Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Разработка фармацевтического сухого порошка требует надежных испытаний in vivo , часто с использованием мышиной модели. Технология устройства для точной и воспроизводимой доставки сухих порошковых аэрозолей мышам ограничена. В этом исследовании представлены одноразовые дозаторы для доставки легочных лекарств в дозах, соответствующих мышам, что помогает в первоначальном исследовании проверки концепции.

Аннотация

Ингаляторы с сухим порошком обладают многочисленными преимуществами для доставки лекарств в легкие, включая стабильные твердофазные лекарственные формы, портативность устройства, дозирование и дозирование болюса, а также механизм диспергирования без пропеллента. Для разработки фармацевтических сухих порошковых аэрозольных продуктов необходимы надежные испытания in vivo . Как правило, первоначальные исследования включают в себя использование мышиной модели для предварительной оценки перед проведением формальных исследований на более крупных видах животных. Однако существенным ограничением в этом подходе является отсутствие подходящей технологии устройства для точной и воспроизводимой доставки сухих порошков мелким животным, что затрудняет использование таких моделей. Для решения этих проблем были разработаны одноразовые шприцевые дозаторы для внутрилегочного введения сухих порошков в дозах, подходящих для мышей. Эти дозаторы загружают и подают заданное количество порошка, полученного из однородного слоя порошка насыпной плотности. Это дискретное управление достигается путем введения тупой иглы на фиксированную глубину (трамбовка) в слой порошка, каждый раз удаляя фиксированное количество. Примечательно, что такая схема дозирования доказала свою эффективность для целого ряда порошков, высушенных распылением. В экспериментах с использованием четырех различных моделей порошков, высушенных распылением, дозаторы продемонстрировали способность достигать доз в диапазоне от 30 до 1100 мкг. На достигнутую дозу влияли такие факторы, как количество тампонов, размер иглы дозатора и конкретная используемая рецептура. Одним из ключевых преимуществ этих дозаторов является простота изготовления, что делает их доступными и экономичными для доставки сухих порошков мышам во время первоначальных экспериментальных исследований. Одноразовый характер дозаторов облегчает их использование в процедурных кабинетах для животных, где неудобно чистить и заправлять многоразовые системы и взвешивать материалы. Таким образом, разработка одноразовых шприцев-дозаторов устранила значительное препятствие в доставке сухого порошка мышей для экспериментальных исследований, что позволило исследователям проводить более точные и воспроизводимые предварительные исследования на моделях мелких животных для легочной доставки лекарств.

Введение

Использование ингаляторов с сухим порошком (DPI) для доставки легочных лекарств привлекло значительный интерес за последние три десятилетия в связи с глобальным отказом от хлорфторуглеродных пропеллентов 1,2. DPI обладают многочисленными преимуществами по сравнению с другими системами доставки легких, такими как дозированные ингаляторы и небулайзеры, включая стабильность рецептуры, портативность, простоту использованияи механизмы диспергирования без использования 2. Однако, прежде чем перейти к клиническому переводу продуктов DPI, необходимо провести несколько доклинических исследований, многие из которых первоначально завершаются с использованием мышиной модели. Тем не менее, доступные технологии точной и воспроизводимой доставки сухих порошков мелким животным ограничены.

Распространенные методы доставки сухих порошков мелким животным, таким как мыши, включают пассивную ингаляцию 3,4,5,6,7 и прямое введение 8,9,10,11,12,13. Для пассивной ингаляции обычно требуется специальная камера, в которой используются большие дозы распыляемого порошка для приготовления достаточного аэрозольного облака. Поскольку мыши являются облигатными носовыми дышащими14, для доставки путем пассивного вдыхания необходимо, чтобы порошок прошел через нос и горло, чтобы достичь легких, что требует поддержания аэрозольного облака с достаточными аэродинамическими свойствамичастиц 7,8. Несмотря на то, что это полезный метод, который более физиологически актуален, чем прямая доставка из-за ингаляции в результате нормального дыхания14, он может не подходить для первоначальных исследований, где масса порошка ограничена.

В качестве альтернативы сообщалось о ряде интратрахеальных устройств для прямой доставки сухого порошка 8,9,10,11,12,13. Интратрахеальные устройства обходят нос и горло, доставляя порошок непосредственно в легкие и позволяя более точно контролировать доставляемую дозу14. Кроме того, некоторые устройства, особенно те, которые подготовлены с использованием процедуры подбивочной загрузки9, могут быть приготовлены в меньших количествах, что является важным фактором для первоначальных экспериментальных исследований. Отсутствие общедоступных устройств для интратрахеального введения ограничивает их потенциал использования, ограничивая их доступность и приводя к межлабораторным различиям14. В этом исследовании мы предлагаем простой, недорогой, одноразовый дозатор для интратрахеальной доставки, который может быть использован для экспериментальных исследований на мышах при разработке аэрозолей сухого порошка.

протокол

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Законом о благополучии животных и Политикой общественного здравоохранения по гуманному уходу за лабораторными животными и их использованию. Протокол исследования был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию Научного центра здоровья Университета Теннесси. Здоровым самкам мышей линии BALB/c в возрасте ~6-8 недель вводили сухое порошкообразное содержание одного дозатора внутрилегочным аэрозолем для фармакокинетического исследования с использованием сухих порошков спектинамида 15999. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов).

1. Подготовка дозатора и компонентов наполнения

  1. Обрежьте пластиковую часть тупой иглы из нержавеющей стали диаметром 2,54 см (1 дюйм) (21-25 G) с помощью прецизионной пилы для резки (см. Таблицу материалов) или ленточной шлифовальной машины до тех пор, пока не останется 2-3 мм пластикового люэра (Рисунок 1A и Рисунок 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если используется ленточная шлифовальная машина, иглу из нержавеющей стали может потребоваться очистить с помощью иглы меньшего размера или проволоки, чтобы устранить возможные препятствия.
  2. Отрежьте кончик (1-1,5 см) конической центрифужной пробирки объемом 0,6 мл. Наполните кончик тюбика 30-35 мг порошка.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Смотрите Репрезентативные результаты для получения подробной информации о примерах порошков, использованных в настоящем исследовании. Перед использованием в данном случае характеристики порошкового аэрозоля должны быть оценены в соответствии со стандартной методологией, описанной в Фармакопее США <601> (см. таблицу материалов).
  3. При хранении и/или транспортировке порошка используйте крышку тюбика (отрезанную), чтобы закрыть флакон. Герметизируйте парафиновой пленкой, чтобы свести к минимуму воздействие влаги окружающей среды на порошок при хранении и/или транспортировке.

2. Загрузка и монтаж дозаторов

  1. Утрамбуйте обрезанную иглу из нержавеющей стали в слой порошка в коническом наконечнике центрифужной пробирки объемом 0,6 мл столько раз, сколько необходимо для достижения желаемой дозы (Рисунок 2B). Аккуратно протрите боковые стороны иглы из нержавеющей стали салфеткой с низким ворсом, чтобы удалить излишки порошка (Рисунок 3).
  2. Осторожно вставьте загруженную иглу из нержавеющей стали в иглу из полипропилена диаметром 3,81 см (1,5 дюйма) или иглу из политетрафторэтилена (ПТФЭ) диаметром 5,08 см (2 дюйма) (16–20 г) (см. Таблицу материалов), чтобы избежать смещения порошка (Рисунок 1B, C и Рисунок 2C).

3. Приводные дозаторы

  1. Оттяните одноразовый шприц до желаемого объема, который может варьироваться в зависимости от применения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для внутрилегочного введения мышам обычно подходит 0,15-0,6 мл 8,9.
  2. Прикрепите шприц к замку Люэра на игле из полипропилена или ПТФЭ (рисунок 2D).
  3. Введите конец иглы дозатора в нужную мишень. Для анализа содержания и воспроизводимости порошка введите иглу через перфорированную резиновую перегородку или парафиновую пленку во флакон, содержащий небольшое количество (например, 1-5 мл) воды и/или органического растворителя (например, этанола), при этом идентичность растворителя и объем зависят от физических характеристик активного фармацевтического ингредиента (АФИ) и метода количественного определения.
    1. Для введения мышам иглу вводят до первой бронхиальной бифуркации трахеи мышей, находящихся под наркозом, в соответствии с установленными протоколами 9,15.
  4. С силой нажмите на шприц, выталкивая порошок из устройства во флакон для сбора (Рисунок 2E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Та же техника должна быть соблюдена для доставки порошка в легкие мышей.
  5. Для анализа содержимого и воспроизводимости флакона для сбора используйте соответствующий аналитический метод для конкретного API, такой как спектрофотометрия в УФ-видимом диапазоне (UV-Vis) или высокоэффективная жидкостная хроматография (ВЭЖХ).

Результаты

Аэрозольные характеристики различных порошков, высушенных распылением, были установлены до их использования в данном исследовании. Аэродинамическое распределение частиц по размерам (APSD) описывалось массовым медианным аэродинамическим диаметром (MMAD), представляющим собой размер, кот...

Обсуждение

Поскольку мыши являются облигатными носовыми дышащими, доставка через пассивный ингаляционный метод для первоначальных исследований с подтверждением концепции затрудняет оценку эффективности и дозы, поскольку порошок должен проходить через нос и горло в зависимости от свойств...

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Благодарности

Авторы выражают признательность за финансирование со стороны Национальных институтов здравоохранения (R01AI155922). Микроскопия была проведена в Аналитической и нанопроизводственной лаборатории Чапел-Хилл (CHANL), входящей в Сеть нанотехнологий Исследовательского треугольника Северной Каролины (North Carolina Research Triangle Nanotechnology Nanotechnology Network, RTNN), которая поддерживается Национальным научным фондом, грант ECCS-1542015, в рамках Национальной координационной инфраструктуры нанотехнологий (National Nanotechnology Coordinated Infrastructure, NNCI).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.6 mL microcentrifuge tubesFisher Scientific05-408-120
Analytical balanceMettler ToledoAR1140Any analytical balance with sufficient range can be used
Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 21 GMcMaster-Carr75165A681
Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 22 GMcMaster-Carr75165A683
Blunt stainless-steel needle, 1 inch, 25 GMcMaster-Carr75165A687
Disposable syringe with luer lock (1 mL)Fisher Scientific14-823-303-mL syringes can also be used
Female BALB/c mice Charles River, Wilmington, MA, USA
High-performance cascade impactor Next Generation ImpactorApparatus 5
Lab film (e.g., Parafilm)Fisher ScientificS37440
Low-lint wiper (e.g., Kimwipes)Kimberly-Clark Professional34133
Low-resistance dry powder inhaler RS01 mod 7
Polypropylene needle, 1.5 inch, 16 GMcMaster-Carr6934A111
Polypropylene needle, 1.5 inch, 18 GMcMaster-Carr6934A53
Polypropylene needle, 1.5 inch, 20 GMcMaster-Carr6934A55
Precision sectioning sawTedPella812-300Belt sander can be used as an alternative
PTFE needle, 2 inch, 20 GMcMaster-Carr75175A694
USP General Chapter <601> http://www.uspbpep.com/usp31/v31261/usp31nf26s1_c601.asp

Ссылки

  1. Wu, X., Li, X., Mansour, H. M. Surface analytical techniques in solid-state particle characterization for predicting performance in dry powder inhalers. KONA Powder and Particle Journal. 28, 3-18 (2010).
  2. Maloney, S. E., Mecham, J. B., Hickey, A. J. Performance testing for dry powder inhaler products: towards clinical relevance. KONA Powder and Particle Journal. 40, 172-185 (2023).
  3. Maloney, S. E., et al. Spray dried tigecycline dry powder aerosols for the treatment of nontuberculous mycobacterial pulmonary infections. Tuberculosis. 139, 102306 (2023).
  4. Kaur, J., et al. A hand-held apparatus for "nose-only" exposure of mice to inhalable microparticles as a dry powder inhalation targeting lung and airway macrophages. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 34 (1), 56-65 (2008).
  5. Yi, J., et al. Whole-body nanoparticle aerosol inhalation exposures. Journal of Visualized Experiments. (75), e50263 (2013).
  6. Chung, Y. H., Han, J. H., Lee, Y. -. H. A study on subchronic inhalation toxicology of 1-chloropropane. Toxicological Research. 31 (4), 393-402 (2015).
  7. Kuehl, P. J., et al. Regional particle size dependent deposition of inhaled aerosols in rats and mice. Inhalation Toxicology. 24 (1), 27-35 (2012).
  8. Manser, M., et al. Design considerations for intratracheal delivery devices to achieve proof-of-concept dry powder biopharmaceutical delivery in mice. Pharmaceutical Research. 40, 1165-1176 (2023).
  9. Stewart, I. E., et al. Development and characterization of a dry powder formulation for anti-tuberculosis drug spectinamide 1599. Pharmaceutical Research. 36 (9), 136 (2019).
  10. Durham, P. G., et al. Disposable dosators for pulmonary insufflation of therapeutic agents to small animals. Journal of Visualized Experiments. (121), e55356 (2017).
  11. Miwata, K., et al. Intratracheal administration of siRNA dry powder targeting vascular endothelial growth factor inhibits lung tumor growth in mice. Molecular Therapy: Nucleic Acids. 12, 698-706 (2018).
  12. Duret, C., et al. Pharmacokinetic evaulation in mice of amorphous itraconazole-based dry powder formulations for inhalation with high bioavailability and extended lung retention. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 86 (1), 46-54 (2014).
  13. Maloney, S. E., et al. Preparation strategies of the anti-mycobacterial drug bedaquiline for intrapulmonary routes of administration. Pharmaceuticals. 16 (5), 729 (2023).
  14. Price, D. N., Kunda, N. K., Muttil, P. Challenges associated with the pulmonary delivery of therapeutic dry powders for preclinical testing. KONA Powder and Particle Journal. 36, 129-144 (2019).
  15. Qiu, Y., Liao, Q., Chow, M. Y. T., Lam, J. K. W. Intratracheal administration of dry powder formulation in mice. Journal of Visualized Experiments. (161), e61469 (2020).
  16. Fiegel, J., et al. Preparation and in vivo evaluation of a dry powder for inhalation of capreomycin. Pharmaceutical Research. 25 (4), 805-811 (2008).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

in vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Исследования

Образование

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены