АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Электрокардиограмма (ЭКГ) является ключевой переменной для понимания электрофизиологии сердца. Физические упражнения оказывают благотворное воздействие, но также могут быть вредными в контексте сердечно-сосудистых заболеваний. В этой рукописи представлен метод записи ЭКГ в реальном времени во время упражнений, который может служить для исследования его влияния на электрофизиологию сердца у мышей.

Аннотация

Регулярные физические упражнения вносят основной вклад в здоровье сердечно-сосудистой системы, влияя на различные метаболические, а также электрофизиологические процессы. Однако при некоторых сердечных заболеваниях, таких как синдромы наследственной аритмии, например, аритмогенная кардиомиопатия (АКМ) или миокардит, физические упражнения могут оказывать негативное воздействие на сердце, приводя к выработке проаритмогенного субстрата. В настоящее время основные молекулярные механизмы проаритмогенного ремоделирования, связанного с физическими упражнениями, в значительной степени неизвестны, поэтому остается неясным, какую частоту, продолжительность и интенсивность упражнений можно считать безопасными в контексте заболевания.

Предложенный метод позволяет изучать проаритмические/антиаритмические эффекты физических упражнений путем совмещения тренировок на беговой дорожке с мониторингом ЭКГ в режиме реального времени. Имплантируемые телеметрические устройства используются для непрерывной записи ЭКГ свободно движущихся мышей в течение периода до 3 месяцев как в состоянии покоя, так и во время тренировки на беговой дорожке. Программное обеспечение для сбора данных с его модулями анализа используется для анализа основных параметров ЭКГ, таких как частота сердечных сокращений, продолжительность зубца P, интервал PR, интервал QRS или продолжительность QT в состоянии покоя, во время и после тренировки. Кроме того, оцениваются параметры вариабельности сердечного ритма (ВСР) и возникновение аритмий. Вкратце, в этой рукописи описывается пошаговый подход к экспериментальному изучению влияния физических упражнений на электрофизиологию сердца, включая потенциальное проаритмогенное ремоделирование на мышиных моделях.

Введение

Регулярная физическая активность важна для здоровой жизни. Однако некоторые сердечно-сосудистые заболевания приводят к ситуациям, когда это согласие здравого смысла, по крайней мере, сомнительно. У пациентов с миокардитом текущие данные даже показывают неблагоприятные эффекты физических упражнений, и, таким образом, у этих пациентов рекомендуется приостановить все упражнения на определенный период 1,2,3. При других сердечно-сосудистых заболеваниях (ССЗ), таких как синдромы наследственной аритмии, существует сравнительно меньше доказательств о надлежащем уровне физических упражнений 4,5,6,7, что делает клиническое консультирование в этих случаях, в основном для молодых и физически активных пациентов, очень сложным.

Неблагоприятное ремоделирование, приводящее к снижению сократительной способности и сердечной недостаточности, а также проаритмогенное ремоделирование, приводящее к аритмиям и внезапной сердечной смерти, были предложены в качестве признаков вредного воздействия на сердце, связанного с физической нагрузкой8. Большое количество исследований указывает на благотворное влияние умеренных физических нагрузок на широкий спектр различных заболеваний 9,10. Однако интенсивные тренировки могут оказывать пагубное воздействие на сердце, приводя к аритмии, особенно у здоровых спортсменов11. Хотя процессы структурного ремоделирования, приводящие к уязвимой продукции проаритмического субстрата, могут лежать в основе этой парадоксальной ситуации, как это было продемонстрировано у марафонцев12, конкретные механизмы неблагоприятного ремоделирования, связанного с физической нагрузкой, как у здоровых людей, так и у пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями остаются в значительной степени неизвестными.

На животных, особенно на мышах, было разработано несколько подходящих моделей для имитации широкого спектра сердечно-сосудистых заболеваний13,14. Кроме того, у мышей 15,16,17 были созданы различные модели упражнений и протоколы тренировок, включая моторизованную тренировку на беговой дорожке, произвольный бег на колесах (VWR) и плавание17,18. Оценка электрофизиологии сердца с помощью мониторинга ЭКГ классически зависит от прямой проводящей связи между животным и каким-либо устройством обнаружения. Таким образом, либо животных необходимо обезболивать, например, для получения записей ЭКГ с использованием острых электродов19, либо животных необходимо обездвиживать ограничителем 20, либо качество данных снижается из-за артефактов движения, например, при использовании лапных электродов 21 или проводящих платформ22, позволяющих проводить только базовый анализ. Таким образом, ни один из вышеупомянутых подходов не совместим с протоколами обучения и, следовательно, не позволяет проводить исследования механизмов, связанных с физическими упражнениями, приводящих к неблагоприятному ремоделированию у мышей. Имплантируемые телеметрические устройства могут преодолеть эти препятствия и в настоящее время являются самым мощным инструментом и золотым стандартом для оценки электрофизиологии мышей in vivo у находящихся в сознании и движущихся животных23,24. Современные аппаратные решения телеметрии были разработаны для наблюдения за мышами в клетках25,26 и обычно требуют, чтобы приемник был размещен под клеткой для сбора данных, что затрудняет мониторинг в реальном времени вне этих обстоятельств. Здесь мы предлагаем подход к исследованию влияния физических упражнений на электрофизиологию сердца и аритмогенез путем записи ЭКГ в реальном времени во время тренировки на беговой дорожке у мышей с использованием имплантированных устройств телеметрии. Все полученные параметры были проанализированы, как ранее описано Tomsits et al.23.

протокол

Все процедуры на животных проводились в соответствии с руководящими принципами комитета по уходу за животными и этике Мюнхенского университета, и все процедуры были одобрены правительством Баварии, Мюнхен, Германия (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). В этом исследовании использовались четыре самца мышей дикого типа C57BL / 6N, выведенных собственными силами.

1. Подготовка и хирургическая имплантация трансмиттера

ПРИМЕЧАНИЕ: Подробный протокол подготовки и имплантации трансмиттера см. в McCauley et al.26.

  1. Подготовка передатчика
    1. Используйте новые передатчики напрямую, так как они стерильны. Если передатчики используются повторно, очистите устройство, поместив его в физиологический раствор, чтобы избавиться от пятен крови, удалите все фрагменты ткани, прилипшие к передатчику и свинцовым электродам. После первоначальной очистки, при необходимости, погрузите трансмиттер в 1% чистящий раствор (см. Таблицу материалов) на 4 часа для дальнейшей очистки передатчика.
    2. Активируйте передатчик, поместив прилагаемый магнит в непосредственной близости. После активации проверьте сигнал от передатчика с помощью радиоустройства на частоте 530 Гц AM. Резкий и четкий звуковой сигнал указывает на то, что передатчик активирован, тогда как неактивированный передатчик не подает никакого сигнала.
  2. Хирургическая подготовка и имплантация
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические процедуры должны проводиться в чистых и стерильных условиях.
    1. Перед использованием продезинфицируйте все поверхности и многоразовое оборудование, а также используйте стерильные одноразовые материалы, например, марлю, перчатки и т. д.
    2. Подготовьте выводы передатчика, укоротив их до оптимальной длины, отрицательный (белый) провод примерно до 3,5 см и положительный (красный) провод до 2,5 см. Снимите красно-белую изоляционную оболочку на кончике электродов, сделав небольшой надрез, чтобы обнажить 5-7 мм проводящего провода.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти длины рекомендуются для 9-12-недельных мышей BALB/c или C57BL/6 весом ~ 25 г. Скорректируйте, если животные, используемые в исследовании, крупнее/тяжелее.
    3. Обратите внимание на вес передатчика и вес тела мыши. Кроме того, обратите внимание на серийный номер и калибровочные значения передатчика, предоставленные DSI.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Масса тела животного используется для расчета доз анестетиков и анальгетиков. Начальная масса тела также используется в качестве ориентира для оценки восстановления животных после операции.
    4. Обезболивают мышь в индукционной камере, подключенной к испарителю изофлурана, промытому 2-3% изофлураном (об./об.), приводимым в действие 1 л/мин 100% кислорода. Дождитесь полного начала наркоза и проверьте защемление пальцев ног и рефлекс крышки, чтобы обеспечить надлежащую глубину наркоза, прежде чем продолжить.
    5. Затем поместите обезболиваемое животное в положение лежа на спине и используйте мазь (см. Таблицу материалов), чтобы предотвратить сухость глаз во время процедуры. Проводите хирургическую процедуру в чистых условиях на хирургическом гарнитуре, чтобы поддерживать температуру тела мыши на уровне 37 °C. Вставьте ректальный зонд в качестве датчика температуры.
    6. Поддерживайте анестезию непрерывным применением изофлурана (1,5%-2%). Вводят фентанил (0,50 мкг/г) внутрибрюшинно для обезболивания. Подключите адсорбер к вентиляционной установке, чтобы избежать утечки лишнего газа в операционную (рекомендуется).
    7. Вставьте игольчатые электроды ЭКГ в обе руки и заземляющий электрод в левую ножку мыши, чтобы получить конфигурацию ЭКГ I для мониторинга ЭКГ во время операции и получения базовой ЭКГ.
    8. Побрейте живот и грудную клетку и продезинфицируйте область операции хлоргексидином/спиртом (см. Таблицу материалов). Используйте пинцет, чтобы подтянуть кожу и выполнить разрез брюшной полости 1,5-2 см по вентральной средней линии живота с помощью ножниц (лапаротомия).
    9. Сделайте подкожный карман (около 1 мм) в верхней правой части грудной клетки и нижней левой части грудной клетки ниже сердца для размещения отведений электродов, как показано на рисунке 1.
    10. Осторожно поместите тело передатчика в брюшину над кишечником. Вставьте иглу 14 G подкожно из обоих карманов в верхнем правом нагрудном кармане и нижнем левом нагрудном кармане, сделанных ранее, чтобы создать туннель для позиционирования электродов.
    11. Проведите красный и белый электроды через иглу, чтобы поместить их в конфигурацию отведения II. Расположите и зафиксируйте наконечники электродов с помощью швов 6.0, положительный электрод (красный) в нижней левой части грудной клетки и отрицательный электрод (белый) в верхней правой части грудной клетки.
    12. Зашить все разрезы швами 6,0 и нанести на раны дезинфицирующее средство (см. Таблицу материалов). Переместите животное в клетку для восстановления (только одно животное / клетка) и поместите его под источник тепла для поддержания температуры тела до полного восстановления наркоза. Только после полного выздоровления и способности поддерживать лежачее состояние грудины животное может быть помещено обратно в компанию, если это необходимо.
    13. Обеспечьте животное достаточной дозой анальгетиков и антибиотиков после операции. Используйте карпрофен (5 мкг/г) в качестве анальгетика и энрофлоксацин (5 мкг/г) в качестве антибиотика. Регулярно контролируйте рану, чтобы убедиться в отсутствии воспаления или расхождения раны.
    14. Через 7-10 дней послеоперационного восстановительного периода животное готово к обучению на беговой дорожке. Перед началом тренировки убедитесь, что раны правильно зажили, а мышь здорова.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После завершения экспериментального периода использование телеметрических передатчиков не требует специального метода эвтаназии. Выбор метода зависит от последующего анализа и его конкретных требований к состоянию тканей, а также от местных правил и положений по уходу за животными и одобрения соответствующего местного комитета по этике.

2. Сбор данных

  1. Предварительные договоренности
    1. Чтобы начать сбор данных, поместите клетку с животными на приемник сигнала. Подключите приемник сигнала к системе сбора данных, состоящей из матрицы обмена данными и сигнального интерфейса. Подключите систему сбора данных к компьютеру с программным обеспечением для визуализации данных (см. детали настройки на рисунке 2A).
    2. Запустите программное обеспечение и подтвердите имя пользователя и лицензию на следующем экране, а затем нажмите кнопку Продолжить. Нажмите « Оборудование », чтобы настроить устройство передатчика и приемника сигнала. Выберите «Изменить конфигурацию Physio Tel/HD (MX2) », чтобы открыть окно конфигурации.
    3. Выберите MX2 Configuration (Конфигурация MX2) в списке на вкладке конфигурации, чтобы увидеть все доступные передатчики и их серийные номера в столбце «Доступно». Щелкните и перетащите имплантированный трансмиттер из доступного столбца в выбранный столбец.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если передатчик указан в выбранном столбце, он также добавляется в конфигурацию MX2 на вкладке конфигурации в крайнем левом углу.
    4. Цветные значки рядом с серийным номером передатчика указывают на состояние. Проверьте состояние всех передатчиков: зеленый с галочкой = передатчик синхронизирован и готов; красный с восклицательным знаком = передатчик, который в настоящее время недоступен, например, в настоящее время настроен в эксперименте на другой системе; желтый = передатчик синхронизируется или к нему не подключены приемники. Убедитесь, что горит зеленый свет, указывающий на номинальную передачу данных.
    5. Чтобы настроить трансмиттер, выберите серийный номер добавленного передатчика и нажмите « Создать новый имплантат». Выберите ETA-F10 в раскрывающемся меню модели имплантата, чтобы просмотреть сведения об имплантате.
    6. Выберите модель и серийный номер ресивера в крайнем левом меню ресивера(ов), связанного с имплантатом. В этом меню появится список подключенных и подключенных приемников с флажком.
    7. Нажмите « Поиск имплантата ETA », чтобы назначить приемник сигнала имплантированному передатчику. Откройте меню типа сигнала и выберите ЭКГ с частотой дискретизации 1 000 Гц. Введите калибровочные значения на обратной стороне упаковки имплантата. Выберите Сохранить и выйти.
    8. Нажмите « Настройка » в строке меню и выберите «Настройка темы». Появится диалоговое окно с подробными сведениями о предмете. Введите желаемое имя файла, который будет сохранен в настройках темы.
    9. Выберите пол животного и выберите «Мышь » из выпадающего меню видов. Откройте выпадающее меню анализа и выберите ЭКГ (модуль). При необходимости измените маркировку по умолчанию на ЭКГ и единицы измерения на мВ. Выберите триггер рядом с ЭКГ.
    10. Нажмите «ЭКГ» под именем субъекта в крайнем правом меню, чтобы открыть меню сведений о канале. Выберите желаемые параметры ЭКГ, такие как Num (номер цикла), ЧСС (частота сердечных сокращений) или интервалы, такие как PR-I, QT-I, RR-I, QRS и т. Д. из списка параметров.
    11. Чтобы настроить дисплей, нажмите « Настройка » в строке меню и выберите «Настройка эксперимента». Появится диалоговое окно настройки. Выберите « Настройка графика » в крайнем правом меню, чтобы определить до 16 графических окон, предоставляющих как необработанные данные, например, сигналы ЭКГ, так и производные параметры, например, петлю XY, тренд ЧСС. Чтобы отобразить ЭКГ, установите флажок «Включить страницу » на странице 1.
  2. Тренировка на беговой дорожке с одновременной записью ЭКГ в режиме реального времени
    1. Подготовьте экспериментальную установку, как показано на рисунке 2B , для 2-полосной беговой дорожки с мониторингом ЭКГ в режиме реального времени во время тренировки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для тренировок рекомендуется 5-полосная беговая дорожка для грызунов (см. Таблицу материалов). Установка состоит из конвейерной ленты, разделенной на пять ходовых отсеков, и блока управления с сенсорным экраном. Каждый ходовой отсек образован прозрачной коробкой из оргстекла с крышкой, установленной на конвейерной ленте. В каждом отсеке есть сетка для поражения электрическим током, где короткие электрические импульсы действуют как стимул для поддержания движения животного. Каждый отсек индивидуально подключен к блоку управления, что позволяет регулировать интенсивность удара в зависимости от отсека. Блок управления может отображать дистанцию пробега, количество ударов и общую продолжительность ударов. Поскольку все отсеки имеют одну и ту же конвейерную ленту, скорость и наклон можно регулировать только для всех отсеков одновременно.
    2. Чтобы обеспечить хорошую передачу сигнала во время дрессировки, поместите приемник сигнала на верхнюю часть коробки, устанавливающей беговую дорожку с животным, как показано на рисунке 2B. Точное положение приемника сигнала на беговой полосе различается у разных животных из-за разного соотношения сигнал/шум.
      1. Перемещайте приемник сигнала до тех пор, пока не будет найдено оптимальное положение на беговой полосе. Сделайте это, проведя тестовый эксперимент с дрессируемым животным, и отметьте положение с лучшим соотношением сигнал/шум. Используйте это оптимальное положение для реального эксперимента.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за размера приемника сигнала и расположения приемника перпендикулярно оси беговых дорожек (как показано на рисунке 2B) только два животных могут тренироваться одновременно с мониторингом ЭКГ в этой конфигурации.
    3. Разделите тренировку на беговой дорожке на следующие два этапа.
      1. Фаза акклиматизации: время, в течение которого животное адаптируется к условиям дрессировки. Выполните 1-недельный протокол акклиматизации, как показано в таблице 1 , со скоростью бега и временем тренировки для каждого дня, как описано.
      2. Фаза обучения: После акклиматизации тренируйте животное с фиксированной скоростью в течение фиксированного времени в день в общей сложности X дней. Для этого протокола выполняйте 5-дневный режим тренировок в течение 3 недель с постоянной скоростью 25 см/с и продолжительностью 60 мин/день (табл. 2). После 5 дней тренировок обеспечьте 2-дневный перерыв перед следующей неделей тренировок.
        ПРИМЕЧАНИЕ: X определяет общее количество дней обучения и определяется на основе экспериментальной цели.
    4. Включите беговую дорожку. Установите наклон беговой дорожки, скорость и интенсивность удара в соответствии с протоколом тренировки. Используйте наклон вверх 5°, что приводит к умеренному уровню стресса (рекомендуется). Используйте один и тот же наклон для фазы акклиматизации и фазы обучения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Наклон беговой дорожки определяет интенсивность тренировки; Выберите желаемый наклон. Протокол обучения может варьироваться в зависимости от цели эксперимента.
    5. Нажмите « Настройки » в блоке управления и выберите «Тест сетки». Откроется экран выбора размера сетки. Выберите Мыши. Появится экран тестирования сетки с двумя подтестами: испытание на удар и испытание на очистку. Нажмите «Пуск», чтобы начать испытание на удар. Появится сообщение, предупреждающее пользователя о тестовых потрясениях. Чтобы начать тест, подтвердите предупреждение, коснувшись экрана.
    6. Поместите токопроводящую часть губчатого аксессуара, входящего в комплект беговой дорожки, на решетку беговой дорожки. Размещайте его до тех пор, пока на экране не появится слово Pass . Протестируйте все сетки таким образом. Тест завершится автоматически после того, как все полосы успешно пройдут его, но пользователь может остановить его в любое время, нажав кнопку «Стоп ».
    7. Чтобы продолжить тест очистки, нажмите кнопку >> и нажмите кнопку «Пуск» и дождитесь запуска теста. Этот тест также прекратится автоматически, как только все полосы движения пройдут его. Если тест не пройден, на экране появится предупреждающее сообщение. Нажмите на сообщение, чтобы увидеть результат.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти тесты проводятся для проверки чистоты и функционирования сетки. Решетки должны быть чистыми, чтобы обеспечить хорошее обнаружение животных и последующую правильную подачу электрического стимула, если это необходимо. Если тест не пройден, очистите решетки, проверьте, правильно ли подключены все кабели, и повторите тест.
    8. Перенесите животное в ходовой отсек. Поместите приемник сигнала на прозрачную коробку и подключите приемник сигнала через соединительный кабель к системе сбора данных, которая состоит из матрицы обмена данными и сигнального интерфейса, который, в свою очередь, подключается к компьютеру с программным обеспечением сбора данных, работающим для просмотра сигнала ЭКГ во время эксперимента.
    9. Нажмите «Пуск», чтобы войти в режим работы. Животные получат короткий электрический импульс при контакте с электрической сетью, который направит животное к беговой полосе. Используйте минимальную силу удара 0,1 мА. Этого достаточно, чтобы мотивировать животных, но не видно в записи ЭКГ. Попробуйте разместить пищевые гранулы за пределами бегущих строк в поле зрения животного, чтобы поддерживать его мотивацию.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Диапазон, указанный производителем для поражения электрическим током, составляет 0.1 мА-2 мА. Увеличение интенсивности удара может потребоваться при разных штаммах мышей или в разных экспериментальных условиях, тем не менее, мы рекомендуем использовать минимально возможную интенсивность удара. В качестве альтернативы, чтобы уменьшить общее поражение электрическим током, постарайтесь удержать животное на беговой дорожке, осторожно толкая его, например, ватными ушными палочками или стимулируя его легким потоком сжатого воздуха. Если животные хорошо обучены, электрическая сеть и беговая дорожка могут быть разделены куском пенополистирола, чтобы избежать нежелательных ударов.
    10. Если животное не тренируется и не может быть мотивировано даже ударом электрическим током, удалите его из протокола дрессировки на этот день, если в течение первых 15 минут эксперимента не произойдет улучшения.
    11. По завершении дайте животному отдохнуть в течение 5 минут после тренировки, прежде чем перевести его обратно в клетку. Извлеките приемник сигнала из прозрачной коробки и поместите его обратно под клетку, как показано на рисунке 2A. Выключите беговую дорожку, чтобы избежать нежелательных ударов.
    12. Очистите ремень беговой дорожки, беговые отсеки и электрическую сетку безалкогольным чистящим средством. Чистые дорожки приводят к лучшим результатам тренировок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время тренировок важно постоянно убирать дорожки, так как животные перестают бегать по грязным дорожкам. Мы используем ватные ушные палочки, чтобы избавиться от фекалий животных во время тренировок.

3. Анализ данных

ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от индивидуальных целей исследования могут быть получены и проанализированы различные параметры. Этот протокол фокусируется на двух аспектах: анализ количественных характеристик ЭКГ и возникновение аритмий до, во время и после тренировки с использованием подхода, ранее описанного Tomsits etal.23; и анализ вариабельности сердечного ритма (ВСР)27.

  1. Анализ ЭКГ
    1. Подробное описание см. в Tomsits et al.23. Короче говоря, запустите программное обеспечение, подтвердите имя пользователя и серийный номер лицензии на программное обеспечение и нажмите «Продолжить».
    2. Чтобы открыть файл с расширением. PnmExp, нажмите « Загрузить эксперимент». Откроется диалоговое окно «Обзор папки», выберите файл и нажмите « Открыть».
    3. Перейдите в раздел « Действия» / «Начать проверку» на панели инструментов и выберите диалоговое окно «Загрузить данные проверки », в котором представлен обзор всех испытуемых и их записанных сигналов в рамках ранее выбранного эксперимента.
    4. Выберите файл для анализа, установив флажок рядом с его именем на панели «Темы » в левой части экрана. Чтобы проанализировать ЭКГ, установите флажок рядом с ЭКГ на панели типов сигналов.
    5. Выберите либо всю запись, либо определите диапазон или продолжительность, используя параметр временного диапазона. Нажмите OK, чтобы загрузить выбранный набор данных в обзор, и окна для событий и параметров откроются автоматически.
    6. Чтобы отобразить ЭКГ, нажмите « Настройка графика » на панели инструментов меню, чтобы открыть новое окно. Выберите «Первичный » в поле «Тип сигнала», введите «Время 0:00 :00:01», а затем выберите нужные « Маркировка», « Единица отображения» и « Пределы нижней и верхней осей», введя соответствующие текстовые поля. Подтвердите, установив флажок « Включить страницу », и появится определенное окно трассировки ЭКГ.
    7. Отрегулируйте размеры ЭКГ по осям X и Y двойным щелчком мыши. Щелкните левой кнопкой мыши трассировку, чтобы отобразить аннотацию волны, правильно распознать и аннотировать каждый сегмент трассы, волну P, Q, R, T.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если аннотации неверны, для оптимизации можно использовать несколько опций, QRS, PT, Advanced, Noise, Marks, Notes, Precision, например, опцию «Анализ/Атрибуты» с помощью щелчка правой кнопкой мыши. Подробное описание см. в Tomsits et al.23.
    8. Выберите необходимые параметры ЭКГ в окне параметров и скопируйте их в электронную таблицу или статистическую программу для дальнейшего анализа.
  2. Выявление аритмии
    1. Для обнаружения аритмии нажмите « Эксперимент/Аналитика данных», чтобы открыть новое окно анализа данных.
    2. Определите настраиваемые правила поиска для отображения записи на панели поиска. Создайте новый поиск, выбрав « Создать новый поиск » после щелчка правой кнопкой мыши в списке поиска.
    3. В раскрывающемся меню диалогового окна ввода определите соответствующее правило поиска и нажмите « ОК », чтобы добавить это правило поиска в список. Чтобы применить правила поиска, нажмите и перетащите их на интересующий канал слева.
    4. На панели результатов отображается каждый участок записи ЭКГ, к которому применяется правило. Подробный обзор различных правил поиска см. в Tomsits et al.23. Два примерных правила, брадикардия и тахикардия, см. в определении и описании ниже.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для этих правил поиска физиологическая частота сердечных сокращений мышей определяется в соответствии с Kaese et al.28 как 500-724 уд/мин, что соответствует длине цикла 82-110 мс.
      1. Брадикардия: При двухэтапном подходе определите каждый отдельный интервал RR длиннее 120 мс. Поскольку брадикардия требует более одного удлиненного интервала RR, определите дополнительное правило поиска, чтобы идентифицировать только 20 последовательных интервалов RR длиннее 120 мс как брадикардию следующим образом: брадикардия - одиночная как значение (HRcyc0) <500 и брадикардия как серия (брадикардия - одиночная, 1) > = 20. Нажмите OK, чтобы добавить это правило поиска в список.
      2. Следуя тому же подходу к тахикардии, определите тахикардию-одиночную как значение (HRcyc0) >724, идентифицируя каждый отдельный интервал RR, который короче 82 мс, а затем добавьте дополнительное правило поиска Тахикардия как Серия (Тахикардия-одиночная, 1) > = 20. Нажмите OK, чтобы добавить это правило поиска в список.
  3. Анализ вариабельности сердечного ритма
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анализ вариабельности сердечного ритма (ВСР) не выполняется в программном обеспечении для сбора данных и требует экспорта данных из программного обеспечения для сбора данных в удобочитаемом формате. Здесь мы предоставляем краткое пошаговое руководство по экспорту данных в широко используемом европейском формате данных (EDF).
    1. Запустите программное обеспечение, подтвердите имя пользователя и серийный номер и нажмите «Продолжить».
    2. Чтобы экспортировать трассировку ЭКГ, например, для анализа ВСР, нажмите « Эксперимент » и выберите «Экспорт в EDF». В окне «Экспорт в EDF» выберите номер животного, проверьте ЭКГ, выберите временной диапазон, за который будут экспортированы данные, и нажмите « Экспорт».
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нет ограничений на экспортируемый временной диапазон, установленный программным обеспечением, обработка большего количества данных займет больше времени. Также можно разбить экспорт на разделы, например, 24 часа и при необходимости реинтегрировать их позже.
    3. Запустите аналитическое программное обеспечение, используемое для анализа ВСР (см. Таблицу материалов), нажмите « Файл » и выберите « Открыть », чтобы загрузить нужный файл EDF.
    4. Нажмите на HRV и выберите «Настройки». Откроется окно для установки различных параметров. В разделе «Обнаружение биения» выберите виды, для которых проводится анализ ВСР. При выборе вида будут установлены значения ширины ячейки гистограммы, порога pRR и значения усреднения SDARR на панели «Анализ» в соответствии с предопределенным стандартом.
    5. Выберите HRV и выберите «Представление отчета». Скопируйте результаты в статистическое программное обеспечение для дальнейшего статистического анализа.
    6. Качество сигнала может быть значительно ниже на этапах обучения. Если это так, вручную выберите циклы с видимыми P и QRS для последующего анализа. Исключите из анализа неверные метки данных и метки данных без четких P-волн. Делайте это под тщательным рассмотрением опытного аналитика ЭКГ, чтобы избежать исключения хороших точек данных.

Результаты

В зависимости от индивидуальных задач исследования, последующий анализ полученных телеметрических данных будет сильно отличаться. Здесь мы демонстрируем осуществимость метода, получая данные хорошего качества, записанные во время тренировок, и приводим примерные результаты анализа...

Обсуждение

Современные руководящие принципы рекомендуют регулярную физическую активность, поскольку было продемонстрировано, что она является важным модификатором факторов риска сердечно-сосудистых заболеваний30. Кроме того, появляется все больше доказательств того, что умеренна?...

Раскрытие информации

Авторам раскрывать нечего.

Благодарности

Эта работа была поддержана Немецким научно-исследовательским обществом (DFG; Программа ученых-клиницистов в области сосудистой медицины (PRIME), MA 2186/14-1 для. Томситса), Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований (DZHK; 81X2600255 для С. Клаусса), Фонд Corona (S199/10079/2019 для С. Клаусса) и ERA-NET по сердечно-сосудистым заболеваниям (ERA-CVD; 01KL1910 для С. Клаусса). Спонсоры не играли никакой роли в подготовке рукописи.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
14-gauge needleSterican584125
Any mousee.g. Jackson Laboratories
BepanthenBayer1578675
Carprofen 0.005 mg/µLZoetis53716-49-7
Data Exchange Matrix 2.0 (MX2)Data Science InternationalManages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer.
Enrofloxacin 25 mg/mlBaytril400614.00.00
Fentanyl 0.5 mg/10 mLBraun Melsungen
Fine forcepsFine Science Tools11295-51
Five Lane Treadmill for MousePanlab - Harvard Apparatus76-0896Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables
Iris scissorsFine Science Tools14084-08
Isoflurane 1 mL/mLCp-Pharma31303
Isoflurane vaporizer systemHugo Sachs Elektronik34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters
LabChart Pro 8.1.16ADInstruments
MagnetData Science International
Modified Bain circuitHugo Sachs Elektronik73-4860Includes an anesthesia mask for mice
Modular connectorsData Science InternationalConnecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2)
Novafil s 5-0Medtrocin/Covidien88864555-23
Octal BioAmpADInstrumentsFE238-0239Amplifier for recording Surface ECG
OcteniseptSchülke121418
Oxygen 5 LLinde2020175Includes a pressure regulator
PhysioTel ETA-F10 transmitterData Science International
PhysioTel receiver RPC-1Data Science InternationalSignal reciever
Ponemah 6.42Data Science InternationalECG Analysis Software
PowerlabADInstruments3516-1277Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads
Prism 8.0.1Graph Pad
Radio Device (Sony AF/AM)Sony
Signal InterfaceData Science InternationalAcquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x.
Spring scissorsFine Science Tools91500-09
Surgical platformKent ScientificSURGI-M
Tergazyme 1%Alconox13051.0Commercial cleaning solution
TweezersKent ScientificINS600098-2

Ссылки

  1. Halle, M., et al. Myocarditis in athletes: A clinical perspective. European Journal of Preventive Cardiology. , (2020).
  2. Maron, B. J., et al. Eligibility and disqualification recommendations for competitive athletes with cardiovascular abnormalities: Task force 3: Hypertrophic cardiomyopathy, arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy and other cardiomyopathies, and myocarditis: A scientific statement from the American Heart Association and American College of Cardiology. Circulation. 132 (22), 273-280 (2015).
  3. Caforio, A. L. P., et al. Current state of knowledge on aetiology, diagnosis, management, and therapy of myocarditis: a position statement of the European Society of Cardiology Working Group on Myocardial and Pericardial Diseases. European Heart Journal. 34 (33), 2636-2648 (2013).
  4. Eberly, L., Garg, L., Vidula, M., Reza, N., Krishnan, S. Running the risk: Exercise and arrhythmogenic cardiomyopathy. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 23 (10), 64 (2021).
  5. Lang, C. N., Steinfurt, J., Odening, K. E. Avoiding sports-related sudden cardiac death in children with congenital channelopathy: Recommendations for sports activities. Herz. 42 (2), 162-170 (2017).
  6. Maron, B. J., et al. Recommendations for physical activity and recreational sports participation for young patients with genetic cardiovascular diseases. Circulation. 109 (22), 2807-2816 (2004).
  7. Martinez-Sole, J., et al. Facts and gaps in exercise influence on arrhythmogenic cardiomyopathy: New insights from a meta-analysis approach. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 702560 (2021).
  8. Sharma, S., Merghani, A., Mont, L. Exercise and the heart: the good, the bad, and the ugly. European Heart Jorunal. 36 (23), 1445-1453 (2015).
  9. Guasch, E., Mont, L. Diagnosis, pathophysiology, and management of exercise-induced arrhythmias. Nature Reviews. Cardiology. 14 (2), 88-101 (2017).
  10. Konhilas, J. P., et al. Exercise can prevent and reverse the severity of hypertrophic cardiomyopathy. Circulation Research. 98 (4), 540-548 (2006).
  11. Trivedi, S. J., et al. Differing mechanisms of atrial fibrillation in athletes and non-athletes: alterations in atrial structure and function. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 21 (12), 1374-1383 (2020).
  12. Clauss, S., et al. MicroRNAs as biomarkers for acute atrial remodeling in marathon runners (The miRathon study--A sub-study of the Munich marathon study). PLoS One. 11 (2), 0148599 (2016).
  13. Clauss, S., et al. Animal models of arrhythmia: classic electrophysiology to genetically modified large animals. Nature Reviews. Cardiology. 16 (8), 457-475 (2019).
  14. Schüttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  15. Poole, D. C., et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1100-1138 (2020).
  16. Pynn, M., Schafer, K., Konstantinides, S., Halle, M. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
  17. Wang, Y., Wisloff, U., Kemi, O. J. Animal models in the study of exercise-induced cardiac hypertrophy. Physiological Research. 59 (5), 633-644 (2010).
  18. Massett, M. P., Matejka, C., Kim, H. Systematic review and meta-analysis of endurance exercise training protocols for mice. Frontiers in Physiology. 12, 782695 (2021).
  19. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), e61583 (2020).
  20. Mongue-Din, H., Salmon, A., Fiszman, M. Y., Fromes, Y. Non-invasive restrained ECG recording in conscious small rodents: a new tool for cardiac electrical activity investigation. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 454 (1), 165-171 (2007).
  21. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
  22. Sato, S. Multi-dry-electrode plate sensor for non-invasive electrocardiogram and heart rate monitoring for the assessment of drug responses in freely behaving mice. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 97, 29-35 (2019).
  23. Tomsits, P., et al. Analyzing long-term electrocardiography recordings to detect arrhythmias in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (171), e62386 (2021).
  24. Gkrouzoudi, A., Tsingotjidou, A., Jirkof, P. A systematic review on the reporting quality in mouse telemetry implantation surgery using electrocardiogram recording devices. Physiology & Behavior. 244, 113645 (2022).
  25. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2011, 7666-7669 (2011).
  26. McCauley, M. D., Wehrens, X. H. Ambulatory ECG recording in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (39), e1739 (2010).
  27. Thireau, J., Zhang, B. L., Poisson, D., Babuty, D. Heart rate variability in mice: a theoretical and practical guide. Experimental Physiology. 93 (1), 83-94 (2008).
  28. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: a matter of size. Frontiers in Physiology. 3, 345 (2012).
  29. Roussel, J., et al. The complex QT/RR relationship in mice. Scientific Reports. 6, 25388 (2016).
  30. Visseren, F. L. J., et al. ESC Guidelines on cardiovascular disease prevention in clinical practice: Developed by the Task Force for cardiovascular disease prevention in clinical practice with representatives of the European Society of Cardiology and 12 medical societies With the special contribution of the European Association of Preventive Cardiology (EAPC). European Heart Journal. 42 (34), 3227 (2021).
  31. Buckley, B. J. R., Lip, G. Y. H., Thijssen, D. H. J. The counterintuitive role of exercise in the prevention and cause of atrial fibrillation. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1051-1058 (2020).
  32. Elliott, A. D., et al. Association between physical activity and risk of incident arrhythmias in 402 406 individuals: evidence from the UK Biobank cohort. European Heart Journal. 41 (15), 1479-1486 (2020).
  33. Qureshi, W. T., et al. Cardiorespiratory fitness and risk of incident atrial fibrillation: Results from the Henry Ford Exercise Testing (FIT) project. Circulation. 131 (21), 1827-1834 (2015).
  34. Abdulla, J., Nielsen, J. R. Is the risk of atrial fibrillation higher in athletes than in the general population? A systematic review and meta-analysis. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 11 (9), 1156-1159 (2009).
  35. Centurion, O. A., et al. The association between atrial fibrillation and endurance physical activity: How much is too much. Journal of Atrial Fibrillation. 12 (3), 2167 (2019).
  36. Calvo, N., et al. Emerging risk factors and the dose-response relationship between physical activity and lone atrial fibrillation: a prospective case-control study. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 18 (1), 57-63 (2016).
  37. Khan, H., et al. Cardiorespiratory fitness and atrial fibrillation: A population-based follow-up study. Heart Rhythm. 12 (7), 1424-1430 (2015).
  38. Morseth, B., et al. Physical activity, resting heart rate, and atrial fibrillation: the Tromso Study. European Heart Journal. 37 (29), 2307-2313 (2016).
  39. Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169 (3), 510-522 (2017).
  40. Xiao, L., et al. Ibrutinib-mediated atrial fibrillation attributable to inhibition of C-terminal Src kinase. Circulation. 142 (25), 2443-2455 (2020).
  41. Clauss, S., et al. Characterization of a porcine model of atrial arrhythmogenicity in the context of ischaemic heart failure. PLoS One. 15 (5), 0232374 (2020).
  42. Renner, S., et al. Porcine models for studying complications and organ crosstalk in diabetes mellitus. Cell and Tissue Research. 380 (2), 341-378 (2020).
  43. Schuttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animal (NY). 51 (2), 46-67 (2022).
  44. De Wijs-Meijler, D. P., et al. Surgical placement of catheters for long-term cardiovascular exercise testing in swine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53772 (2016).
  45. Borzsei, D., et al. Multiple applications of different exercise modalities with rodents. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 3898710 (2021).
  46. Kaplan, M. L., et al. Cardiac adaptations to chronic exercise in mice. The American Journal of Physiology. 267 (3), 1167-1173 (1994).
  47. Fewell, J. G., et al. A treadmill exercise regimen for identifying cardiovascular phenotypes in transgenic mice. The American Journal of Physiology. 273 (3), 1595-1605 (1997).
  48. Kemi, O. J., Loennechen, J. P., Wisloff, U., Ellingsen, O. Intensity-controlled treadmill running in mice: cardiac and skeletal muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 93 (4), 1301-1309 (2002).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

183

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены