Подготовка микрожидкостных устройств для культуры клеток нейронов 1) Очистите Corning № 1 24 мм х 40 мм слайдов стекла <ul><li> Разрушать ультразвуком стеклах в sonicator водяной бане в течение 30 минут </li><li> Промыть стеклах с 70% этанола </li><li> Вымойте слайды три раза дН 2 O </li><li> Сухой слайдов в капот культуры ткани в течение нескольких часов, предпочтительно быстро </li></ul> Примечание: У нас есть специальные металлические поддоны, которые мы загружаем с горки. Слайды разделены отдельно и помещены в слоты в этом металле стойки. Затем мы можем разместить эти металлические подносы погрузки в стеклянную посуду, что мы залить водой, поставить в sonicator водяной бане, и разрушать ультразвуком в течение 30 минут. Последующие моет проводятся в этом блюде. 2) Подготовка PDMS устройств <ul><li> Вырежьте форму PDMS из кремниевой пластины, пробивки отверстий в литых и PDSM квартале </li><li> Чистая PDMS устройств, сначала дует инертный газ (аргон или азот) через них. Затем с помощью 3M Scotch 471 Марка ленту снять с нее остатки мусора </li></ul> Примечание: Важно сохранить устройства лицевой стороной вверх. Первоначально, когда мы сокращаем PDMS от кремниевой пластине, стороны в контакте с пластины чистой стороне: она содержит микрожидкостных каналов. Мы стараемся быть осторожными, как, как мы можем, чтобы не повредить устройство, и держать чистым лицом вверх, пока мы не готовы для приклеивания плазмы. <ul><li> Автоклав устройств в пластиковые контейнеры </li><li> После автоклавирования, чистая № 1 Corning стеклах и плазменно-лечить устройств с помощью плазмы Harrick бренд чище, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li> Место устройства чистой стороной вниз на стекло. </li></ul> Теперь устройство плазме связаны с стекло. 3) Покрытие устройства с Поли L-лизин (PLL) <ul><li> PLL добавляется также с каждой стороны устройства и разрешено проходить через в следующий хорошо </li></ul> =&gt; 150 мкл PLL для больших скважин и 30 μ л PLL для небольших скважин. Это не должно быть точным до тех пор, как скважины полном объеме. Примечание: Если вы посмотрите на устройстве вы увидите 4 скважины: каждые две связаны между собой. Вы хотите поместить PLL в одной скважине, так что она будет проходить через устройство в следующий хорошо. <ul><li> Разрешить PLL течь через устройства в течение примерно 10 минут, а затем добавить еще PLL в лунки, чтобы заполнить их </li><li> Место устройства, содержащие PLL в инкубаторе при температуре 37 ° С в течение минимум 4 часов (на ночь предпочтительнее) </li><li> Вакуумные лишнюю PLL после лечения, но будьте осторожны, чтобы не высосать всю жидкость из устройства </li></ul> Примечание: Вы не хотите, чтобы ввести пузырьков воздуха в каналах или камеры. Просто вакуум лишнюю PLL в скважинах. <ul><li> Добавить автоклавного дН 2 O в каждую лунку по обе стороны от устройства, и позволяет поступать в друга под действием капиллярных сил </li></ul> На рисунке 1 показана схема микрожидкостных устройств. Обратите внимание, как синий (Сома стороны) подключен и красный (аксонального стороны) связаны между собой. Когда мы говорим, положить PLL, или воду или средства массовой информации, на одной скважине на каждой стороне устройства, что мы имеем в виду, например, это: место 150 мкл автоклавного дН 2 O в одном Синий Ну тогда место 150 мкл из автоклавного дН 2 0 в одну Красной Ну. Воды (или PLL, или СМИ, или клеток) будет проходить через устройства других соответствующих хорошо. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Рисунок 1" width="362" height="216" /> Рисунок 1 Примечание: Обратите внимание, что с этого момента, когда я говорю &quot;место средств массовой информации, клетки, вода или PLL в ТОП скважин&quot;, я имею в виду диаграмме выше, где Сома бы слева и Аксоны вырастет до право. <ul><li> Аспирируйте от воды (опять же стараясь не полностью удалить все жидкости из устройства), а затем добавить еще 150 мкл из автоклавного дН 2 O к одному из каждого подключенного хорошо и позволить ей течь через к соответствующему хорошо. </li><li> Место устройство, содержащее дН 2 O в инкубаторе при температуре 37 ° С в течение 1 часа, затем повторите шаг снова вымыть. Вымойте устройств в три раза с дН 2 O в течение одного часа каждый, что является общей. </li></ul> Примечание: Из-за возможности того, что борат из PLL может поглотить в PDMS, некоторые в Чон Лаборатории рекомендуем инкубации устройств ночь с автоклавного дН 2 O через пару яnitial быстро полосканий. Это будет гарантировать, что все свободные борат будут вымываться из PDMS до погрузки клеток. Если этого не сделать, может быть выпуск бората в средствах массовой информации с течением времени, что может привести к цитотоксичности. <ul><li> Добавить нейронных Базальные СМИ (НБМ) с необходимыми факторами (glutamax, B27, PenStrep) на вершину скважин </li></ul> Примечание: устройства могут быть инкубировали в течение ночи и с покрытием из клетки на следующий день, или инкубировали менее 3-х часов с NMB + факторов, прежде чем покрытие клеток. Подготовка Нейроны для загрузки в устройства Мы используем 18 дневного плода коры крысы, что мы либо покупают у компании под названием мозга биты или что готовят здесь на территории кампуса для нас. Мы предпочитаем, чтобы получить свежие ткани. <ol><li> Получить 1 плода коры головного мозга (2 куска ткани), хранящихся в Hibernate E </li><li> Возьмите 3 длинных пипеток стекла и огня каждую из них на последовательно меньшие размеры использовании спиртовки </li><li> удаление ткани из спящего режима E с пипеткой стекла и поставить в 2 мл NMB + факторы в стерильные 15 мл трубки. </li><li> Растирание: Использование луковицы и стеклянную пипетку коры передается вверх и вниз от 5 до 10 раз. Затем, в следующий меньший пипетка используется для пипетки вверх и вниз по ткани. Наконец, самая маленькая пипетка используется для пипетки вверх и вниз по ткани. Мы хотели бы убедиться, что Есть нет видимых куски. Примечание: В последнее время Чон Лаборатории начал сравнения клетки из тканей, хранящихся в Hibernate E к клеткам, которые были изготовлены из ткани изначально относились с 0,125% трипсина в 50% Са + + свободных и Mg + + свободный буфер рассечение. Консенсус в том, что ткани подготовлен с использованием трипсина получить более жизнеспособных клеток, чем ткани помещаются сначала в Hibernate E. Если вы не собираетесь использовать ткани сразу, то вам нужно сохранить ткани в Hibernate Е. Если вы собираетесь использовать ткань сразу и хотели бы увеличить жизнеспособность, затем обработайте ткань с Трипсин перед механическим растиранием следующим образом: 1) развести 1 мл 0,25% трипсина (Gibco, Invitrogen) с 1 мл Са + + свободный Mg + + бесплатный рассечение буфера (конечная Трипсин = 0,125%) в 15 мл трубки (держать ледяной), 2) место ткани в буфер и инкубировать немедленно при температуре 37 ° С в течение 8 минут, 3) добавляют 10 мл DMEM/10% FBS, чтобы остановить Трипсин реакции и продолжают протокол ниже. </li><li> Центрифуга клетки при 1100 оборотов в минуту в течение 1 минуты </li><li> Наддувом СМИ тщательно от осадок клеток </li><li> Добавить 1 мл NMB + факторов гранул и повторно приостановил его с помощью пипетки вверх и вниз </li><li> Pass ресуспендировали клетки самотеком через фильтр для удаления сгустков (BD Сокол ячейки фильтра 40 мкм нейлон) </li><li> Граф и пластины клеток: <ul><li> Into микроцентрифужную трубки, добавить 60 мкл NMB + факторами, 20 мкл клеточной суспензии, и 20 мкл трипанового синего затем смешайте </li><li> Добавьте примерно 10 мкл этого раствора до гемоцитометра и считать живые клетки (не голубой) </li><li> Отрегулируйте концентрации до 2,5 - 4,5 x10 6 клеток / мл Примечание: Как правило, мы получаем концентрации около 2,5 - 4,5 х 106 клеток / мл. в зависимости от объема клетки ресуспендировали в (обычно 1 мл НБМ + B27/Glutamax/PenStrep percortex). Если ткань была подготовлена ​​с помощью трипсина, выход, вероятно, будет увеличен. </li></ul></li></ol> Покрытие устройств <ol><li> Датчики (первичные нейроны) в одну лунку устройство </li><li> Пластина 5 мкл на небольшое устройство, и 20 мкл на большом устройстве Примечание: Вы можете загрузить 10 мкл клеток на верхней части устройства, и 10 мкл на нижней части устройства (половина общего объема), или непосредственно все 20 мкл клеток в верхнем сомный хорошо (5 мкл в верхней сомный хорошо для небольших устройств). </li><li> Инкубируйте в течение 10 минут при 37 ° C инкубатор так клетки могут начать приложить </li><li> Добавьте примерно 150/30 мкл факторов NMB + в каждую лунку в зависимости от размера устройства Примечание: Объемы может варьироваться в зависимости от толщины PDMS. Все, что имеет значение в том, что скважины полном объеме. </li></ol> Справочная Об использовании устройств без Плазменные Склеивание Без плазменной обработки, Кристина Вт, техником, кто делает это успешно каждую неделю без плазмы, говорит, что просто загрузить клетки сразу же. Не забудьте удалить средства массовой информации с обеих скважин на стороне сома (аксон сторона не будет иметь значения, если вы оставите в средствах массовой информации). Это поток жидкости, который позволяет клеткам, чтобы войти в основной канал. Если у вас есть средства массовой информации в колодцах, вы не получите поток жидкости.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Здесь мы показали, как использовать нейронные микрожидкостных устройств без необходимости плазмы чище. Мы называем это, как не-плазменной связи.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

В этом видео показано, как использовать нейронные микрожидкостных устройством без связи плазмы. В некоторых случаях это может быть желательно обратимо связь устройств Corning № 1 покровного стекла. Это может быть связано, может быть, плазмы чистых не доступны. В других случаях может быть желательно, чтобы удалить устройство из стекла после культивирования нейронов на некоторые виды микроскопии или для иммунной, хотя это и не нужно, чтобы удалить устройство для иммунной так как нейроны могут быть окрашены в устройстве. Некоторые исследователи, однако, до сих пор предпочитают, чтобы удалить устройство. В этом случае обратимого связывания устройства покровного стекла делает это возможным. Есть некоторые недостатки, не-плазменной связывание устройств в том, что не так плотно в печать не образуется. В некоторых случаях аксонов могут расти в канавки, а не через них. Кроме того, из стекла и PDMS являются гидрофобными, жидкости с готовностью не вводить устройство делает необходимым время от времени, чтобы заставить средства массовой информации и других реагентов в устройство. Жидкости войдут устройства с помощью капиллярного действия, но это занимает значительно больше времени по сравнению с устройствами, которые были плазме связаны. Плазмы чистых создает временные гидрофильные расходы на стекло и устройства, которые облегчают поток жидкости через устройство после склеивания в течение нескольких секунд. Для не-плазмы связаны устройств, поток жидкости через устройства занимает несколько минут. Важно также отметить, что устройства, которые будут использоваться с не-плазменной связи должны быть стерилизованы во-первых, в то время как плазма рассматривается устройства не должны быть стерилизованы перед использованием, поскольку плазма чистого будет стерилизовать их.

Watch this Scientific Journal Video about Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices at JoVE.com

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

В этом видео показано, как использовать нейронные микрожидкостных устройством без связи плазмы.

Номера для плазмы Склеивание PDMS для недорогих Изготовление микрожидкостных устройств

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K Views.  University of California, Irvine (UCI). В этом видео показано, как использовать нейронные микрожидкостных устройством без связи плазмы.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Изготовление микрожидкостных Устройство для дробления Нейрон Сома и Аксоны

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

Градиент генерирующих микрожидкостных Устройство для клеточной биологии

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS изготовление устройств и модификации поверхности

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

Изготовление Термопластичные микрожидкостных каналов

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

Микрожидкостных Заявки на одноразовые диагностики

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

Изготовление Амперометрический Электроды

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

Изготовление Миогенный Engineered Создает тканей

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

Высокоскоростной капли основе Delivery System для пассивного Насосные в микрожидкостных устройств

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

Автоматизированная микрожидкостных протокол Лизис кровь для обогащения Циркуляционные ядерных клеток

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Изготовление и эксплуатация Кислород Вставка для Приверженец клеточных культур

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...