом. Положение лотка, которое находится слева и ближе всего к пользователю (спереди), — это положение 1, в то время как самое правое, самое дальнее — это положение 30.
      2. Обратите внимание, что эти лотки являются HSP A или B, где HSP B — это лоток ближе к SPR (самый внутренний лоток), а непосредственно за HSP B — HSP Blank. Поместите извлеченные образцы в лотки и выберите соответствующее место в последовательности.
    4. Сохраните таблицу последовательностей, выберите Выполнить слева, затем Начните с пустого в десорбере , если пустой HSP находится в десорбере (обозначен HSP, помеченным желтой меткой).
  4. Обратите внимание, что HSP будут обрабатываться SPR для каждого образца в последовательности. Дайте SPR прогреться, затем в верхней части экрана появится сообщение, чтобы подтвердить, находится ли пустое место в десорбере. Нажмите «Пропустить», чтобы подтвердить, что ручка есть. Разрешите SPR автоматически запускать все образцы, а последовательность на стороне GC-MS автоматически запишет данные в отдельные файлы.

6. Анализ данных

  1. Данные фильтра качества в программном обеспечении GC-MS (Таблица материалов).
    1. Просмотрите каждый пик на хроматограмме и аннотируйте пики, которые соответствуют библиотеке Национального института стандартов и технологий (NIST) (или с другой доступной библиотекой).
    2. Добавьте аннотированные пики хроматограммы в метод обработки. Установите критерии для выбора пиков, чтобы включить соединения с вероятностью более 75%, и убедитесь, что выравнивание каждого идентифицирующего иона соединения лежит в центре пика.
      1. Чтобы добавить пик к методу обработки, выберите Калибровать | Редактирование составных | Имя | вставить состав под внешний стандартный состав. Добавьте название соединения, время удержания, Quant Signal Target Ion. Добавьте три самых больших пика. Чтобы сохранить, нажмите кнопку ОК | Метод | Сохранить.
    3. После настройки метода процесса перейдите к разделу Quantitate | Вычисление и просмотр | QEdit Квантовый результат.
    4. Осмотрите каждое соединение, чтобы убедиться, что пики соответствуют ожидаемому времени удержания и выше фонового шума.
    5. После завершения QEdit выберите Выход из | Да , чтобы сохранить QEdits и вернуться к основной хроматограмме. Экспортируйте интеграцию областей, открыв файл слева. Выберите количественный | Создание отчета.
    6. Чтобы экспортировать файлы для использования в DExSI, выберите файл | Экспорт данных в формат AIA | Создайте новый каталог и выберите расположение для файла или Использовать существующий каталог.
    7. Наблюдайте за открытием нового окна для выбора файлов для экспорта. Переместите файлы в правую часть окна и нажмите « Процесс». Подождите от нескольких секунд до нескольких минут в зависимости от количества конвертируемых файлов.
  2. Исправьте содержание изотопов в DExSI в соответствии с инструкциями для программного обеспечения DExSI (https://github.com/DExSI/DExSI) и выполните анализ с помощью любимого программного обеспечения или программы (например, R). Скрипты, используемые для генерации рисунков, расположены по адресу https://github.com/joannlp/ VOC_SIP.

Результаты

Моно- и кокультуры S. aureus, P. aeruginosa и A. baumannii
Моно- и кокультуры состояли из бактериальных видов S. aureus, P. aeruginosa и A. baumannii. Это распространенные условно-патогенные микроорганизмы, обнаруженные в ранах человека и ...

Обсуждение

Для выявления летучего производства в культурах in vitro и связанных с человеком образцах был проведен летучий анализ моно- и кокультур P. aeruginosa, S. aureus и A. baumanii и стабильное изотопное зондирование различных биологических образцов. В анализе для моно- и ко-культур летучие вещес...

Раскрытие информации

V. L. V и S. J.B. D. были бывшими сотрудниками Entech Instruments Inc., а K. W. является членом университетской программы Entech. J.P., J.K. и C.I.R. не имеют конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Мы благодарим Хизер Моэн и Линду М. Каликин за тщательное редактирование этой рукописи. Эта работа была поддержана NIH NHLBI (грант 5R01HL136647-04).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
13C glucoseSigma-Aldrich389374-1G
2-Stg Diaph PumpEntech Instruments01-10-20030
20 mL VOA vialsFisher Scientific5719110
24 mm Black Caps with hole, no septumEntech Instruments01-39-76044Bholds lid liner in place on vial
24 mm vial liner for sorbent pensEntech InstrumentsSP-L024Sallows pens to make a vacuum seal at top of vial
5600 Sorbent pen extraction unit (SPEU)Entech Instruments5600-SPES5600 Sorbent Pen Extraction Unit -120 VAC
96-well assay platesGenesee25-224
Brain Heart Infusion (BHI) mediaSigma-Aldrich53286-500G
ChemStation StofwareAgilent
DB-624 columnAgilent122-1364E60 m, 0.25 mm ID, 1.40 micron film thickness, in GC-MS
Deuterium oxideSigma-Aldrich151882-1L
Dexsi sofwareDexsi (open source)
GC-MS (7890A GC and 5975C inert XL MSD with Triple-Axis Detector)Agilent7890A GC and 5975C inert XL MSD with triple-axis detector
Headspace Bundle HS-B01, 120VAEntech InstrumentsSP-HS-B01Items for running headspace extraction included in bundle
Headspace sorbent pen (HSP) - blankEntech InstrumentsSP-HS-0
Headspace sorbent pen (HSP) Tenax TA (35/60 Mesh)Entech InstrumentsSP-HS-T3560
Microcentrifuge tubes (2 mL)VWR53550-792
O-ringsEntech InstrumentsSP-OR-L024
Sample Preparation RailEntech Instruments
Sorbent pen thermal conditionerEntech Instruments3801-SPTC
Todd Hewitt (TH) mediaSigmaT1438-500G

Ссылки

  1. Van Berkel, J. J. B. N., et al. A profile of volatile organic compounds in breath discriminates COPD patients from controls. Respiratory Medicine. 104 (4), 557-563 (2010).
  2. Nakhleh, M. K., et al. Detecting active pulmonary tuberculosis with a breath test using nanomaterial-based sensors. European Respiratory Journal. 43 (5), 1522-1525 (2014).
  3. Lim, S. H., et al. Rapid diagnosis of tuberculosis from analysis of urine volatile organic compounds. ACS Sensors. 1 (7), 852-856 (2016).
  4. Schnabel, R., et al. Analysis of volatile organic compounds in exhaled breath to diagnose ventilator-associated pneumonia. Scientific Reports. 5, 17179 (2015).
  5. Paff, T., et al. Exhaled molecular profiles in the assessment of cystic fibrosis and primary ciliary dyskinesia. Journal of Cystic Fibrosis. 12 (5), 454-460 (2013).
  6. Robroeks, C. M. H. H. T., et al. Metabolomics of volatile organic compounds in cystic fibrosis patients and controls. Pediatric Research. 68 (1), 75-80 (2010).
  7. Neerincx, A. H., et al. Hydrogen cyanide emission in the lung by Staphylococcus aureus. European Respiratory Journal. 48 (2), 577-579 (2016).
  8. Goeminne, P. C., et al. Detection of Pseudomonas aeruginosa in sputum headspace through volatile organic compound analysis. Respiratory Research. 13, 87 (2012).
  9. Joensen, O., et al. Exhaled breath analysis using Electronic Nose in cystic fibrosis and primary ciliary dyskinesia patients with chronic pulmonary infections. PLOS ONE. 9 (12), 115584 (2014).
  10. Nasir, M., et al. Volatile molecules from bronchoalveolar lavage fluid can 'rule-in' Pseudomonas aeruginosa and 'rule-out' Staphylococcus aureus infections in cystic fibrosis patients. Scientific Reports. 8 (1), 826 (2018).
  11. Tyc, O., Zweers, H., de Boer, W., Garbeva, P. Volatiles in inter-specific bacterial interactions. Frontiers in Microbiology. 6, 1412 (2015).
  12. Gao, B., et al. Tracking polymicrobial metabolism in cystic fibrosis airways: Pseudomonas aeruginosa metabolism and physiology are influenced by Rothia mucilaginosa-derived metabolites. mSphere. 3 (2), 00151 (2018).
  13. Schoenheimer, R., Rittenberg, D. Deuterium as an indicator in the study of intermediary metabolism. Science. 82 (2120), 156-157 (1935).
  14. Neubauer, C., et al. Refining the application of microbial lipids as tracers of Staphylococcus aureus growth rates in cystic fibrosis sputum. Journal of Bacteriology. 200 (24), 00365 (2018).
  15. Cordell, R. L., Pandya, H., Hubbard, M., Turner, M. A., Monks, P. S. GC-MS analysis of ethanol and other volatile compounds in micro-volume blood samples-quantifying neonatal exposure. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 405 (12), 4139-4147 (2013).
  16. Mayor, A. S. R. Optimisation of sample preparation for direct SPME-GC-MS analysis of murine and human faecal volatile organic compounds for metabolomic studies. Journal of Analytical & Bioanalytical Techniques. 5 (2), 184 (2014).
  17. Camarasu, C. C. Headspace SPME method development for the analysis of volatile polar residual solvents by GC-MS. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 23 (1), 197-210 (2000).
  18. Charry-Parra, G., DeJesus-Echevarria, M., Perez, F. J. Beer volatile analysis: optimization of HS/SPME coupled to GC/MS/FID. Journal of Food Science. 76 (2), 205-211 (2011).
  19. Bicchi, C., Cordero, C., Liberto, E., Rubiolo, P., Sgorbini, B. Automated headspace solid-phase dynamic extraction to analyse the volatile fraction of food matrices. Journal of Chromatography A. 1024 (1), 217-226 (2004).
  20. Trujillo-Rodríguez, M. J., Anderson, J. L., Dunham, S. J. B., Noad, V. L., Cardin, D. B. Vacuum-assisted sorbent extraction: An analytical methodology for the determination of ultraviolet filters in environmental samples. Talanta. 208, 120390 (2020).
  21. Mollamohammada, S., Hassan, A. A., Dahab, M. Immobilized algae-based treatment of herbicide-contaminated groundwater. Water Environment Research. 93 (2), 263-273 (2021).
  22. Psillakis, E. The effect of vacuum: an emerging experimental parameter to consider during headspace microextraction sampling. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412 (24), 5989-5997 (2020).
  23. Carmody, L. A., et al. The daily dynamics of cystic fibrosis airway microbiota during clinical stability and at exacerbation. Microbiome. 3, 12 (2015).
  24. Carmody, L. A., et al. Fluctuations in airway bacterial communities associated with clinical states and disease stages in cystic fibrosis. PLOS ONE. 13 (3), 0194060 (2018).
  25. Mahboubi, M. A., et al. Culture-based and culture-independent bacteriologic analysis of cystic fibrosis respiratory specimens. Journal of Clinical Microbiology. 54 (3), 613-619 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

184GC MS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены