로그인

JoVE 비디오를 활용하시려면 도서관을 통한 기관 구독이 필요합니다. 전체 비디오를 보시려면 로그인하거나 무료 트라이얼을 시작하세요.

기사 소개

  • 요약
  • 초록
  • 서문
  • 프로토콜
  • 결과
  • 토론
  • 공개
  • 감사의 말
  • 자료
  • 참고문헌
  • 재인쇄 및 허가

요약

심전도(ECG)는 심장 전기생리학을 이해하는 핵심 변수입니다. 신체 운동은 유익한 효과가 있지만 심혈관 질환의 맥락에서 해로울 수도 있습니다. 이 원고는 운동 중 실시간 ECG를 기록하는 방법을 제공하여 생쥐의 심장 전기 생리학에 미치는 영향을 조사하는 데 도움이 될 수 있습니다.

초록

규칙적인 신체 운동은 심혈관 건강의 주요 원인이며 다양한 대사 및 전기 생리학적 과정에 영향을 미칩니다. 그러나, 유전성 부정맥 증후군, 예를 들어, 부정맥성 심근병증(ACM) 또는 심근염과 같은 특정 심장 질환에서, 신체 운동은 심장에 부정적인 영향을 미쳐 부정맥성 기질 생성을 유도할 수 있다. 현재, 운동 관련 부정맥 유발 리모델링의 기본 분자 메커니즘은 거의 알려져 있지 않으므로 질병의 맥락에서 어떤 빈도, 기간 및 강도가 안전한 것으로 간주될 수 있는지는 불분명합니다.

제안된 방법은 트레드밀 훈련과 ECG의 실시간 모니터링을 결합하여 신체 운동의 부정맥/항부정맥 효과를 연구할 수 있도록 합니다. 이식 가능한 원격 측정 장치는 휴식 및 러닝 머신 훈련 중에 최대 3 개월 동안 자유롭게 움직이는 마우스의 ECG를 지속적으로 기록하는 데 사용됩니다. 분석 모듈이 포함된 데이터 수집 소프트웨어는 훈련 중 및 훈련 후 심박수, P파 지속 시간, PR 간격, QRS 간격 또는 휴식 시 QT 지속 시간과 같은 기본 ECG 매개변수를 분석하는 데 사용됩니다. 또한 심박 변이도(HRV) 매개변수와 부정맥 발생을 평가합니다. 간단히 말해서, 이 원고는 마우스 모델에서 잠재적인 부정맥 유발 리모델링을 포함하여 심장 전기생리학에 대한 운동 유도 효과를 실험적으로 탐색하기 위한 단계별 접근 방식을 설명합니다.

서문

규칙적인 신체 활동은 건강한 삶을 위해 중요합니다. 그러나 특정 심혈관 질환은 이러한 상식적인 합의가 적어도 의심스러운 상황으로 이어집니다. 심근염 환자에서 현재 데이터는 운동의 부작용을 보여 주므로 이러한 환자에서 일정 기간 동안 모든 운동을 일시 중지하는 것이 좋습니다 1,2,3. 유전성 부정맥 증후군과 같은 다른 심혈관 질환 (CVD)에서는 적절한 운동 수준에 대한 증거가 비교적 적기 때문에 4,5,6,7 이러한 경우 주로 젊고 신체적으로 활동적인 환자에 대한 임상 상담이 매우 어렵습니다.

수축력 감소와 심부전을 초래하는 역방향 리모델링과 부정맥 및 심장 돌연사를 유발하는 부정맥성 리모델링이 심장에 대한 운동 관련 유해한 영향의 특징으로 제시되었다8. 많은 연구에서 다양한 질병에 대한 적당한 운동의 유익한 효과를 나타냅니다 9,10. 그러나 광범위한 훈련은 심장에 해로운 영향을 미쳐 특히 건강한 운동선수의 경우 부정맥을 유발할 수 있다11. 마라톤 선수12에서 입증된 바와 같이 취약한 부정맥 기질 생산으로 이어지는 구조적 리모델링 과정이 이러한 역설적인 상황의 기초가 될 수 있지만, 건강한 사람과 심혈관 질환 환자 모두에서 운동 관련 불리한 리모델링의 구체적인 메커니즘은 거의 알려지지 않은 채로 남아 있습니다.

동물에서, 특히 마우스에서, 광범위한 심혈관 질환을 모방하기 위해 몇 가지 적합한 모델이 개발되었다13,14. 또한, 마우스(15,16,17)에서 전동 트레드밀 훈련, 자발적 휠 러닝(VWR), 및 수영(17,18)을 포함하는 다양한 운동 모델 및 훈련 프로토콜이 확립되었다. ECG 모니터링에 의한 심장 전기 생리학의 평가는 일반적으로 동물과 일종의 탐지 장치 사이의 직접적인 전도 연결에 달려 있습니다. 따라서, 예를 들어, 날카로운 전극(19)을 사용하여 ECG 기록을 얻기 위해 동물을 마취시킬 필요가 있거나, 또는 동물이 구속기(20)에 의해 고정될 필요가 있거나, 또는 예를 들어, 발-전극(21) 또는 전도성 플랫폼(22)을 사용할 때, 기본적인 분석만을 허용하는 움직임 아티팩트로 인해 데이터 품질이 저하된다. 따라서 위에서 언급한 접근 방식 중 어느 것도 훈련 프로토콜과 호환되지 않으며 결과적으로 마우스에서 불리한 리모델링으로 이어지는 운동 관련 메커니즘에 대한 연구를 방지합니다. 이식형 원격 측정 장치는 이러한 장애물을 극복할 수 있으며 오늘날 의식이 있고 움직이는 동물에서 생체 내에서 쥐 전기생리학을 평가하는 가장 강력한 도구이자 황금 표준입니다23,24. 현재의 텔레메트리 하드웨어 솔루션은 케이지(25,26)에 있는 마우스를 모니터링하기 위해 개발되었으며, 일반적으로 데이터 수집을 위해 케이지 아래에 수신기를 배치해야 하므로 이러한 상황 밖에서 실시간 모니터링이 어렵습니다. 여기에서는 이식된 원격 측정 장치를 사용하여 마우스의 트레드밀 훈련 중 실시간 ECG 기록을 통해 운동이 심장 전기생리학 및 부정맥 생성에 미치는 영향을 조사하는 접근 방식을 제공합니다. 얻어진 모든 파라미터는 Tomsits et al.23에 의해 이전에 기술된 바와 같이 분석되었다.

프로토콜

모든 동물 절차는 뮌헨 대학의 동물 관리 및 윤리 위원회의 지침에 따라 수행되었으며 모든 절차는 독일 뮌헨 바이에른 정부의 승인을 받았습니다(ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). 이 연구에는 4마리의 수컷 야생형 사내 사육 C57BL/6N 마우스가 사용되었습니다.

1. 트랜스미터의 준비 및 외과적 이식

참고: 트랜스미터 준비 및 이식에 대한 자세한 프로토콜은 McCauley et al.26을 참조하십시오.

  1. 송신기의 준비
    1. 새 트랜스미터는 멸균 상태이므로 직접 사용하십시오. 트랜스미터를 재사용하는 경우 식염수에 넣어 장치를 청소하여 핏자국을 제거하고 트랜스미터와 리드 전극에 부착된 조직 조각을 제거하십시오. 초기 세척 후 필요한 경우 트랜스미터를 1% 세척액( 재료 표 참조)에 4시간 동안 담가 트랜스미터를 추가로 세척합니다.
    2. 제공된 자석을 가까이에 두어 송신기를 활성화하십시오. 활성화 후 530Hz AM 주파수에서 무선 장치를 사용하여 송신기의 신호를 테스트합니다. 날카롭고 명확한 신호음은 송신기가 활성화되었음을 나타내는 반면 비활성화된 송신기는 신호를 제공하지 않습니다.
  2. 수술 준비 및 이식
    알림: 모든 수술 절차는 깨끗하고 멸균된 조건에서 수행되어야 합니다.
    1. 사용하기 전에 모든 표면과 재사용 가능한 장비를 소독하고 멸균 일회용품(예: 거즈, 장갑 등)을 사용하십시오.
    2. 최적의 길이로 줄여 송신기의 리드를 준비하고, 음극(흰색) 리드는 약 3.5cm, 포지티브(빨간색) 리드는 2.5cm로 줄입니다. 전극 끝의 빨간색과 흰색 절연 피복을 약간으로 절단하여 5-7mm의 도선을 노출시킵니다.
      참고: 이 길이는 9-12주 된 BALB/c 또는 C57BL/6 마우스(체중 ~25g)에 권장됩니다. 연구에 사용된 동물이 더 크거나 무거운지 조정합니다.
    3. 송신기의 무게와 마우스의 체중에 유의하십시오. 또한 DSI에서 제공하는 트랜스미터의 일련 번호와 교정 값을 기록해 두십시오.
      참고 : 동물의 체중은 마취제와 진통제의 복용량을 계산하는 데 사용됩니다. 초기 체중은 수술 후 동물 회복을 평가하기 위한 기준으로도 사용됩니다.
    4. 1L/min의 100% 산소로 구동되는 2%-3% 이소플루란(vol/vol)으로 세척된 이소플루란 기화기에 연결된 유도 챔버에서 마우스를 마취합니다. 마취가 완전히 시작될 때까지 기다렸다가 진행하기 전에 마취의 적절한 깊이를 보장하기 위해 발가락 꼬집음과 눈꺼풀 반사를 확인하십시오.
    5. 다음으로, 마취 된 동물을 앙와위 자세로 놓고 연고 ( 재료 표 참조)를 사용하여 시술 중 안구 건조를 예방하십시오. 마우스의 체온을 37°C로 유지하기 위해 수술실 상에서 깨끗한 조건 하에서 수술을 수행한다. 직장 프로브를 온도 센서로 삽입합니다.
    6. 지속적인 이소플루란(1.5%-2%) 적용으로 마취를 유지하십시오. 진통을 위해 펜타닐(0.50μg/g)을 복강주사합니다. 과도한 가스가 수술실로 빠져나가는 것을 방지하기 위해 환기 설정에 흡착기를 연결합니다(권장).
    7. 바늘 ECG 전극을 양쪽 팔에 삽입하고 접지 전극을 마우스의 왼쪽 다리에 삽입하여 수술 중 ECG를 모니터링하고 기준선 ECG를 얻기 위한 리드 I ECG 구성을 얻습니다.
    8. 복부와 가슴을 면도하고 클로르헥시딘/알코올을 사용하여 수술 부위를 소독합니다( 재료 표 참조). 핀셋을 사용하여 피부를 조이고 가위 (개복술)를 사용하여 1.5-2cm 복부 정중선 복부 절개를 수행하십시오.
    9. 그림 1과 같이 전극 리드를 배치하기 위해 오른쪽 상단 가슴과 심장 아래 왼쪽 하단 가슴에 피하 포켓(ca 1mm)을 만듭니다.
    10. 송신기 본체를 장 위의 복막에 부드럽게 놓습니다. 앞서 만든 오른쪽 위 가슴과 왼쪽 아래 가슴 주머니의 양쪽 주머니에서 14G 바늘을 피하 삽입하여 전극 위치 지정을 위한 터널을 만듭니다.
    11. 빨간색과 흰색 전극을 바늘을 통해 안내하여 리드 II 구성에 배치합니다. 6.0 봉합사로 전극 팁을 배치하고 고정하고, 왼쪽 하단 가슴에 양극(빨간색)을, 오른쪽 상단 가슴에 음극(흰색)을 고정합니다.
    12. 6.0 봉합사를 사용하여 모든 절개 부위를 봉합하고 상처에 소독제( 재료 표 참조)를 바릅니다. 동물을 회복 케이지(한 마리의 동물/케이지만)로 옮기고 마취가 완전히 회복될 때까지 체온을 유지하기 위해 열원 아래에 두십시오. 완전히 회복되고 흉골 누운 상태를 유지할 수 있는 능력이 있는 후에만 필요한 경우 동물을 회사에 다시 배치할 수 있습니다.
    13. 수술 후 동물에게 충분한 양의 진통제와 항생제를 제공하십시오. 진통제로 카프로펜(5μg/g)을, 항생제로 엔로플록사신(5μg/g)을 사용하십시오. 염증이나 상처 열개가 발생하지 않도록 정기적으로 상처를 모니터링합니다.
    14. 수술 후 회복 기간 7-10 일 후, 동물은 러닝 머신 훈련을받을 준비가됩니다. 훈련을 시작하기 전에 상처가 제대로 치유되고 마우스가 건강한지 확인하십시오.
      참고: 실험 기간이 완료된 후 원격 측정 송신기를 사용하는 데 특정 안락사 방법이 필요하지 않습니다. 방법의 선택은 후속 분석과 조직 상태에 대한 특정 요구 사항, 지역 동물 관리 규칙 및 규정, 해당 지역 윤리 위원회의 승인에 따라 달라집니다.

2. 데이터 수집

  1. 사전 준비
    1. 데이터 수집을 시작하려면 동물 케이지를 신호 수신기에 놓습니다. 신호 수신기를 데이터 교환 매트릭스와 신호 인터페이스로 구성된 데이터 수집 시스템에 연결합니다. 데이터 시각화를 위해 수집 소프트웨어가 있는 컴퓨터에 데이터 수집 시스템을 연결합니다( 그림 2A의 설정 세부 정보 참조).
    2. 소프트웨어를 시작하고 다음 화면에서 사용자 이름과 라이센스를 확인한 다음 계속을 클릭합니다. 하드웨어를 클릭하여 송신기 및 신호 수신기 장치를 설정합니다. Edit Physio Tel/HD(MX2) Configuration(물리 텔/HD(MX2) 컨피그레이션) 을 선택하여 컨피그레이션 창을 엽니다.
    3. Configuration(컨피그레이션) 탭의 목록 보기에서 MX2 Configuration(MX2 컨피그레이션 )을 선택하여 사용 가능한 모든 트랜스미터와 사용 가능한 열에서 일련 번호를 확인합니다. 이식된 트랜스미터를 사용 가능한 열에서 선택한 열로 클릭하고 끕니다.
      참고: 송신기가 선택한 열에 나열되면 맨 왼쪽의 구성 탭에 있는 MX2 구성에도 추가됩니다.
    4. 송신기의 일련 번호 옆에 있는 컬러 아이콘은 상태를 나타냅니다. 모든 송신기의 상태 확인: 확인 표시가 있는 녹색 = 송신기가 동기화되고 준비되었습니다. 느낌표가 있는 빨간색 = 현재 사용할 수 없는 송신기(예: 현재 다른 시스템의 실험에서 구성됨); 노란색 = 송신기가 동기화 중이거나 수신기가 연결되어 있지 않습니다. 공칭 데이터 전송을 나타내는 녹색 표시등이 있는지 확인하십시오.
    5. 트랜스미터를 구성하려면 추가된 트랜스미터의 일련 번호를 선택하고 Create New Implant(새 임플란트 생성)를 클릭합니다. 임플란트 모델의 드롭다운 메뉴에서 ETA-F10 을 선택하여 임플란트 세부 정보를 확인합니다.
    6. 임플란트와 관련된 수신기의 맨 왼쪽 메뉴에서 수신기의 모델과 일련 번호를 선택합니다. 연결 및 연결된 수신기 목록이 확인란과 함께 이 메뉴 아래에 나타납니다.
    7. Search for ETA Implant(ETA 임플란트 검색)를 클릭하여 이식된 송신기에 신호 수신기를 할당합니다. 신호 유형 메뉴를 열고 샘플링 속도가 1,000Hz인 ECG를 선택합니다. 임플란트 포장 뒷면에 보정 값을 입력합니다. Save & Exit(저장 및 종료)를 선택합니다.
    8. 메뉴 표시줄 에서 Setup(설정)을 클릭하고 Subject Setup(주제 설정)을 선택합니다. 제목 세부 정보가 있는 대화 상자가 나타납니다. 원하는 파일 이름을 입력하면 피사체 설정에 저장됩니다.
    9. 동물의 성별을 선택하고 종의 드롭다운 메뉴에서 마우스 를 선택합니다. 분석 드롭다운 메뉴를 열고 ECG (모듈)를 선택합니다. 원하는 경우 기본 레이블을 ECG로 변경하고 단위를 mV로 변경합니다. ECG 옆에 있는 트리거 를 선택합니다.
    10. 맨 오른쪽 메뉴의 주제 이름 아래에 있는 ECG를 클릭하여 채널 세부 정보 메뉴를 엽니다. Num(주기 번호), HR(심박수) 또는 PR-I, QT-I, RR-I, QRS 등과 같은 간격과 같은 원하는 ECG 매개변수를 선택합니다. 매개 변수 목록에서.
    11. 디스플레이를 설정하려면 메뉴 표시줄에서 Setup(설정 )을 클릭하고 Experiment Setup(실험 설정)을 선택합니다. 설정 대화 상자가 나타납니다. 맨 오른쪽 메뉴에서 그래프 설정을 선택하여 원시 데이터(예: ECG 신호)와 파생 매개변수(예: XY 루프, HR 추세)를 모두 제공하는 최대 16개의 그래픽 창을 정의합니다. ECG를 표시하려면 1페이지의 페이지 활성화 확인란을 선택합니다.
  2. 동시 실시간 ECG 기록을 통한 트레드밀 훈련
    1. 훈련 중 실시간 ECG 모니터링이 있는 2레인 트레드밀에 대해 그림 2B 와 같이 실험 설정을 준비합니다.
      알림: 훈련을 위해 5레인 설치류 트레드밀( 재료 표 참조)을 사용하는 것이 좋습니다. 설정은 5개의 러닝 컴파트먼트로 분할된 컨베이어 벨트와 터치스크린이 있는 제어 장치로 구성됩니다. 각 주행 실은 컨베이어 벨트에 장착 된 뚜껑이있는 투명한 플렉시 유리 상자로 구성됩니다. 각 구획에는 짧은 전기 펄스가 동물을 계속 작동시키는 자극으로 작용하는 전기 충격 그리드가 있습니다. 각 격실은 충격 강도의 격실별 조정을 가능하게 하기 위해 제어 장치에 개별적으로 연결됩니다. 제어 장치는 주행 거리, 충격 횟수 및 총 충격 지속 시간을 표시할 수 있습니다. 모든 구획이 동일한 컨베이어 벨트를 공유하기 때문에 모든 구획에 대해 동시에 속도와 기울기를 조정할 수 있습니다.
    2. 훈련 중에 좋은 신호 전달을 가능하게 하려면 그림 2B와 같이 동물과 함께 달리기 차선을 설정하는 상자 위에 신호 수신기를 놓습니다. 주행 차선에서 신호 수신기의 정확한 위치는 신호/잡음 비율이 다르기 때문에 동물마다 다릅니다.
      1. 주행 차선에서 최적의 위치를 찾을 때까지 신호 수신기를 이동하십시오. 훈련 중인 동물과 함께 테스트 실험을 실행하고 신호/잡음 비율이 가장 좋은 위치를 기록하여 그렇게 하십시오. 실제 실험에 이 최적 위치를 사용합니다.
        알림: 신호 수신기의 크기와 주행 차선의 축에 수직인 수신기의 배치로 인해( 그림 2B 참조) 이 구성에서는 ECG 모니터링을 통해 두 마리의 동물만 동시에 훈련할 수 있습니다.
    3. 트레드밀 훈련을 다음 두 단계로 나눕니다.
      1. 순응 단계 : 동물이 훈련 조건에 적응하는 시간. 표 1에 표시된 대로 1 주일 순응 프로토콜을 수행하고 설명된 대로 매일 달리기 속도와 훈련 시간을 지정합니다.
      2. 훈련 단계: 순응 후 총 X일 동안 하루에 정해진 시간 동안 고정된 속도로 동물을 훈련시킵니다. 이 프로토콜의 경우 25cm/s의 일정한 속도와 60분/일의 지속 시간으로 3주 동안 5일 훈련 요법을 수행합니다(표 2). 5 일간의 훈련 후, 다음 주 훈련 전에 2 일간의 휴식을 제공하십시오.
        참고: X는 총 훈련 일수를 정의하며 실험 목표에 따라 정의됩니다.
    4. 런닝머신을 켭니다. 트레이닝 프로토콜에 따라 트레드밀 기울기, 속도 및 충격 강도를 설정합니다. 적당한 수준의 응력을 유발하는 5°의 상향 경사를 사용하십시오(권장). 순응 단계와 훈련 단계에 동일한 성향을 사용하십시오.
      알림: 트레드밀의 기울기는 훈련 강도를 정의합니다. 원하는 성향을 선택하십시오. 훈련 프로토콜은 실험 목적에 따라 달라질 수 있습니다.
    5. 제어 장치에서 설정을 누르고 그리드 테스트를 선택합니다. 그러면 그리드 크기 선택 화면이 열립니다. 마우스를 선택합니다. 그리드 테스트 화면에는 충격 테스트와 청소 테스트의 두 가지 하위 테스트가 표시됩니다. 시작을 눌러 충격 테스트를 시작합니다. 사용자에게 테스트 충격을 경고하는 메시지가 나타납니다. 테스트를 시작하려면 화면을 터치하여 경고를 확인합니다.
    6. 트레드밀과 함께 제공된 스폰지 액세서리의 전도성 부분을 트레드밀의 그리드에 놓습니다. 화면에 Pass 라는 단어가 나타날 때까지 배치합니다. 이와 같이 모든 그리드를 테스트합니다. 테스트는 모든 차선이 성공적으로 통과한 후 자동으로 종료되지만 사용자가 중지 버튼을 눌러 언제든지 중지 할 수 있습니다.
    7. 청소 테스트를 계속하려면 >> 버튼과 시작을 누르고 테스트가 실행될 때까지 기다립니다. 이 테스트는 모든 차선이 통과하는 즉시 자동으로 중지됩니다. 테스트에 실패하면 화면에 경고 메시지가 나타납니다. 메시지를 터치하여 결과를 확인합니다.
      알림: 이 테스트는 그리드의 청결도와 기능을 확인하기 위해 수행됩니다. 그리드는 동물을 잘 감지하고 필요한 경우 전기 자극을 올바르게 전달하기 위해 깨끗해야 합니다. 테스트에 실패하면 그리드를 청소하고 모든 케이블이 제대로 연결되어 있는지 확인한 후 테스트를 반복하십시오.
    8. 동물을 달리기 실로 옮깁니다. 투명 상자에 신호 수신기를 놓고 연결 케이블을 통해 신호 수신기를 데이터 교환 매트릭스와 신호 인터페이스로 구성된 데이터 수집 시스템에 연결하고, 이 시스템은 실험 중에 ECG 신호를 보기 위해 실행 중인 수집 소프트웨어가 있는 컴퓨터에 연결합니다.
    9. 시작을 눌러 실행 모드로 들어갑니다. 동물은 전기 그리드와 접촉할 때 짧은 전기 충격을 받아 동물을 주행 차선으로 향하게 합니다. 0.1mA의 최소 충격 강도를 사용하십시오. 이것은 동물에게 동기를 부여하기에 충분하지만 ECG 기록에서는 볼 수 없습니다. 동기를 유지하기 위해 동물의 시야 내에서 달리기 라인 외부에 음식 알갱이를 배치하십시오.
      알림: 제조업체에서 감전에 대해 제공한 범위는 0.1mA-2mA입니다. 충격 강도의 증가는 다른 마우스 균주 또는 다른 실험 조건에서 필요할 수 있지만 가능한 가장 낮은 충격 강도를 사용하는 것이 좋습니다. 또는 전반적인 감전을 줄이려면 면봉 등을 사용하여 동물을 부드럽게 밀거나 부드러운 압축 공기로 자극하여 동물을 달리는 차선에 유지하십시오. 동물이 잘 훈련되면 원치 않는 충격을 피하기 위해 전기 그리드와 주행 차선을 스티로폼 조각으로 분리 할 수 있습니다.
    10. 동물이 훈련하지 않고 감전에도 동기를 부여할 수 없는 경우 실험 첫 15분 이내에 개선이 없으면 해당 날짜의 훈련 프로토콜에서 제거합니다.
    11. 완료되면 동물을 케이지로 다시 옮기기 전에 훈련 후 5분 동안 휴식을 취하십시오. 투명 상자에서 신호 수신기를 제거하고 그림 2A와 같이 케이지 아래에 다시 놓습니다. 원치 않는 충격을 피하기 위해 런닝머신을 끄십시오.
    12. 트레드밀 벨트, 러닝 컴파트먼트 및 전기 그리드를 무알코올 세척제로 청소하십시오. 깨끗한 레인은 더 나은 훈련 결과로 이어집니다.
      알림: 훈련 중에는 동물들이 더러운 차선에서 달리기를 멈추기 때문에 차선을 지속적으로 청소하는 것이 중요합니다. 우리는 훈련하는 동안 동물의 배설물을 제거하기 위해 면봉을 사용합니다.

3. 데이터 분석

참고: 개별 연구 목표에 따라 다양한 매개변수를 얻고 분석할 수 있습니다. 이 프로토콜은 두 가지 측면에 중점을 둡니다: 정량적 ECG 특성 분석 및 이전에 Tomsits etal.23에서 설명한 접근 방식을 사용하여 훈련 전, 도중 및 후에 부정맥 발생; 및 심박 변이도(HRV) 분석27.

  1. ECG 분석
    1. 자세한 설명은 Tomsits et al.23을 참조하십시오. 간단히 말해서 소프트웨어를 시작하고 소프트웨어 라이센스의 사용자 이름과 일련 번호를 확인한 다음 계속을 클릭합니다.
    2. 확장명을 가진 파일을 엽니다. PnmExp에서 실험 로드를 클릭합니다. 폴더 찾아보기 대화 상자가 열리고 파일을 선택한 다음 열기를 클릭합니다.
    3. 도구 모음에서 작업/ 검토 시작으로 이동하고 이전에 선택한 실험 내에서 모든 피험자와 기록된 신호에 대한 개요를 제공하는 검토 데이터 로드 대화 상자를 선택합니다.
    4. 화면 왼쪽의 [피사체 ] 패널에서 이름 옆에 있는 확인란을 클릭하여 분석할 파일을 선택합니다. 심전도를 분석하려면 신호 유형 패널에서 심전도 옆에 있는 확인란을 선택하십시오.
    5. 전체 녹화를 선택하거나 시간 범위 옵션을 사용하여 범위 또는 지속 시간을 정의합니다. OK( 확인 )를 클릭하여 선택한 데이터 세트를 검토에 로드하고 이벤트 및 매개변수에 대한 창이 자동으로 열립니다.
    6. ECG를 표시하려면 메뉴 도구 모음에서 그래프 설정을 클릭하여 새 창을 엽니다. 신호 유형에서 기본 을 선택하고 시간 0:00:00:01을 입력한 다음 각 텍스트 상자를 입력하여 원하는 라벨링, 표시 단위, 낮은 축 및 높은 축 한계를 선택합니다. 페이지 활성화 확인란을 클릭하여 확인하면 정의된 ECG 추적 창이 나타납니다.
    7. 두 번 클릭하여 ECG의 X축 및 Y축 치수를 조정합니다. 추적을 마우스 왼쪽 버튼으로 클릭하여 웨이브 주석을 표시하고 트레이스, P, Q, R, T 웨이브의 각 세그먼트를 올바르게 인식하고 주석을 달 수 있습니다.
      참고: 주석이 올바르지 않은 경우 QRS, PT, 고급, 노이즈, 마크, 메모, 정밀도와 같은 여러 옵션을 사용하여 최적화할 수 있습니다(예: 오른쪽 클릭을 통한 분석/속성 옵션). 자세한 설명은 Tomsits et al.23을 참조하십시오.
    8. 매개변수 창에서 필요한 ECG 매개변수를 선택하고 추가 분석을 위해 스프레드시트 또는 통계 소프트웨어에 복사합니다.
  2. 부정맥 감지
    1. 부정맥 감지의 경우 실험/데이터 인사이트를 클릭하여 새 데이터 인사이트 창을 엽니다.
    2. 사용자 지정된 검색 규칙을 정의하여 검색 패널에서 기록을 스크리닝합니다. 검색 목록 내에서 마우스 오른쪽 버튼을 클릭한 후 Create New Search(새 검색 만들기 )를 선택하여 새 검색을 만듭니다.
    3. 입력 대화 상자의 드롭다운 메뉴에서 해당 검색 규칙을 정의하고 OK(확인 )를 클릭하여 이 검색 규칙을 목록에 추가합니다. 검색 규칙을 적용하려면 검색 규칙을 클릭하여 왼쪽의 관심 채널로 드래그합니다.
    4. 결과 패널에는 ECG 기록 내에서 규칙이 적용되는 각 섹션이 표시됩니다. 다양한 검색 규칙에 대한 자세한 개요는 Tomsits et al.23을 참조하십시오. 두 가지 예시적인 규칙, 서맥 및 빈맥에 대해서는 아래의 정의와 설명을 참조하십시오.
      참고: 이러한 검색 규칙의 경우 쥐의 생리학적 심박수는 Kaese et al.28 에 따라 82-110ms의 주기 길이에 해당하는 500-724회/분으로 정의됩니다.
      1. 서맥: 2단계 접근 방식에서 120ms보다 긴 모든 개별 RR 간격을 식별합니다. 서맥은 하나 이상의 길쭉한 RR 간격을 필요로 하므로 다음과 같이 120ms보다 긴 20개의 연속 RR 간격만 서맥으로 식별하는 추가 검색 규칙을 정의합니다: 서맥-단일 값(HRcyc0) <500 및 서맥 시리즈(서맥-단일, 1) >=20. 확인을 클릭하여 이 검색 규칙을 목록에 추가합니다.
      2. 빈맥에 대한 동일한 접근 방식에 따라 Tachycardia-single을 Value(HRcyc0) >724로 정의하여 82ms보다 짧은 모든 개별 RR 간격을 식별한 다음 추가 검색 규칙 Tachycardia as Series (Tachycardia-single, 1) >=20을 추가합니다. 확인을 클릭하여 이 검색 규칙을 목록에 추가합니다.
  3. 심박 변이도 분석
    참고: 심박 변이도(HRV) 분석은 수집 소프트웨어에서 수행되지 않으며 수집 소프트웨어에서 읽을 수 있는 형식으로 데이터를 내보내야 합니다. 여기에서는 널리 사용되는 유럽 데이터 형식(EDF)으로 데이터를 내보내기 위한 간단한 단계별 가이드를 제공합니다.
    1. 소프트웨어를 시작하고 사용자 이름과 일련 번호를 확인한 다음 계속을 클릭합니다.
    2. 예를 들어 HRV 분석을 위해 ECG 추적을 내보내려면 실험을 클릭하고 EDF로 내보내기를 선택합니다. EDF로 내보내기 창에서 동물 번호를 선택하고 ECG를 확인한 다음 데이터를 내보낼 시간 범위를 선택하고 내보내기를 클릭합니다.
      참고: 소프트웨어에서 설정한 내보낸 시간 범위에는 제한이 없으며 더 많은 데이터를 처리하는 데 시간이 더 오래 걸립니다. 내보내기를 섹션(예: 24시간)으로 분할하고 필요한 경우 나중에 다시 통합할 수도 있습니다.
    3. HRV 분석에 사용되는 분석 소프트웨어(재료 표 참조)를 시작하고 파일을 클릭한 다음 열기를 선택하여 원하는 EDF 파일을 로드합니다.
    4. HRV를 클릭하고 설정을 선택합니다. 그러면 다양한 매개 변수를 설정하는 창이 열립니다. 박동 감지에서 HRV 분석이 수행되는 종을 선택합니다. 종을 선택하면 분석 패널 내에서 히스토그램 빈 너비, pRR 임계값 및 SDARR 평균값에 대한 값이 사전 정의된 표준으로 설정됩니다.
    5. HRV를 선택하고 보고서 보기를 선택합니다. 추가 통계 분석을 위해 결과를 통계 소프트웨어에 복사합니다.
    6. 신호 품질은 훈련 단계에서 상당히 낮을 수 있습니다. 그렇다면 후속 분석을 위해 P 및 QRS가 보이는 사이클을 수동으로 선택합니다. 잘못된 데이터 마크와 명확한 P파가 없는 데이터 마크를 분석에서 제외합니다. 좋은 데이터 포인트가 제거되지 않도록 숙련된 ECG 분석가의 신중한 고려 하에 이 작업을 수행하십시오.

결과

개별 연구 목표에 따라 획득된 원격 측정 데이터의 후속 분석은 크게 다를 수 있습니다. 여기에서는 훈련 기간 동안 기록된 양질의 데이터를 획득하여 방법의 타당성을 입증하고 훈련 전, 훈련 중 및 훈련 후 ECG 및 심박 변이도 분석의 모범적인 결과를 제공합니다. 데이터는 평균 ± 표준 평균 오차(SEM)로 제시되며, 모든 통계 분석은 적합한 통계 소프트웨어로 수행되었습니다( 재료 표 ...

토론

현재 가이드라인에서는 규칙적인 신체 활동이 심혈관 위험 인자의 중요한 조절자임이 입증되었기 때문에 권장하고 있다30. 또한 적당한 신체 활동이 1차 및 2차 예방 모두에서 심방세동(AF)을 예방할 수 있다는 증거가 증가하고 있습니다31,32,33. 반대로, 마라톤 선수와 같은 지구력 운동 선수는 AF가 발생할 위험...

공개

저자는 공개 할 것이 없습니다.

감사의 말

이 연구는 독일 연구 재단 (DFG; 혈관 의학의 임상의 과학자 프로그램 (PRIME), MA 2186 / 14-1 - P. Tomsits), 독일 심혈관 연구 센터 (DZHK; 81X2600255 - S. Clauss), 코로나 재단 (S199 / 10079 / 2019 - S. Clauss), 심혈관 질환에 대한 ERA-NET (ERA-CVD; 01KL1910 - S. Clauss). 자금 제공자는 원고 준비에 아무런 역할도 하지 않았습니다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
14-gauge needleSterican584125
Any mousee.g. Jackson Laboratories
BepanthenBayer1578675
Carprofen 0.005 mg/µLZoetis53716-49-7
Data Exchange Matrix 2.0 (MX2)Data Science InternationalManages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer.
Enrofloxacin 25 mg/mlBaytril400614.00.00
Fentanyl 0.5 mg/10 mLBraun Melsungen
Fine forcepsFine Science Tools11295-51
Five Lane Treadmill for MousePanlab - Harvard Apparatus76-0896Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables
Iris scissorsFine Science Tools14084-08
Isoflurane 1 mL/mLCp-Pharma31303
Isoflurane vaporizer systemHugo Sachs Elektronik34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters
LabChart Pro 8.1.16ADInstruments
MagnetData Science International
Modified Bain circuitHugo Sachs Elektronik73-4860Includes an anesthesia mask for mice
Modular connectorsData Science InternationalConnecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2)
Novafil s 5-0Medtrocin/Covidien88864555-23
Octal BioAmpADInstrumentsFE238-0239Amplifier for recording Surface ECG
OcteniseptSchülke121418
Oxygen 5 LLinde2020175Includes a pressure regulator
PhysioTel ETA-F10 transmitterData Science International
PhysioTel receiver RPC-1Data Science InternationalSignal reciever
Ponemah 6.42Data Science InternationalECG Analysis Software
PowerlabADInstruments3516-1277Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads
Prism 8.0.1Graph Pad
Radio Device (Sony AF/AM)Sony
Signal InterfaceData Science InternationalAcquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x.
Spring scissorsFine Science Tools91500-09
Surgical platformKent ScientificSURGI-M
Tergazyme 1%Alconox13051.0Commercial cleaning solution
TweezersKent ScientificINS600098-2

참고문헌

  1. Halle, M., et al. Myocarditis in athletes: A clinical perspective. European Journal of Preventive Cardiology. , (2020).
  2. Maron, B. J., et al. Eligibility and disqualification recommendations for competitive athletes with cardiovascular abnormalities: Task force 3: Hypertrophic cardiomyopathy, arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy and other cardiomyopathies, and myocarditis: A scientific statement from the American Heart Association and American College of Cardiology. Circulation. 132 (22), 273-280 (2015).
  3. Caforio, A. L. P., et al. Current state of knowledge on aetiology, diagnosis, management, and therapy of myocarditis: a position statement of the European Society of Cardiology Working Group on Myocardial and Pericardial Diseases. European Heart Journal. 34 (33), 2636-2648 (2013).
  4. Eberly, L., Garg, L., Vidula, M., Reza, N., Krishnan, S. Running the risk: Exercise and arrhythmogenic cardiomyopathy. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 23 (10), 64 (2021).
  5. Lang, C. N., Steinfurt, J., Odening, K. E. Avoiding sports-related sudden cardiac death in children with congenital channelopathy: Recommendations for sports activities. Herz. 42 (2), 162-170 (2017).
  6. Maron, B. J., et al. Recommendations for physical activity and recreational sports participation for young patients with genetic cardiovascular diseases. Circulation. 109 (22), 2807-2816 (2004).
  7. Martinez-Sole, J., et al. Facts and gaps in exercise influence on arrhythmogenic cardiomyopathy: New insights from a meta-analysis approach. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 702560 (2021).
  8. Sharma, S., Merghani, A., Mont, L. Exercise and the heart: the good, the bad, and the ugly. European Heart Jorunal. 36 (23), 1445-1453 (2015).
  9. Guasch, E., Mont, L. Diagnosis, pathophysiology, and management of exercise-induced arrhythmias. Nature Reviews. Cardiology. 14 (2), 88-101 (2017).
  10. Konhilas, J. P., et al. Exercise can prevent and reverse the severity of hypertrophic cardiomyopathy. Circulation Research. 98 (4), 540-548 (2006).
  11. Trivedi, S. J., et al. Differing mechanisms of atrial fibrillation in athletes and non-athletes: alterations in atrial structure and function. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 21 (12), 1374-1383 (2020).
  12. Clauss, S., et al. MicroRNAs as biomarkers for acute atrial remodeling in marathon runners (The miRathon study--A sub-study of the Munich marathon study). PLoS One. 11 (2), 0148599 (2016).
  13. Clauss, S., et al. Animal models of arrhythmia: classic electrophysiology to genetically modified large animals. Nature Reviews. Cardiology. 16 (8), 457-475 (2019).
  14. Schüttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  15. Poole, D. C., et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1100-1138 (2020).
  16. Pynn, M., Schafer, K., Konstantinides, S., Halle, M. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
  17. Wang, Y., Wisloff, U., Kemi, O. J. Animal models in the study of exercise-induced cardiac hypertrophy. Physiological Research. 59 (5), 633-644 (2010).
  18. Massett, M. P., Matejka, C., Kim, H. Systematic review and meta-analysis of endurance exercise training protocols for mice. Frontiers in Physiology. 12, 782695 (2021).
  19. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), e61583 (2020).
  20. Mongue-Din, H., Salmon, A., Fiszman, M. Y., Fromes, Y. Non-invasive restrained ECG recording in conscious small rodents: a new tool for cardiac electrical activity investigation. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 454 (1), 165-171 (2007).
  21. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
  22. Sato, S. Multi-dry-electrode plate sensor for non-invasive electrocardiogram and heart rate monitoring for the assessment of drug responses in freely behaving mice. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 97, 29-35 (2019).
  23. Tomsits, P., et al. Analyzing long-term electrocardiography recordings to detect arrhythmias in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (171), e62386 (2021).
  24. Gkrouzoudi, A., Tsingotjidou, A., Jirkof, P. A systematic review on the reporting quality in mouse telemetry implantation surgery using electrocardiogram recording devices. Physiology & Behavior. 244, 113645 (2022).
  25. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2011, 7666-7669 (2011).
  26. McCauley, M. D., Wehrens, X. H. Ambulatory ECG recording in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (39), e1739 (2010).
  27. Thireau, J., Zhang, B. L., Poisson, D., Babuty, D. Heart rate variability in mice: a theoretical and practical guide. Experimental Physiology. 93 (1), 83-94 (2008).
  28. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: a matter of size. Frontiers in Physiology. 3, 345 (2012).
  29. Roussel, J., et al. The complex QT/RR relationship in mice. Scientific Reports. 6, 25388 (2016).
  30. Visseren, F. L. J., et al. ESC Guidelines on cardiovascular disease prevention in clinical practice: Developed by the Task Force for cardiovascular disease prevention in clinical practice with representatives of the European Society of Cardiology and 12 medical societies With the special contribution of the European Association of Preventive Cardiology (EAPC). European Heart Journal. 42 (34), 3227 (2021).
  31. Buckley, B. J. R., Lip, G. Y. H., Thijssen, D. H. J. The counterintuitive role of exercise in the prevention and cause of atrial fibrillation. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1051-1058 (2020).
  32. Elliott, A. D., et al. Association between physical activity and risk of incident arrhythmias in 402 406 individuals: evidence from the UK Biobank cohort. European Heart Journal. 41 (15), 1479-1486 (2020).
  33. Qureshi, W. T., et al. Cardiorespiratory fitness and risk of incident atrial fibrillation: Results from the Henry Ford Exercise Testing (FIT) project. Circulation. 131 (21), 1827-1834 (2015).
  34. Abdulla, J., Nielsen, J. R. Is the risk of atrial fibrillation higher in athletes than in the general population? A systematic review and meta-analysis. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 11 (9), 1156-1159 (2009).
  35. Centurion, O. A., et al. The association between atrial fibrillation and endurance physical activity: How much is too much. Journal of Atrial Fibrillation. 12 (3), 2167 (2019).
  36. Calvo, N., et al. Emerging risk factors and the dose-response relationship between physical activity and lone atrial fibrillation: a prospective case-control study. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 18 (1), 57-63 (2016).
  37. Khan, H., et al. Cardiorespiratory fitness and atrial fibrillation: A population-based follow-up study. Heart Rhythm. 12 (7), 1424-1430 (2015).
  38. Morseth, B., et al. Physical activity, resting heart rate, and atrial fibrillation: the Tromso Study. European Heart Journal. 37 (29), 2307-2313 (2016).
  39. Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169 (3), 510-522 (2017).
  40. Xiao, L., et al. Ibrutinib-mediated atrial fibrillation attributable to inhibition of C-terminal Src kinase. Circulation. 142 (25), 2443-2455 (2020).
  41. Clauss, S., et al. Characterization of a porcine model of atrial arrhythmogenicity in the context of ischaemic heart failure. PLoS One. 15 (5), 0232374 (2020).
  42. Renner, S., et al. Porcine models for studying complications and organ crosstalk in diabetes mellitus. Cell and Tissue Research. 380 (2), 341-378 (2020).
  43. Schuttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animal (NY). 51 (2), 46-67 (2022).
  44. De Wijs-Meijler, D. P., et al. Surgical placement of catheters for long-term cardiovascular exercise testing in swine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53772 (2016).
  45. Borzsei, D., et al. Multiple applications of different exercise modalities with rodents. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 3898710 (2021).
  46. Kaplan, M. L., et al. Cardiac adaptations to chronic exercise in mice. The American Journal of Physiology. 267 (3), 1167-1173 (1994).
  47. Fewell, J. G., et al. A treadmill exercise regimen for identifying cardiovascular phenotypes in transgenic mice. The American Journal of Physiology. 273 (3), 1595-1605 (1997).
  48. Kemi, O. J., Loennechen, J. P., Wisloff, U., Ellingsen, O. Intensity-controlled treadmill running in mice: cardiac and skeletal muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 93 (4), 1301-1309 (2002).

재인쇄 및 허가

JoVE'article의 텍스트 или 그림을 다시 사용하시려면 허가 살펴보기

허가 살펴보기

더 많은 기사 탐색

183ECG

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

개인 정보 보호

이용 약관

정책

연구

교육

JoVE 소개

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. 판권 소유