JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь в экспериментальных подробностях представлен метод выделения нейральных стволовых клеток и клеток-предшественников олигодендроцитов из мозга живых крыс. Это позволяет многократно собирать эти клетки у одних и тех же животных без ущерба для их самочувствия.

Аннотация

Тканеспецифические нейральные стволовые клетки (НСК) остаются активными в постнатальном мозге млекопитающих. Они обитают в специализированных нишах, где генерируют новые нейроны и глии. Одной из таких ниш является субэпендимальная зона (СЭЗ; также называемая желудочково-субвентрикулярной зоной), которая расположена поперек боковых стенок боковых желудочков, примыкая к эпендимальному клеточному слою. Олигодендроцитарные клетки-предшественники (OPCs) обильно распределены по всей центральной нервной системе, образуя пул пролиферативных клеток-предшественников, которые могут генерировать олигодендроциты.

Как NSC, так и OPC демонстрируют потенциал самообновления и циклы покоя/активации. Благодаря их расположению, выделение и экспериментальное исследование этих клеток проводится посмертно. В этой статье мы подробно опишем «доение мозга» — метод выделения НСК и ОПК, среди прочих клеток, от живых животных. Это двухэтапный протокол, предназначенный для использования на грызунах и протестированный на крысах. Во-первых, клетки «высвобождаются» из ткани с помощью стереотаксической интрацеребровентрикулярной инъекции «коктейль высвобождения». Основными компонентами являются нейраминидаза, которая нацелена на клетки эпендима и индуцирует оголение стенки желудочка, антитело, блокирующее интегрин-β1, и фактор роста фибробластов-2. На втором этапе «сбора» проводится жидкостная биопсия спинномозговой жидкости из большой цистерны у крыс, находящихся под наркозом, без необходимости разреза.

Представленные результаты показывают, что изолированные клетки сохраняют свой эндогенный профиль, а НБК ОЭЗ сохраняют свой покой. Денудация эпендимального слоя ограничена анатомическим уровнем инъекции, и протокол (выпуск и сбор) хорошо переносится животными. Этот новый подход открывает путь для проведения лонгитюдных исследований эндогенного нейрогенеза и глиогенеза у экспериментальных животных.

Введение

Тканеспецифические стволовые клетки представляют собой частично коммитированные клетки, которые могут давать начало всем клеточным популяциям, составляющим соответствующие ткани. Помимо того, что они мультипотентны, они являются самообновляющимися клетками и имеют решающее значение для поддержания гомеостаза и регенеративной способности тканей1. Некоторые тканеспецифические стволовые клетки остаются в активном, сильно пролиферативном состоянии, например, кишечные или гемопоэтические стволовые клетки. Другие, такие как стволовые клетки головного мозга, остаются в основном в состоянии покоя или в спящемсостоянии. В мозге взрослого человека нейральные стволовые клетки (НСК) можно найти в специализированных областях, часто называемых нишами. Две такие хорошо описанные области существуют в субэпендимальной зоне (СЭЗ) боковых желудочков и в зубчатой извилине гиппокампа. Ниша СЭЗ генерирует наибольшее количество клеток, в первую очередь нейробластов, которые мигрируют к обонятельным луковицам и вносят свой вклад в локальную популяцию интернейронов; напротив, сгенерированные олигодендробласты мигрируют в соседнее мозолистое тело (CC)3. Клетки-предшественники олигодендроцитов (OPCs) являются митотически активными клетками, широко распространенными по всей центральной нервной системе, которые: i) связаны с олигодендроглиальной линией, ii) могут мигрировать в участки демиелинизации и iii) могут дифференцироваться в миелинизирующие олигодендроциты. OPC также демонстрируют потенциал самообновления и покоя4.

До сих пор выделение и изучение НСК и ОПК требовало посмертной диссоциации рассеченной ткани головного и спинного мозга. Чтобы обойти это экспериментальное ограничение, мы разработали метод, который впервые позволяет изолировать НСК и ОПК мозга от живых животных. Мы называем этот метод «доением», потому что он позволяет собирать несколько клеток, так как их пулы не истощаются. Протокол был разработан на крысах из-за их большого размера мозга, нацеленный в основном на СЭЗ, или КК, и включает в себя два основных этапа. Во-первых, НСК или OPC «удаляются» из тканей путем внутримышечного введения «высвобождающего коктейля», содержащего нейраминидазу, токсин, вызывающий денудацию стенок желудочков, антитело, блокирующее интегрин-β1, и фактор роста фибробластов 2 (FGF2). Коктейль стереотаксически вводится двусторонне в боковые желудочки. Если целью является изоляция НСК, то мишенью являются ростральные участки боковых желудочков. Если цель состоит в том, чтобы изолировать OPC более чисто, коктейль вводят каудально в область фимбрии гиппокампа. На втором этапе «сбора» проводится жидкостная биопсия спинномозговой жидкости (ликвора) из цистерны больших зубов крыс, находящихся под наркозом, без необходимости разреза. Жидкостную биопсию смешивают с питательной средой НСК и могут хранить при температуре 4 °C до нанесения покрытия.

протокол

Процедуры разведения, содержания и экспериментирования животных проводились в соответствии с Законом Великобритании о животных (научные процедуры) 1986 года, утвержденным Министерством внутренних дел, и в соответствии с Указом Президента Греческой Республики 56/2013, тщательно изученными органами по благополучию животных и этической экспертизе университетов Кембриджа и Патры, а также одобренными и тщательно изученными местным Комитетом префектуры по уходу за животными и их использованию (номер протокола: 5675/39/18-01-2021). Использовались самцы и самки крыс Спрэг-Доули, Вистар и Лонг-Эванс с возрастом от 2 до 4 месяцев и массой тела от 150 г до 250 г. Протокол графически представлен на рисунке 1.

1. Приготовление отпускательного коктейля

ПРИМЕЧАНИЕ: Приготовьте свежее в день процедуры и держите на льду. Количество указано на 2 мкл, вводимых в/в каждый боковой желудочек. Приготовьте дополнительно 1 мкл для каждой предполагаемой инъекции.

  1. Приготовьте 0,5 мкл нейраминидазы 500 мЕд из Clostridium perfringens (Clostridium welchii).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните его в виде массы 1 ед/мкл, разбавленной в стерильной воде при температуре -20 °C. Другие типы нейраминидаз не тестировались.
  2. Приготовьте 1 мкл, содержащий 1 мкг интегрин-β1-блокирующих антител.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните его при температуре 4 °C.
  3. Приготовьте 0,5 мкл, содержащий 0,5 мкг основного фактора роста фибробластов (рекомбинантный человеческий FGF-основной).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните его в виде бульона 1 мкг/мкл, разбавленного в стерильной воде при температуре -20 °C.

2. Впрыскивание высвобождающего коктейля

ПРИМЕЧАНИЕ: Весь процесс может быть выполнен в течение 20 минут. Позаботьтесь о том, чтобы операция проводилась в асептических условиях. Очистите все поверхности антисептиком (например, 3% или 6% перекисью водорода). Используйте автоклавные или легко стерильные инструменты, перчатки, халаты и простыни.

  1. Обезболивайте подопытное животное ингаляцией изофлурана (2,5% для индукции и 2% для поддерживающей). Подтвердите глубину анестезии, проверив роговичный рефлекс, реакцию на раздражители (тест с защемлением задних конечностей и хвоста), режим дыхания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургические процедуры могут проводиться под общим наркозом, вызванным внутрибрюшинной инъекционной анестезией (например, кетамином [40 мг/кг] и ксилазином [10 мг/кг]). Глубокая анестезия подтверждалась проверкой роговичного рефлекса, реакции на раздражители (щипковая проба задних конечностей и хвоста), режима дыхания.
  2. Вводят обезболивающее подкожно (например, 0,3 мг/мл бупренорфина) после введения анестезии.
  3. Установите крысу на стереотаксическую раму.
  4. Сбрейте шерсть головы бритвой и очистите кожу антисептиком, например, 10% раствором повидон-йода, а затем спиртом. Нанесите антисептик три раза, используя стерильные ватные палочки. Втирать круговыми движениями в течение 3-5 с каждый раз. Наносите мазь для глаз, чтобы предотвратить сухость.
  5. Сделайте надрез 2 см на коже головы по средней линии стерильным скальпелем.
  6. Тщательно очистите череп с помощью стерильных тампонов и стерильного физиологического раствора.
  7. Определите брегму с помощью края иглы шприца Hamilton объемом 10 мкл, установленного на стереотаксическом устройстве. Установите брегму как «точка 0,0».
    ПРИМЕЧАНИЕ: Брегма определяется как точка пересечения сагиттального и коронарного швов. Более подробную информацию можно найти в атласе мозга крыс Paxinos и Watson5.
  8. Переместите прибор в координаты переднезадний (AP) = 0,3 мм, боковой (L) = +1,2 мм (для наведения на СЭЗ) или AP = 1,5 мм, L = +2,0 мм (для наведения на КК).
  9. Просверлите отверстие для заусенцев диаметром 1 мм с помощью стоматологической бормашины.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При сверлении вручную следите за тем, чтобы не повредить кортикальную поверхность. Ожидается, что кровоизлияние не будет значительным. Очистите кровь физиологическим раствором и надавите на него, чтобы остановить более стойкое кровотечение.
  10. Загрузите 4 мкл выпускающего коктейля в шприц Hamilton объемом 10 мкл.
  11. Опустите иглу (желательно тупой или конический край) шприца Hamilton так, чтобы она соприкоснулась с твердой мозговой оболочкой.
  12. Введите иглу на нужную глубину (D = 3,5 мм).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Налейте физиологический раствор на поверхность твердой мозговой оболочки, чтобы сохранить ткань увлажненной.
  13. Влить 2 мкл разделительного коктейля со скоростью 1 мкл/мин.
  14. Оставьте иглу на месте еще на 2 минуты, прежде чем медленно извлекать, чтобы избежать всплытия коктейль для высвобождения.
  15. Повторите шаги 2.8-2.14 для другого полушария в координатах AP = 0.3 мм, L = -1.2 мм (для наведения на СЭЗ) или AP = 1.5 мм, L = -2.0 мм (для нацеливания на КК).
  16. Зашить разрез капроном 5-0 (диаметр 0,1 мм) и обработать зашитый участок антисептиком.
  17. Снимите маску, подающую анестетик, и перенесите животное в зону послеоперационного мониторинга.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Восстановление после анестезии и поддержание лежачего положения должно происходить в течение 5-10 минут, а полное восстановление (нормальное поведение) в течение 25 минут.
    1. Внимательно следите за выздоровлением (живое и беспрерывное движение, частый доступ к воде) в хорошо отапливаемом (24-25 °С), тихом месте без подстилки с мелкими частицами, которые могут закупорить дыхательные пути. Возвращайте животное в компанию его соседей по клетке (не новым животным) только после подтверждения полного выздоровления.
    2. Наблюдайте за животным в пункте технического обслуживания в течение не менее 48 часов после операции. Устраните признаки боли (скрытие головы, ненормальное положение головы или тела, гиперчувствительность и повышенная возбудимость к обращению) путем введения анальгезии (например, 0,3 мг/мл бупренорфина, подкожно). Направляйте животных с обесцвеченной или встающей шерстью к ветеринарному врачу.

3. Жидкостная биопсия спинномозговой жидкости (ликвора)

ПРИМЕЧАНИЕ: Весь процесс может быть выполнен в течение 10 минут. Жидкостная биопсия, описанная здесь, проводится через 3 дня после инъекции коктейля, но при необходимости может быть выполнена точно таким же образом. Позаботьтесь о том, чтобы операция проводилась в асептических условиях. Очистите все поверхности антисептиком (например, 3% или 6% перекисью водорода). Используйте автоклавные или легко стерильные инструменты, перчатки, халаты и простыни.

  1. Обезболивайте животное ингаляцией изофлурана (2,5% для индукции и 2% для поддерживающей). Подтвердите глубину анестезии, проверив роговицу
    рефлекс, реакция на раздражители (защемление задних конечностей и хвоста), режим дыхания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургические процедуры могут проводиться под общим наркозом, вызванным внутрибрюшинной инъекционной анестезией (например, кетамином [40 мг/кг] и ксилазином [10 мг/кг]). Однако это не рекомендуется, так как процедура короткая, особенно если биопсия будет проводиться несколько раз подряд.
  2. Вводят обезболивающее подкожно (например, 0,3 мг/мл бупренорфина) после введения анестезии.
  3. Установите подопытное животное на стереотаксическую раму. Используйте ушные планки, чтобы зафиксировать голову, не препятствуя вращательному движению вперед и назад.
  4. Стабилизируйте голову под углом 40° вниз, чтобы можно было добиться хорошего разгибания задней части шеи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одним из способов сделать это является использование ротовой планки устройства6.
  5. Сбрейте шерсть в области шеи с помощью бритвы и очистите кожу антисептиком, например, 10% раствором повидон-йода, а затем спиртом. Нанесите антисептик три раза, используя стерильные ватные палочки. Втирать круговыми движениями в течение 3-5 с каждый раз.
  6. Кончиком пальца найдите ромбовидную угнетающую область, расположенную между затылочным выступом и позвоночником атланта6.
  7. Нарисуйте точку-метку (например, с помощью маркера).
  8. Закрепите шприц объемом 1 мл или 0,5 мл на стереотаксической рамке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать шприцы с несъемными иглами, так как они обеспечивают лучшее всасывание и имеют меньший мертвый объем.
  9. Поднесите иглу к месту соприкосновения с кожей в точку-метку.
  10. Щипцами приподнимите кожу, опуская шприц через слои кожи.
  11. Слегка потяните поршень, чтобы создать отрицательное давление в шприце.
  12. Снова начните очень медленно погружать иглу до тех пор, пока в шприце не появится жидкость (ликвор).
  13. Установите иглу в этом положении и позвольте медленному оттоку спинномозговой жидкости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Игла может быть немного опущена или приподнята, если поток спинномозговой жидкости очень медленный.
  14. Начните медленно (с шагом 40 мкл/мин) удалять ликвор до 120 мкл.
  15. Медленно извлеките шприц.
  16. Внутрибрюшинно вводят 1 мл нормальной сыворотки для поддержки восполнения жидкости экспериментальным животным.
  17. Жидкостную биопсию (СМЖ) смешать с 400 мкл среды НСК и держать микроцентрифужную пробирку при температуре 4 °C до дальнейшего использования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Жидкостная биопсия должна быть обработана в течение 3 часов, если она не заморожена.
  18. Снимите маску, в которую подается анестетик, и перенесите животное в зону послеоперационного мониторинга.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Восстановление после анестезии и поддержание лежачего положения должно происходить в течение 5-10 минут, а полное восстановление (нормальное поведение) в течение 25 минут.
    1. Внимательно следите за выздоровлением (живое и беспрерывное движение, частый доступ к воде) в хорошо отапливаемом (24-25 °С), тихом месте без подстилки с мелкими частицами, которые могут закупорить дыхательные пути. Возвращайте животное в компанию его соседей по клетке (не новым животным) только после того, как будет подтверждено полное выздоровление.
    2. Наблюдайте за животным в пункте технического обслуживания в течение не менее 48 часов после операции. Если наблюдаются признаки боли (скрытие головы, ненормальное положение головы или тела, гиперчувствительность и повышенная возбудимость к обращению), следует ввести обезболивание (например, 0,3 мг/мл бупренорфина подкожно). Направляйте животных с обесцвеченной или встающей шерстью к ветеринарному врачу.

4. Обработка тканей для иммунофлюоресценции

  1. Усыпляют животное интракардиальной инфузией 20 мл ледяного физиологического раствора с последующим введением 50 мл ледяного 4% параформальдегида (PFA; в фосфатно-солевом буфере [PBS] pH = 7,4).
  2. Рассечение мозговой ткани.
    1. Отделите голову от туловища с помощью ножниц, чтобы сделать надрез в шейной области. С помощью ножниц снимите кожу, а затем разрежьте кость черепа по сагиттальной средней линии, при этом кончики ножниц направлены вверх, чтобы не повредить ткани мозга. Стремитесь продолжать резать как можно больше, проходя корональную срединную линию.
    2. Используйте щипцы для удаления костей, начиная с надзатылочной и теменной костей и, наконец, лобных костей.
    3. Как только мозговая ткань будет обнажена, используйте щипцы или шпатель, чтобы извлечь ее из черепа. Чтобы облегчить это, перережьте нервы у основания мозга и обонятельные луковицы, если это нежелательно.
  3. После фиксации ткани на ночь в 2% PFA при температуре 4 °C.
  4. Криозащитите ткань в 30% сахарозе (в PBS) в течение не менее 48 ч при 4 °C, пока ткань не опустится на дно.
  5. Заморозьте ткань при температуре -80 °C.
  6. Разрежьте ткань мозга на корональные срезы толщиной 14 мкм с помощью криостата.
  7. Выполняют иммунофлуоресцентное окрашивание по стандартным протоколам 3,7
    1. Инкубируют срезы с блокирующим буфером (3% бычий сывороточный альбумин [BSA], 0,1% Triton X-100, в PBS) в течение 2 ч при комнатной температуре.
    2. Проводят забор антигена (кипячение в течение 15 мин в цитратном буфере 10 мМ, рН = 6,0, используя стеклянные банки).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необязателен, но необходим для ядерных антигенов.
    3. Довести до комнатной температуры и инкубировать с первичными антителами против глиального фибриллярнокислого белка (GFAP), двойного кортина (Dcx), S100β и β-катенина (см. таблицу материалов) в блокирующем буфере в течение ночи при 4 °C.
    4. Инкубируют в течение 2 ч со вторичными антителами в PBS с 4',6-диамидино-2-фенилиндолом (DAPI) для ядерного противоокрашивания при комнатной температуре (см. таблицу материалов).
    5. Установите покровные стекла.

5. Обработка изолированных клеток для иммунофлюоресценции

  1. Поместите клетки в 96-луночные планшеты, совместимые с микроскопией, покрытые поли-D-лизином (100 мкг/мл).
  2. Зафиксируйте клетки в ледяной 2% PFA в течение 10 минут и промойте 3 раза PBS.
  3. Проводят иммунофлюоресценцию по стандартным методикам3,7 для PDGFRα, GFAP, Dcx, SOX2 и ID3 (см. таблицу материалов).
  4. Хранят ячейки в PBS + NaN3 (0,1%) при температуре 4 °C в темноте.

6. Микроскопия и анализ изображений

  1. Делайте снимки с помощью эпифлуоресценции или конфокальной микроскопии и выполняйте подсчет клеток с помощью стандартных программных инструментов анализа изображений, таких как счетчики клеток.

Результаты

Выпуск и сбор НБК
НСК ОЭЗ отделены от ликвора только монослоем эпендимальных клеток, хотя и остаются в непосредственном контакте с желудочковым содержимым посредством интеркалирующих монореснитчатых отростков 8,9. Нейраминидаза действу?...

Обсуждение

Стволовые клетки и клетки-предшественники относительно редки в тканях мозга млекопитающих. Кроме того, НСК располагаются в местах, недоступных для легкой и безопасной биопсии (стенки желудочков, гиппокамп). Поэтому единственным способом экспериментальной работы с такими клетками до с...

Раскрытие информации

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов или других конфликтов интересов, о которых можно было бы заявлять.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Action Medical Research (Великобритания) (GN2291) для R.J.M.F. и I.K. Исследовательская работа также была частично поддержана (расходы на животных и поддержка D.D.) Греческим фондом исследований и инноваций (H.F.R.I.) в рамках «Первого конкурса исследовательских проектов H.F.R.I. для поддержки преподавателей и исследователей и получения гранта на приобретение дорогостоящего исследовательского оборудования» (номер проекта: 3395).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Release cocktail
β1-integrin-blocking antibodyBD Biosciences#555002purified NA/LE Hamster Anti-Rat CD29 Clone Ha2/5, 1 mg/mL. Any abntibody with blocking activity should be appropriate.
Neuraminidase from Clostridium perfringens (Clostridium welchii)Sigma-Aldrich#N2876Neuraminidases fromother sources (e.g., from Vibrio cholerae) have not been tested.
Recombinant Human FGF-basic (154 a.a.)Peprotech#100-18Bkept as a 1 μg/μL stock, diluted in sterile water at -20 °C
Surgical procedures
10 µL SyringeHamilton#80330Model 701 RN, Small Removable Needle, 26s gauge, 2 in., point style 2
BD Micro-fine 1 mL insulin syringesBD biosciences04085-0029 G x 12.7 mm
BETADINE CUT.SOL 10% FLx30MLLAVIPHARM-CASTALIASKU: 5201048131168
BupaqRICHTERPHARMA1021854AF10 mL (buprenophine 0.3 mg/mL)
Digital New Standard Stereotaxic, Rat and MouseStoelting51500D
Homeothermic Monitoring SystemHarvard Apparatus55-7020
ISOFLURIN 1,000 mg/g inhalation vapour, liquidVetpharma Animal Health32509/4031
KetamidorRICHTER PHARMASKU: 9004114002531Ketamine 100 mg/mL
Nylon suture, EthilonEthiconD9635Clear , size 5-0
Rechargeable Cordless Surgical TrimmersStoeltingItem:51472
Scalpel blades, sterileSwann MortonAW050
Scopettes Jr.  8-inch SwabsBirchwood Laboratories34-7021-12P
Stereotaxic High Speed DrillForedom1474w/o1464
Stoelting’s Stereotaxic Instrument KitStoeltingItem: 52189
Xylan 2%Chanelle Pharmaceuticals13764/03/19-5-2004Xylazine, 25 mL
Tissue and cells handling and immunostainings
96-well plates appropriate for microscopyGreiner#655866Screen star microplate
B27 supplementThermoFisher ScientificA1486701
Bovine Serum Albumin (BSA)MerckP06-1391100Fraction V, heat shock
CitrateMerck71497Sodium citrate monobasic
CryostatLeicaCM1510S
DAPIMerck, Calbiochem28718-90-3Nuclear staining, Dilution: 1/1,000
DMEMThermoFisher Scientific11995065High glucose, pyruvate
donkey anti-goatBiotium20016 or 20106 or 20048Dilution: 1/1,000
donkey anti-mouseBiotium20014 or 20105 or 20046Dilution: 1/1,000
donkey anti-rabbitBiotium20015 or 20098 or 20047Dilution: 1/1,000
EGFPeprotech315-09
FGF-2 (or bFGF)Peprotech100-18B
goat anti-GFAPAbcamab53554Dilution: 1/500
goat anti-SOX2Santa Cruz Biotecnologysc-17320Dilution: 1/200
mouse anti-ID3Santa Cruz Biotecnologysc-56712Dilution: 1/200
mouse anti-S100βSigmaS2532Dilution: 1/200
MowiolMerck, Calbiochem475904Mounting medium
N2 supplementThermoFisher Scientific17502048
ParafolmadehydeMerck158127
Poly-D-LysineMerck, MilliporeA-003-ESolution, 1.0 mg/mL
rabbit anti-Doublecortin (DCX)Abcamab18723Dilution: 1/500
rabbit anti-PDGFRαAbcamab51875Dilution: 1/200
rabbit anti-β- cateninAbcamab16051Dilution: 1/500
Triton X-100MerckX100
Microscopy and image analysis
Confocal microscopeLeicaSP6 and SP8
Image analysisNIH, USAImageJ
Image analysisLeicaLasX

Ссылки

  1. Visvader, J. E., Clevers, H. Tissue-specific designs of stem cell hierarchies. Nature Cell Biology. 18 (4), 349-355 (2016).
  2. Dimitrakopoulos, D., Kakogiannis, D., Kazanis, I. Heterogeneity of quiescent and active neural stem cells in the postnatal brain. The International Journal of Developmental Biology. 66 (1-2-3), 51-58 (2022).
  3. Kazanis, I., et al. Subependymal zone-derived oligodendroblasts respond to focal demyelination but fail to generate myelin in young and aged mice. Stem Cell Reports. 8 (3), 685-700 (2017).
  4. Franklin, R. J. M., Ffrench-Constant, C. Regenerating CNS myelin-from mechanisms to experimental medicines. Nature Reviews. Neuroscience. 18 (12), 753-769 (2017).
  5. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 7th Edition Available from: https://www.elsevier.com/books/the-rat-brain-in-stereotaxic-coordinates/paxinos/978-0-12-391949-6 (2013)
  6. Pegg, C. C., He, C., Stroink, A. R., Kattner, K. A., Wang, C. X. Technique for collection of cerebrospinal fluid from the cisterna magna in rat. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 8-12 (2010).
  7. McClenahan, F., et al. Isolation of neural stem and oligodendrocyte progenitor cells from the brain of live rats. Stem Cell Reports. 16 (10), 2534-2547 (2021).
  8. Doetsch, F., García-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Regeneration of a germinal layer in the adult mammalian brain. Proceedings of the National Academy of Sciences. 96 (20), 11619-11624 (1999).
  9. Doetsch, F., Petreanu, L., Caille, I., Garcia-Verdugo, J. -. M., Alvarez-Buylla, A. EGF converts transit-amplifying neurogenic precursors in the adult brain into multipotent stem cells. Neuron. 36 (6), 1021-1034 (2002).
  10. Del Carmen Gómez-Roldán, M., et al. Neuroblast proliferation on the surface of the adult rat striatal wall after focal ependymal loss by intracerebroventricular injection of neuraminidase. The Journal of Comparative Neurology. 507 (4), 1571-1587 (2008).
  11. Luo, J., Shook, B. A., Daniels, S. B., Conover, J. C. Subventricular zone-mediated ependyma repair in the adult mammalian brain. The Journal of Neuroscience. 28 (14), 3804-3813 (2008).
  12. Kazanis, I., et al. Quiescence and activation of stem and precursor cell populations in the subependymal zone of the mammalian brain are associated with distinct cellular and extracellular matrix signals. The Journal of Neuroscience. 30 (29), 9771-9781 (2010).
  13. Mirzadeh, Z., Merkle, F. T., Soriano-Navarro, M., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells confer unique pinwheel architecture to the ventricular surface in neurogenic regions of the adult brain. Cell Stem Cell. 3 (3), 265-278 (2008).
  14. Calzolari, F., et al. Fast clonal expansion and limited neural stem cell self-renewal in the adult subependymal zone. Nature Neuroscience. 18 (4), 490-492 (2015).
  15. Douet, V., Kerever, A., Arikawa-Hirasawa, E., Mercier, F. Fractone-heparan sulphates mediate FGF-2 stimulation of cell proliferation in the adult subventricular zone. Cell Proliferation. 46 (2), 137-145 (2013).
  16. Reynolds, B. A., Weiss, S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 255 (5052), 1707-1710 (1992).
  17. Obernier, K., et al. Adult neurogenesis is sustained by symmetric self-renewal and differentiation. Cell Stem Cell. 22 (2), 221-234 (2018).
  18. Delgado, A. C., et al. Release of stem cells from quiescence reveals gliogenic domains in the adult mouse brain. Science. 372 (6547), 1205-1209 (2021).
  19. Kalamakis, G., et al. Quiescence modulates stem cell maintenance and regenerative capacity in the aging brain. Cell. 176 (6), 1407-1419 (2019).
  20. Llorens-Bobadilla, E., et al. Single-cell transcriptomics reveals a population of dormant neural stem cells that become activated upon brain injury. Cell Stem Cell. 17 (3), 329-340 (2015).
  21. Gajera, C. R., et al. LRP2 in ependymal cells regulates BMP signaling in the adult neurogenic niche. Journal of Cell Science. 123 (11), 1922-1930 (2010).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

204

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены