Эта работа была поддержана Национальным институтом здравоохранения [Грант не. R01NS069726] и Американской кардиологической ассоциации Грант в помощи Грант [Грант нет. 13GRNT17020004] СД.

Примечание: Мыши (C57BL / 6J, мужчина) в возрасте 10 - 12 недель были использованы в этом исследовании. Все процедуры были выполнены в соответствии с Руководством по NIH по уходу и использованию лабораторных животных и были одобрены Университета Миссури Институциональные животных уходу и использованию комитета (IACUC). 1. Предварительная хирургия <ol><li> Накануне автоклаве хирургии и стерилизации всех хирургических инструментов. Оберните инструменты и автоклаве при 121 ° С на 15 фунтов на квадратный дюйм в течение 30 мин с последующим 30 мин сушки (121 о С, 15 фунтов на квадратный дюйм, 30/30 цикл). Поместите инструменты в чистом и стерильной среде до дальнейшего использования. </li><li> Приготовьте свежий бенгальский розовый (РБ) раствор (20 мг / мл в стерильном физиологическом растворе) каждый раз перед операцией. Для полного растворения RB вихревые трубки, то затем ультразвуком в течение 5 мин при 50/60 Гц с мощностью от 19 Вт Wrap труб в алюминиевую фольгу и защитить его от света до дальнейшего используется во время сюрГери. </li><li> Приготовить смесь кетамина / ксилазина в стерильном физиологическом растворе. Добавить 125 мкл (концентрация ксилазина складе: 20 мг / мл) и 325 мкл (концентрация ketmaine складе: 100 мг / мл) и 550 мкл стерильного физиологического раствора, чтобы конечный объем 1 мл анестетика смеси. </li><li> Предварительно нагреть теплокровного грелку. </li><li> Предварительно нагреть металл лампа (источник света для FN1 эпи-флуоресцентного микроскопа) в течение 30 мин для стабилизации мощности лампы. </li><li> Отрегулируйте размер освещенной области диаметром 1 мм с использованием 10X цель и сетки, регулируя полевую диафрагму в вертикальном положении FN1 эпи-флуоресцентного микроскопа. </li></ol> 2. Хирургические процедуры <ol><li> Обезболить мышь с дозой кетамина (130 мг / кг B. мас.) И ксилазина (10 мг / кг В. мас.). На основе коктейля в 1.3, 4 мкл на мышь г Б. мас. нужны. Стерилизовать сайт инъекции спиртовым тампоном и управлять анестетиков через Intra-peritoneal (IP), маршрут. Позаботьтесь, чтобы не вводить анестетиков в кровеносные сосуды или мышцы, как это было задержать индукции и восстановление животного. </li><li> Применить искусственной слезы мазь в оба глаза мыши, чтобы предотвратить высыхание и поместите животное на грелку, чтобы предотвратить переохлаждение. </li><li> Подготовка животного <ol><li> Проверьте животное для надлежащего уровня хирургической анестезии с помощью пальца щепоткой ответ. </li><li> После того, как животное достигло уровня хирургической анестезии, зажимают волосы на дорсальной поверхности вокруг средней линии животного с помощью электрического триммера волос. Скраб хирургического сайт с 70% этанола с последующим бетадином решения в три раза. Накройте сайт стерильной хирургической драпировка до следующего шага. </li></ol></li><li> Хирургическая процедура, чтобы тонкой кости, чтобы разоблачить спинного мозга <ol><li> Наведите в положении лежа за теплокровного грелку на платформе хирургической (рис 1А). Правильно закрепите мышьпоза с помощью морды зажим для поддержания удлиненную область шеи (фиг.1А, Б). </li><li> Сделайте надрез (длиной около 1 см), используя хирургические ножницы вдоль спинной средней линии, проходящей от грудного позвонков Т9 Т12. Отодвинуть кожу подвергать хирургическому область. </li><li> Использование скальпеля, тщательно очистить мышцы, чтобы разоблачить спинной колючки в T9 - T12 позвонков. Остановка кровотечения в каждом шаге, слегка надавливая стерильной ватным тампоном. Отдельные Т10 - Т12 позвонков от окружающей мышцы и закрепить их с помощью позвоночный зажим, чтобы стабилизировать и предотвратить любое движение (1А, Б). </li><li> Использование высокой скорости дрель с костной полировки сверла, тщательно и аккуратно тонкой спинной поверхности T10 T11 или позвонка визуализировать заднюю спинного вены и другие мелкие сосуды на спинной поверхности КА (рис 1в). </li><li> Для предотвращения термического повреждения из-за тепла, генерируемого во время процедуры прореживания,применить нежный и постоянный поток физиологического раствора вместе с постоянным всасыванием, чтобы удалить мусор. </li><li> Используя скальпель тщательно гладкой поверхности кости до тех пор, пока в основном резервуаре четко виден. Позаботьтесь, чтобы не повредить спинной мозг в этом процессе. </li><li> После того, как кровеносный сосуд визуализировать, управлять RB в дозе 30 мг / кг (веса тела) через ретро-орбитального синуса маршруту с использованием инсулиновый шприц. </li><li> Измерение кровотока с использованием лазерного доплеровского расходомера через 3 мин следующие RB инъекции, если необходимо (2А, В). Поддерживать асептики во время всей процедуры. </li></ol></li></ol> 3. Индукция PT <ol><li> Поместите животное на позиции XY регулируемой ступени над Lab-Джек, который может регулировать высоту. Отрегулируйте положение мыши так подвержены область T11 спинного мозга непосредственно под 10-кратным цели FN1 эпи-флуоресцентного микроскопа (рис 3А). </li><li> Установите мощность LiИсточник GHT на 12% и облучить область T11 с диаметром 0,75 мм в середине разбавленной спинного мозга (Примечание: эта область включает в себя заднюю вену спинного и другие капилляры) с зеленым светом (длина волны 540 - 580 нм, что достигается куба фильтра в микроскоп) через объектив 10X в течение 2 мин. Возьмем изображения в начале и в конце облучения (рис 3б, в) и записывать время эксперимента в этой точке. </li><li> Измерение кровотока снова в течение 10 мин, при необходимости путем размещения лазерного доплеровского зонда на ту же позицию выше спинного мозга, как в 2.4.8 (рисунок 2А, В). </li><li> После проверки облучения для любого кровотечения, и если ни один нашел не приступить к ушивание животное. Шовный поверхностной фасции вместе с мышц на каждой стороне спинного мозга с использованием рассасывающийся шовный или 4-0 шелковой нити размера. Позаботьтесь, чтобы не повредить подвергается SC. Шовный кожу 4-0 шелковой нити. Применить Бетадин или йодк краям кожи после наложения швов. </li></ol> 4. Послеоперационный уход <ol><li> После наложения швов, поместите животное на грелку для восстановления. После выздоровления проверить животных на наличие признаков неврологического дефицита, наблюдая движение обеих задних конечностей-. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточно, чтобы поддерживать грудины лежачее положение. </li><li> Передача животных в клетку. Не вернуть животное, претерпела операцию на компании других животных до полного восстановления. </li><li> Проверьте животных на регулярной основе. В случае серьезных неврологических дефицитов, обеспечить надлежащий уход, как эвакуации мочевого пузыря, введения анальгетиков (бупренорфин, 0,05 - 0,1 мг / кг). Проверьте обезвоживания и управлять нормальный физиологический подкожно в тяжелых случаях. Как правило, бупренорфин (0,1 мг / кг) будет введен после наложения швов для облегчения боли в месте операции. </li><li> Если животные не сразуэвтаназии после операции, мы поставим контента диету с высоким воды на полу клетки, таким образом, животные могут добраться до пищи легко. </li></ol> 5. Transcardial перфузии, Нисслю окрашивание и Иммуноокрашивание <ol><li> Транскардиальную заливать животное, как описано выше 17-20. <ol><li> Обезболить животное, как описано ранее в протоколе и транскардиально заливать фосфатным буферным раствором (PBS, рН 7,4), с последующим ледяной 4% параформальдегида (PFA) в PBS. </li><li> После перфузии, удалить спинной мозг (SC) и пост-это исправить в 4% PFA в PBS при 4 ° CO / N. Передача фиксированного SC в PBS с 30% сахарозы и держать его в течение 2 - 3 дней, пока он не опускается на дно пробирки. </li><li> Использованием криостата сократить спинной мозг в 30 мкм толстых секций и поместить их последовательно на покрытые желатином предметные стекла или в 48-луночный планшет с 0,01 М PBS. </li></ol></li><li> Нисслю окрашивание: Для проверки вред, причиненный PT выполнить Ниссля stainiнг на участках спинного мозга, как описано выше 17-20. <ol><li> Вкратце, собирать каждый пятый спинной кусок шнура на стеклах и пятно 0,25% крезиловым фиолетового. Возьмите образы окрашенных участков (рисунок 4). </li></ol></li><li> Иммуноокрашивание: Как описано ранее, используя метод плавающей секции 17,18,20. <ol><li> Вкратце, окрасить секции спинного мозга путем инкубации O / N при 4 ° С с кроличьей анти-глии фибриллярного кислого белка (GFAP) поликлональные антитела (1: 300), кроличьими анти-NeuN антитела (1: 300), и кролика анти- Iba1 антитела (1: 500), а затем осел анти кролика Alexa 568-конъюгированного IgG (1: 400) вторичными антителами в течение 4 часов при комнатной температуре. Возьмите изображения с флуоресцентным микроскопом (рис 5). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury:+a+systematic+review+of+current+treatment+options.">Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options.</a> Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).</li><li>Cheriyan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury+models:+a+review.">Spinal cord injury models: a review.</a> Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).</li><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+acute+spinal+cord+injury.">Secondary injury mechanisms in acute spinal cord injury.</a> J Emerg Med. 11, 13-22 (1993).</li><li>Crowe, M. J., Bresnahan, J. C., Shuman, S. L., Masters, J. N., Beattie, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apoptosis+and+delayed+degeneration+after+spinal+cord+injury+in+rats+and+monkeys.">Apoptosis and delayed degeneration after spinal cord injury in rats and monkeys.</a> Nat Med. 3 (1), 73-76 (1997).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+norepinephrine+on+spinal+cord+blood+flow+and+parenchymal+hemorrhage+size+in+acute-phase+experimental+spinal+cord+injury.">Effect of norepinephrine on spinal cord blood flow and parenchymal hemorrhage size in acute-phase experimental spinal cord injury.</a> Eur Spine J. 23 (3), 658-665 (2014).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+and+spatial+quantification+using+contrast-enhanced+ultrasonography+of+spinal+cord+perfusion+during+experimental+spinal+cord+injury.">Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (2012).</li><li>Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+events+after+spinal+cord+injury:+contribution+to+secondary+pathogenesis).">Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis).</a> Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).</li><li>Liu, X. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+and+glial+apoptosis+after+traumatic+spinal+cord+injury.">Neuronal and glial apoptosis after traumatic spinal cord injury.</a> J Neurosci. 17 (14), 5395-5406 (1997).</li><li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+study+of+cell+apoptosis+and+correlative+gene+expression+after+tractive+spinal+cord+injury+in+rats.">An experimental study of cell apoptosis and correlative gene expression after tractive spinal cord injury in rats.</a> Zhonghua Wai Ke Za Zhi. 42 (23), 1434-1437 (2004).</li><li>Hirose, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+reduces+the+ischemia/reperfusion-induced+spinal+cord+injury+in+rats+by+inhibiting+neutrophil+activation.">Activated protein C reduces the ischemia/reperfusion-induced spinal cord injury in rats by inhibiting neutrophil activation.</a> Ann Surg. 232 (2), 272-280 (2000).</li><li>Oyinbo, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Secondary+injury+mechanisms+in+traumatic+spinal+cord+injury:+a+nugget+of+this+multiply+cascade.">Secondary injury mechanisms in traumatic spinal cord injury: a nugget of this multiply cascade.</a> Acta Neurobiol Exp (Wars). 71 (2), 281-299 (2011).</li><li>Guerit, J. M., Dion, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=State-of-the-art+of+neuromonitoring+for+prevention+of+immediate+and+delayed+paraplegia+in+thoracic+and+thoracoabdominal+aorta+surgery).">State-of-the-art of neuromonitoring for prevention of immediate and delayed paraplegia in thoracic and thoracoabdominal aorta surgery).</a> Ann Thorac Surg. 74 (5), S1867-S1869 (2002).</li><li>Schepens, M. A., Heijmen, R. H., Ranschaert, W., Sonker, U., Morshuis, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thoracoabdominal+aortic+aneurysm+repair:+results+of+conventional+open+surgery.">Thoracoabdominal aortic aneurysm repair: results of conventional open surgery.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 37 (6), 640-645 (2009).</li><li>Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+cerebral+ischemia:+procedural+pitfalls+and+translational+problems.">Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems.</a> Exp Transl Stroke Med. 1, 8 (2009).</li><li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+models+of+focal+stroke:+size,+mechanism,+and+purpose.">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li><li>Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Busto, R., Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cortical+infarction+in+the+rat.+1.+Time+course+of+hemodynamic+consequences.">Photochemically induced cortical infarction in the rat. 1. Time course of hemodynamic consequences.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 6 (2), 184-194 (1986).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+protective+role+of+PBEF+in+a+mouse+model+of+cerebral+ischemia.">Neuronal protective role of PBEF in a mouse model of cerebral ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (12), 1962-1971 (2010).</li><li>Li, H., Zhang, N., Sun, G., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+the+group+I+mGluRs+reduces+acute+brain+damage+and+improves+long-term+histological+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischaemia.">Inhibition of the group I mGluRs reduces acute brain damage and improves long-term histological outcomes after photothrombosis-induced ischaemia.</a> ASN Neuro. 5 (3), 195-207 (2013).</li><li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological,+cellular+and+behavioral+assessments+of+stroke+outcomes+after+photothrombosis-induced+ischemia+in+adult+mice.">Histological, cellular and behavioral assessments of stroke outcomes after photothrombosis-induced ischemia in adult mice.</a> BMC Neurosci. 15, 58 (2014).</li><li>Wang, T., Cui, W., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Volume+of+the+Focal+Cerebral+Ischemic+Lesion+through+Photothrombosis.">Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis.</a> American Journal of Biomedical Sciences. 2 (1), 33-42 (2010).</li><li>Schroeter, M., Jander, S., Stoll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+induction+of+focal+cerebral+ischemia+in+mice+by+photothrombosis+of+cortical+microvessels:+characterization+of+inflammatory+responses.">Non-invasive induction of focal cerebral ischemia in mice by photothrombosis of cortical microvessels: characterization of inflammatory responses.</a> J Neurosci Methods. 117 (1), 43-49 (2002).</li><li>Boquillon, M., Boquillon, J. P., Bralet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced,+graded+cerebral+infarction+in+the+mouse+by+laser+irradiation+evolution+of+brain+edema.">Photochemically induced, graded cerebral infarction in the mouse by laser irradiation evolution of brain edema.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 27 (1), 1-6 (1992).</li><li>Kim, G. W., Lewen, A., Copin, J., Watson, B. D., Chan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytosolic+antioxidant,+copper/zinc+superoxide+dismutase,+attenuates+blood-brain+barrier+disruption+and+oxidative+cellular+injury+after+photothrombotic+cortical+ischemia+in+mice.">The cytosolic antioxidant, copper/zinc superoxide dismutase, attenuates blood-brain barrier disruption and oxidative cellular injury after photothrombotic cortical ischemia in mice.</a> Neuroscience. 105 (4), 1007-1018 (2001).</li><li>Schmidt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+ischemic+stroke+in+rats.">Photochemically induced ischemic stroke in rats.</a> Exp Transl Stroke Med. 4 (1), 13 (2012).</li><li>Lang-Lazdunski, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+ischemia.+Development+of+a+model+in+the+mouse.">Spinal cord ischemia. Development of a model in the mouse.</a> Stroke. 31 (1), 208-213 (2000).</li><li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+simplified+spinal+cord+ischemia+model+in+mice.">Development of a simplified spinal cord ischemia model in mice.</a> J Neurosci Methods. 189 (2), 246-251 (2010).</li><li>Labat-gest, V., Tomasi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photothrombotic+ischemia:+a+minimally+invasive+and+reproducible+photochemical+cortical+lesion+model+for+mouse+stroke+studies.">Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies.</a> J Vis Exp. (76), (2013).</li><li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+and+imaging+of+photothrombotic+stroke+in+conscious+and+freely+moving+rats.">Induction and imaging of photothrombotic stroke in conscious and freely moving rats.</a> J Biomed Opt. 19 (9), 96013 (2014).</li><li>Seto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+ischemic+stroke+in+awake+freely+moving+mice+reveals+that+isoflurane+anesthesia+can+mask+the+benefits+of+a+neuroprotection+therapy.">Induction of ischemic stroke in awake freely moving mice reveals that isoflurane anesthesia can mask the benefits of a neuroprotection therapy.</a> Front Neuroenergetics. 6 (1), (2014).</li><li>Bell, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toll-like+receptor+4-dependent+microglial+activation+mediates+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury.">Toll-like receptor 4-dependent microglial activation mediates spinal cord ischemia-reperfusion injury.</a> Circulation. 128 (11 Suppl 1), S152-S156 (2013).</li><li>Smith, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+chemokine+release+supports+a+bimodal+mechanism+of+spinal+cord+ischemia+and+reperfusion+injury.">The evolution of chemokine release supports a bimodal mechanism of spinal cord ischemia and reperfusion injury.</a> Circulation. 126 (11 Suppl 1), S110-S117 (2012).</li><li>Jia, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidative+stress+in+spinal+cord+injury+and+antioxidant-based+intervention.">Oxidative stress in spinal cord injury and antioxidant-based intervention.</a> Spinal Cord. 50 (4), 264-274 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

В этом исследовании мы описали фототромботической модель SC ишемии. Благодаря достижениям в области генной инженерии имело всплеск в коммерчески доступных трансгенных мышей, которые сделало возможным изучить влияние конкретных генов, участвующих в патофизиологии ишемическ?...

Травматический травмы спинного мозга (SCI) является разрушительным клиническое состояние влияет сенсомоторной и вегетативной функции СК. Пациенты выжившие SCI часто остаются с изнурительной параплегия, что значительно влияет на их повседневную деятельность и качество жизни 1. Модели экспериментальной SCI были незаменимым инструментом в научных исследованиях, чтобы понять патофизиологию ТСМ и сопутствующих процессов нервной ремонт. Эти модели были также использованы для проверки доклинические эффективности различных экспериментальных нейропротективных вмешательств, направленных на восстановление функций. В настоящее время, большинство моделей ТСМ на практике используют использования физической силы тупым, чтобы механически разрушить и травмировать SC. Эти методы включают в себя ушиб, вывих, сжатие и рассечение КА 2. Было высказано предположение, что после первичной механической инсульта вторичного повреждения в виде ишемии множеств в в поврежденной SC<html> 3,4. Этиология вторичной ишемии включает в себя обширный дегенерации тканей, кровоизлияния паренхимы и иногда обструкции кровеносных сосудов тканей отек 5-7. В результате вторичного повреждения целостности СК далее пострадавших, нейроны и глиальные клетки сильно поражены в функции и жизнеспособности и апоптоз, что приводит к инфаркта рост в хронической стадии травмы, аналогичный рост ишемического инсульта полутени следующей 8,9. Некоторые механизмы, такие как эксайтотоксичности, свободных радикалов и воспаление, как сообщалось, будет отвечать за ишемической гибели клеток следующим ТСМ 10,11. Кроме того, СК ишемия серьезным осложнением торако-аневризмы брюшной аорты ремонт кабинетов, которые часто приводят к параплегии у пациентов 12,13. Несмотря на столь высокую клиническую воздействия очень мало моделей ишемии спинного мозга с высокой воспроизводимости в настоящее время. нт &quot;&gt; фототромбоза (СТ) является широко используемым методом индукции очаговой ишемии головного мозга 14-20. Методика довольно неинвазивным, высокой воспроизводимостью и дает точное фокусное ишемического поражения в пораженном участке мозга 17 -21. Это достигается путем системного введения светочувствительных красителей, таких как бенгалроза (RB) 16-20,22 или Эритрозин В 23 с последующим облучением локализованного кровеносных сосудов с надлежащего источника света. Фотоактивация красителя приводит к генерации свободных радикалов, которые нарушить целостность сосудистого эндотелия гладкой, и вызвать накопление тромбоцитов, который впоследствии образует тромб. обструкции кровотока по результатам тромба в инфаркта в области, предоставленной емкости 24. Из-за легкости управления на Интенсивность и длительность облучения эта процедура дает очень равномерное и воспроизводимое инфаркт. Кроме того, этот способ может быть использован для индукции infarcт при различных анатомических местах позволяет пространственное (например, серое вещество против белого вещества) понимание влияния ишемии. Цель данного исследования заключается в разработке простого и хорошо воспроизводимый модель SC ишемии у мышей. Мы описали процедуру в РТ модели SC ишемии у мышей. Результаты гистологии и иммунным показали, что СТ может эффективно индуцировать SC миокарда, потерю нейронов и реактивный глиоза.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1050">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">&#160;Rose Bengal</td>
			<td style="width:233px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:180px;">330000</td>
			<td style="width:421px;">20 mg/ml in sterile saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">C57Bl6/J</td>
			<td>Jackson lab</td>
			<td>664</td>
			<td>22-25g</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine&#160;</td>
			<td>VEDCO</td>
			<td>NDC-50989-996-06</td>
			<td>100 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazine&#160;</td>
			<td>VEDCO</td>
			<td>NDC-50989-234-11</td>
			<td>100 mg/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine solution</td>
			<td>Purdue</td>
			<td>NDC-67618-150-01</td>
			<td>10% povidone iodine topical solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Normal saline</td>
			<td>Abott Laboratories</td>
			<td>04930-04-10</td>
			<td>For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Artificial tears ointment&#160;</td>
			<td>Rugby</td>
			<td>NDC-0536-6550-91</td>
			<td>83% white petrolatum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethanol</td>
			<td>Decon labs.Inc</td>
			<td>2716</td>
			<td>70% ethanol for disinfection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal halide lamp</td>
			<td>EXFO, Canada</td>
			<td>X-Cite 120 PC&#160;</td>
			<td>Set power at 12%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Spring scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>15000-10</td>
			<td>for minor dissection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scissors (angled to side)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>14063-011</td>
			<td>No. 3 handle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard scalpel</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>10003-12</td>
			<td>for removing muscle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpel blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>2976</td>
			<td>No. 10</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps (curved)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>11150-10</td>
			<td>for holding tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps (straight)</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>11151-10</td>
			<td>for holding tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Needle holder&#160;</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>12002-12</td>
			<td>for suturing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue adhesive glue</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>to adhere to edges of the cut skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Monofilament polypropylene&#160;</td>
			<td>USSC Sutures</td>
			<td>VP-521</td>
			<td>Size = 4-0 (for fascia)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perma-hand silk</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>683G</td>
			<td>Size = 4-0 (for skin)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro drill</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co. Inc.</td>
			<td>RS-6300</td>
			<td>with bone polishing drill bit</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laser doppler flowmeter</td>
			<td>Moor Instruments</td>
			<td>moorVMS-LDF1</td>
			<td>for monitoring change in blood flow</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heating pad</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>21052-00</td>
			<td>to prevent hypothermia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab-Jack</td>
			<td>Fisher scientific&#160;</td>
			<td>14-673-50</td>
			<td>4x4 in plate to adjust the height of the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">X-Y gliding stage&#160;</td>
			<td>Amscope</td>
			<td>GT100</td>
			<td>for positioning the animal under microscope&#160;&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Целью данного исследования было получение спинного мозга к ишемии у мышей с использованием модели PT. После требуемой области кости выше спинного мозга (T10 - T12) был тоньше, бенгальский розовый вводили через ретро-орбитального синуса маршрута, и ишемию вызывают путем PT 1А, В показ...

Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Фототромбоза-индуцированной ишемии как модель с повреждением спинного мозга у мышей

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

photothrombosis-induced-focal-ischemia-as-model-spinal-cord-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

13.1K Views.  University of Missouri. Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice. 

Video: Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Острые и хронические Тактильная сенсорная тестирования после травмы спинного мозга у крыс

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Контролируемые травма шейного Laceration у мышей

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Контузия Модель тяжелого повреждения спинного мозга у крыс

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ишемии-реперфузии Модель острого почечного повреждения и фиброза после травмы у мышей

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Воспроизводимость Параплегия по торакальной окклюзии аорты в мышиной модели спинного мозга ишемии

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Контролируемая Кортикальная Модель воздействия для черепно-мозговой травмой

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Радио-телеметрическая система для мониторинга сердечно-сосудистой системы у крыс с спинного мозга Перерезка и эмбриональной нервной стволовой клетки трансплантатов

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural трансплантации стволовых клеток в экспериментальной Contusive модели с повреждением спинного мозга

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Калиброванный щипцы Модель спинного мозга Компрессия травмы

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Неонатальной спинного мозга мыши Сжатие Травма Модель

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...