Name: photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice
Uploaded: 2015-07-16T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice at JoVE.com

Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health [Gabe nicht unterstützt. R01NS069726] und der American Heart Association in Grants Beihilfen [Zuschuss Nr. 13GRNT17020004] auf SD.

Hinweis: Die Mäuse (C57BL / 6J, männlich) im Alter 10 bis 12 Wochen um waren in dieser Studie verwendet. Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit der NIH Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und wurden von der University of Missouri Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) zugelassen. 1. Pre-Chirurgie <ol><li> Der Tag vor der Operation Autoklaven sterilisieren und alle chirurgischen Instrumenten. Wickeln Sie die Instrumente und Autoklav bei 121 ° C bei 15 psi für 30 Minuten, gefolgt von 30 min zum Trocknen (121 o C, 15 psi, 30/30 Zyklus). Legen Sie die Instrumente in einem sauberen und sterilen Umgebung bis zur weiteren Verwendung. </li><li> Bereiten Sie frische Rose Bengal (RB) Lösung (20 mg / ml in steriler Kochsalzlösung), jedes Mal vor der Operation. Um sich vollständig aufzulösen RB, Wirbel die dann durch Ultraschallbehandlung für 5 min bei 50/60 Hz mit einer Ausgangsleistung von 19 W. Wickeln Sie das Rohr in Aluminiumfolie und vor Lichtröhre bis auf weiteres während sur verwendetgery. </li><li> Bereiten Sie eine Mischung von Ketamin / Xylazin in steriler Kochsalzlösung. Fügen Sie 125 ul von Xylazin (Stammkonzentration: 20 mg / ml) und 325 &amp; mgr; l ketmaine (Stammkonzentration: 100 mg / ml) und 550 &amp; mgr; l steriler Kochsalzlösung, um ein Gesamtvolumen von 1 ml des Anästhetikums Mischung zu machen. </li><li> Pre-warm die homeothermic Heizkissen. </li><li> Pre-warm die Metallhalogenlampe (Lichtquelle für FN1 Epi-Fluoreszenzmikroskop) für 30 Minuten, um die Lampenleistung zu stabilisieren. </li><li> Anpassen der Größe des beleuchteten Bereichs auf einen Durchmesser von 1 mm unter Verwendung von 10X-Objektiv und einer Strichplatte durch Einstellung der Feldblende in der aufrechten FN1 Epi-Fluoreszenzmikroskop. </li></ol> 2. Chirurgisches Verfahren <ol><li> Betäuben die Maus mit einer Dosis von Ketamin (130 mg / kg B. Gew.) Und Xylazin (10 mg / kg B. Gew.). Auf der Grundlage der Cocktail in 1.3, 4 &amp; mgr; l pro g Maus B. Gew. werden gebraucht. Sterilisieren Sie die Injektionsstelle mit einem Alkoholtupfer und Verwaltung der Anästhesie durch den inner-peritoneal (IP) Route. Achten Sie darauf, die Betäubungsmittel in die Blutgefäße oder Muskel injizieren, da dies würde die Ein- und Ausleitung des Tieres zu verzögern. </li><li> Künstliche Tränen Salbe auf beiden Augen von der Maus, um ein Austrocknen zu verhindern und legen Sie das Tier auf dem Heizkissen, um Unterkühlung zu verhindern. </li><li> Aufbereiten von tierischen <ol><li> Überprüfen Sie das Tier für die ordnungsgemäße chirurgische Ebene der Anästhesie durch Verwendung des toe Prise Antwort. </li><li> Sobald das Tier chirurgischen Narkosetiefe erreicht hat, und klemmen die Haare auf der Rückenoberfläche um Mittellinie des Tieres mit einem elektrischen Haarschneider. Scheuern die Operationsstelle mit 70% Ethanol, gefolgt von Betadin-Lösung dreimal. Decken Sie die Website mit einem sterilen Operationstuch bis zum nächsten Schritt. </li></ol></li><li> Chirurgisches Verfahren, um dünne Knochen um das Rückenmark freizulegen <ol><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage über die homeothermic Heizkissen auf der chirurgischen Plattform (Abbildung 1A). Die Maus richtig zu sichernHaltung mit einem Schnauzen Klemme einen länglichen Halsbereich (1A, B) zu halten. </li><li> Einen Einschnitt (etwa 1 cm Länge) unter Verwendung von chirurgischen Scheren entlang der dorsalen Mittellinie, die sich von der Brustwirbel T9 bis T12. Abnehmen der Haut, OP-Bereich freizulegen. </li><li> Mit einem Skalpell vorsichtig deaktivieren Sie das Muskel, um die Rückenstacheln bei T9 aussetzen - T12 Wirbel. Blutungen stoppen in jedem Schritt durch leichten Druck mit sterilen Wattestäbchen. Separate T10 - T12 Wirbel von der umgebenden Muskeln und sichern Sie diese mit Hilfe eines Wirbelklemme zu stabilisieren und jede Bewegung verhindert wird (Abbildung 1A, B). </li><li> Verwendung eines Hochgeschwindigkeitsbohrer mit Knochen Polieren Bohrer, vorsichtig und sanft dünne der dorsalen Oberfläche des T10 oder T11 Wirbels der hinteren Rückenader und andere kleine Schiffe auf der dorsalen Oberfläche des SC (1C) zu visualisieren. </li><li> Zu thermischen Schäden aufgrund von Wärme während der Ausdünnung Prozedur erzeugt verhindern,eine milde und konstanten Strom von normaler Kochsalzlösung mit konstanter Saugleistung, um die Trümmer zu entfernen. </li><li> Mit einem Skalpell vorsichtig glatt die Knochenoberfläche, bis der Hauptbehälter ist deutlich sichtbar. Darauf achten, dass das Rückenmark bei diesem Vorgang beschädigt werden. </li><li> Sobald das Blutgefäß visualisiert verabreichen RB bei einer Dosis von 30 mg / kg (Körpergewicht) durch retro-orbitalen Sinus Route unter Verwendung einer Insulinspritze. </li><li> Messen Sie den Blutfluss mit Hilfe eines Laser-Doppler-Durchflussmesser nach 3 min folgenden RB Injektion bei Bedarf (2A, B). Pflegen Asepsis während gesamte Verfahren. </li></ol></li></ol> 3. Induktion von PT <ol><li> Legen Sie das Tier auf einem XY-Position einstellbar Stufe über einen Lab-Jack, der die Höhe justieren kann. Einstellen der Position der Maus, so dass die freigelegten Bereich T11 Rückenmark ist direkt unter dem 10X-Objektiv des FN1 Epi-Fluoreszenzmikroskop (3A). </li><li> Stellen Sie die Macht des liGHT Quelle bei 12% und bestrahlen die Region T11 mit einem Durchmesser von 0,75 mm in der Mitte des ausgedünnten Rückenmark (Anmerkung: Diese Region umfasst die hintere Rücken Vene und anderen Kapillaren) mit grünem Licht (Wellenlänge 540-580 nm, das ist durch den Filterwürfel in dem Mikroskop) durch die 10X-Objektiv für 2 min erreicht wird. Bilder aufnehmen, am Anfang und Ende des Bestrahlungs (3B, C) ​​und Aufzeichnen der Zeit des Experiments an dieser Stelle. </li><li> Messung der Blutfluss wieder für 10 min bei Bedarf, indem der Laser-Doppler-Sonde an der gleichen Position über dem Rückenmark, wie in 2.4.8 (2A, B). </li><li> Nach der Bestrahlung Prüfung für jede Blutung und wenn keiner gefunden, Annähen des Tieres gehen. Naht der oberflächliche Faszie zusammen mit den Muskeln auf der jeder Seite des Rückenmarks mit einem resorbierbaren Naht oder 4-0 Größe Seidenfaden. Achten Sie darauf, um die freiliegende SC beschädigen. Naht der Haut mit 4-0 Seidennaht. Bewerben Betadine oder Jodzu den Rändern der Haut nach dem Vernähen. </li></ol> 4. Post-Chirurgie Pflege <ol><li> Nach dem Nähen, legen Sie das Tier auf dem Heizkissen für die Wiederherstellung. Nach der Wiederherstellung überprüfen Sie die Tiere auf Anzeichen von neurologischen Defiziten durch die Beobachtung der Bewegung der beiden hinteren Extremitäten. Stellen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis er wieder zu sich kam, um ausreichende Brustlage zu halten. </li><li> Übertragen Sie die Tiere auf den Käfig. Stellen Sie das Tier, das der Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li><li> Überprüfen Sie die Tiere in regelmäßigen Abständen. Im Falle von schweren neurologischen Defiziten, bieten die richtige Pflege wie Evakuierung von Blase, Verabreichung von Analgetika (Buprenorphin, 0,05 bis 0,1 mg / kg). Überprüfen Sie für die Dehydratisierung und verwalten normaler Kochsalzlösung subkutan in schweren Fall. Üblicherweise wird Buprenorphin (0,1 mg / kg) nach dem Vernähen zu Schmerzen im Operationsstelle zu lindern, verabreicht werden. </li><li> Wenn Tiere nicht sofortnach der Operation getötet, werden wir mit hohem Wassergehalt Ernährung auf dem Käfigboden setzen, damit die Tiere die Nahrung leicht zu erreichen. </li></ol> 5. transkardialer Perfusion, Nissl-Färbung und Immunfärbung <ol><li> Transkardial perfundieren das Tier wie zuvor 17-20 beschrieben. <ol><li> Das Tier zu betäuben, wie zuvor in dem Protokoll beschrieben und transkardial mit Phosphatpuffer-Salzlösung (PBS, pH 7,4), gefolgt von eiskaltem 4% Paraformaldehyd (PFA) in PBS perfundiert. </li><li> Nach Durchblutung, entfernen Sie das Rückenmark (SC) und post-fix it in 4% PFA in PBS bei 4 ° CO / N. Übertragen Sie die Fest SC in PBS mit 30% Saccharose und halten Sie sie für 2 - 3 Tage, bis es auf den Boden der Röhre sinkt. </li><li> Verwendung eines Kryostaten geschnitten das Rückenmark in 30 &amp; mgr; m dicke Abschnitte und sie seriell auf eine Gelatine-beschichtete Glasobjektträger oder in einem 48-Well-Platte mit 0,01 M PBS. </li></ol></li><li> Nissl-Färbung: Um die Verletzungsgefahr durch PT verursacht inspizieren führen eine Nissl staining auf Rückenmarksabschnitte wie zuvor beschrieben, 17-20. <ol><li> Kurz gesagt, sammeln jeden fünften Rückenmark Scheibe auf den Glasobjektträger und Färbung mit 0,25% Kresylviolett. Nehmen Sie Bilder von den gefärbten Schnitten (Abbildung 4). </li></ol></li><li> Immunfärbung: Wie vorher mit einem schwimmenden Abschnitt Verfahren 17,18,20 beschrieben. <ol><li> Kurz gesagt, färben die Rückenmarkschnitte durch Inkubieren O / N bei 4 ° C mit Kaninchen-anti-Glia fibrilläres saures Protein (GFAP) polyklonalem Antikörper (1: 300), Kaninchen-anti-NeuN Antikörper (1: 300), und Kaninchen-anti- Iba1 Antikörper (1: 500), gefolgt von Esel-Anti-Kaninchen Alexa 568-konjugierten IgG (1: 400) Sekundärantikörper für 4 h bei RT. Bilder aufnehmen, mit einem Fluoreszenzmikroskop (Abbildung 5). </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

In dieser Studie haben wir beschrieben, eine photothrombotic Modell SC Ischämie. Aufgrund der Fortschritte in der Gentechnik hat es eine Schwankung in der im Handel erhältlichen transgenen Mäuse, die es möglich gemacht hat, um die Auswirkungen von spezifischen Genen in das ischämische Pathophysiologie im SC beteiligt studieren. Das Ziel der Studie war es, eine reproduzierbare Mausmodell der Ischämie des Rückenmarks zu entwickeln. Hier angepasst wir eine kortikale PT Modell SCI in Mäusen zu induz...

Traumatische Rückenmarksverletzungen (SCI) ist eine verheerende klinischen Zustand, die die sensomotorische und autonome Funktionen des SC. Patienten überleben SCI sind oft mit schwächenden Querschnittslähmung, die ihre täglichen Aktivitäten und die Lebensqualität erheblich beeinträchtigt 1 verlassen. Experimental SCI Modelle wurden zu einem unverzichtbaren Werkzeug in der wissenschaftlichen Forschung, um die Pathophysiologie der SCI und die damit verbundenen neuronalen Reparaturprozesse zu verstehen. Diese Modelle wurden auch verwendet, um die Wirksamkeit von verschiedenen präklinischen experimentellen neuroprotektive Eingriffe, bei funktionellen Erholung abzielen testen. Derzeit Mehrheit der SCI-Modelle in der Praxis beschäftigen die Verwendung von physikalischen stumpfe Gewalt mechanisch stören und schädigen die SC. Diese Methoden umfassen Quetschung, Kompression, Dislokation und Durchtrennung des SC 2. Es wurde vorgeschlagen, dass nach der primären mechanischen Insult eine sekundäre Verletzungen in Form von Sätzen in Ischämie im verletzten SC<html> 3,4. Die Ätiologie der sekundären Ischämie beinhaltet umfangreiche Gewebedegeneration, parenchymale Blutungen und manchmal durch Verstopfung von Gefäßen durch Gewebsödeme 5-7. Als Folge der Sekundärverletzung die Integrität SC ist weiter beeinflusst werden Neuronen und Gliazellen stark in Funktion und Lebensfähigkeit beeinträchtigen und Apoptose die an das Wachstum in der chronischen Phase der Schädigung Infarkt führt analog zu unterziehen, um das Wachstum von ischämischen Penumbra nach Schlaganfall 8,9. Mehrere Mechanismen wie Exzitotoxizität, Produktion von freien Radikalen und Entzündungen berichtet worden, für die ischämischen Zelltod nach SCI 10,11 verantwortlich. Darüber hinaus ist SC Ischämie eine ernste Komplikation der thorakoabdominale Aortenaneurysma Reparatur Operationen, die oft zu Querschnittslähmung bei den Patienten, 12,13. Trotz dieser hohen klinischen Auswirkungen gibt sehr wenige Modelle von Rückenmark-Ischämie mit hoher Reproduzierbarkeit verfügbar. nt &quot;&gt; Photothrombosis (PT) ist ein allgemein verwendetes Verfahren für die Induktion einer fokalen Ischämie im Gehirn 14-20. Die Technik ist ziemlich nicht-invasiven, hoch reproduzierbar und ergibt eine genaue fokalen ischämischen Läsion in dem belichteten Bereich des Gehirns 17 -21. Dies wird durch die systemische Verabreichung von photoaktiven Farbstoffen wie Rose Bengal (RB) 16-20,22 oder Erythrosin B erzielt 23, gefolgt von lokalisierten Bestrahlung der Blutgefäße mit der richtigen Lichtquelle. Die Photoaktivierung des Farbstoffs bewirkt die Erzeugung von freien Radikalen, stören die Integrität des glatten vaskulären Endothel, und bewirken, daß die Plättchen zu sammeln, die anschließend bildet einen Thrombus. die Behinderung der Blutströmung durch den Thrombus führt zu einem Infarkt in der von dem Behälter 24 zugeführt Bereich. Aufgrund der Kontrolle über die Leichtigkeit Intensität und Dauer der Bestrahlung dieses Verfahren ergibt sich eine sehr gleichmäßige und reproduzierbare Infarkt. Darüber hinaus kann dieses Verfahren verwendet, um eine infarc induzierent an verschiedenen anatomischen Stellen ermöglicht räumliche (zB graue Substanz vs. weißen Substanz) Verständnis der Wirkung der Ischämie. Das Ziel der vorliegenden Studie ist es, eine einfache und hoch reproduzierbare Modell SC-Ischämie bei Mäusen zu entwickeln. Beschrieben wir die Prozedur eines PT-Modell SC Ischämie in Mäusen. Ergebnisse aus Histologie und Immunfärbung nachgewiesen, dass PT effektiv induzieren SC Infarkt, Neuronenverlust und reaktive Gliose.

<table><tbody><tr><td>Rose Bengal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330000</td><td>20 mg/ml in sterile saline</td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Jackson lab</td><td>664</td><td>22 - 25 g</td></tr><tr><td>Ketamine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-996-06</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine&amp;nbsp;</td><td>VEDCO</td><td>NDC-50989-234-11</td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Betadine solution</td><td>Purdue</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% povidone iodine topical solution</td></tr><tr><td>Normal saline</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>For diluting RB, anaesthesia and for preventing tissue from drying</td></tr><tr><td>Artificial tears ointment&amp;nbsp;</td><td>Rugby</td><td>NDC-0536-6550-91</td><td>83% white petrolatum</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon labs.Inc</td><td>2716</td><td>70% ethanol for disinfection</td></tr><tr><td>Metal halide lamp</td><td>EXFO, Canada</td><td>X-Cite 120 PC&amp;nbsp;</td><td>Set power at 12%</td></tr><tr><td>Spring scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>for minor dissection</td></tr><tr><td>Scissors (angled to side)</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>No. 3 handle</td></tr><tr><td>Standard scalpel</td><td>Fine Science Tool</td><td>10003-12</td><td>for removing muscle</td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Feather</td><td>2976</td><td>No. 10</td></tr><tr><td>Forceps (curved)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Forceps (straight)</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>for holding tissue</td></tr><tr><td>Needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>for suturing</td></tr><tr><td>Tissue adhesive glue</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>to adhere to edges of the cut skin</td></tr><tr><td>Monofilament polypropylene&amp;nbsp;</td><td>USSC Sutures</td><td>VP-521</td><td>Size = 4-0 (for fascia)</td></tr><tr><td>Perma-hand silk</td><td>Ethicon</td><td>683G</td><td>Size = 4-0 (for skin)</td></tr><tr><td>Micro drill</td><td>Roboz Surgical Instrument Co. Inc.</td><td>RS-6300</td><td>with bone polishing drill bit</td></tr><tr><td>Laser doppler flowmeter</td><td>Moor Instruments</td><td>moorVMS-LDF1</td><td>for monitoring change in blood flow</td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Fine Science Tool</td><td>21052-00</td><td>to prevent hypothermia</td></tr><tr><td>Lab-Jack</td><td>Fisher scientific&amp;nbsp;</td><td>14-673-50</td><td>4 x 4 in plate to adjust the height of the animal</td></tr><tr><td>X-Y gliding stage&amp;nbsp;</td><td>Amscope</td><td>GT100</td><td>for positioning the animal under microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

photothrombosis-induced focal ischemia as a model of spinal cord injury in mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Das Ziel dieser Studie war es, das Rückenmark Ischämie bei Mäusen mit einem PT-Modell zu erzeugen. Nach der gewünschten Knochenbereich über dem Rückenmark (T10 - T12) wurde verdünnt wurde Rose Bengal durch retro-orbitalen Sinus Weg injiziert, und Ischämie wurde von PT induziert 1A, B zeigen die Maus positioniert eine maßgeschneiderte chirurgisch. Plattform während der Operation. Die Maus wurde anstelle von einer Schnauze Klammer gehalten und zwei verstellbare wirbelKlemmen zur Stabilisierung d...

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Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis induzierte fokale Ischämie als ein Modell der Rückenmarksverletzungen in Mäusen

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

13.3K Aufrufe.  University of Missouri. Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice. 

Serie: Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Photothrombotic Ischemia: A Minimally Invasive and Reproducible Photochemical Cortical Lesion Model for Mouse Stroke Studies

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected light-sensitive dye. Following illumination, the dye is activated and produces singlet oxygen that damages components of endothelial cell membranes, with subsequent platelet aggregation and thrombi formation, which eventually determines the interruption of local blood flow. This approach, initially proposed by Rosenblum and El-Sabban in 1977, was later improved by Watson in 1985 in rat brain and set the basis of the current model. Also, the increased availability of transgenic mouse lines further contributed to raise the interest on the photothrombosis model. Briefly, a photosensitive dye (Rose Bengal) is injected intraperitoneally and enters the blood stream. When illuminated by a cold light source, the dye becomes activated and induces endothelial damage with platelet activation and thrombosis, resulting in local blood flow interruption. The light source can be applied on the intact skull with no need of craniotomy, which allows targeting of any cortical area of interest in a reproducible and non-invasive way. The mouse is then sutured and allowed to wake up. The evaluation of ischemic damage can be quickly accomplished by triphenyl-tetrazolium chloride or cresyl violet staining. This technique produces infarction of small size and well-delimited boundaries, which is highly advantageous for precise cell characterization or functional studies. Furthermore, it is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

Photothrombosis is a quick, minimally-invasive technique for inducing small and well-delimited infarction in areas of interest in highly reproducible manner. It is particularly suitable for studying cellular and molecular responses underlying brain plasticity in transgenic mice.

Photothrombotic Ischämie: eine minimal-invasive und reproduzierbare photochemische kortikale Läsion Modell für Mouse Stroke Studies

The photothrombotic stroke model aims to induce an ischemic damage within a given cortical area by means of photo-activation of a previously injected ...

Forschung

Medizin

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproduzierbare Paraplegie von thorakalen Aorta Occlusion in einem Mausmodell der Spinal Cord Ischämie-Reperfusion

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Gequetscht Modell von Rückenmarksverletzungen

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Ein Tissue Displacement-basierte Contusive Spinal Cord Verletzung Modell in Mäusen

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Induktion von vollständiger Transektion-Typ Rückenmarksverletzung bei Mäusen

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neurowissenschaften

Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, there remain limited therapeutic options for stroke patients. Therefore, more research is needed for pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity, and regeneration. Given the inability of in vitro models to reproduce the complexity of the brain, experimental stroke models are essential for the analysis and subsequent evaluation of novel drug targets for these mechanisms. In addition, detailed standardized models for all procedures are urgently needed to overcome the so-called replication crisis. As an effort within the ImmunoStroke research consortium, a standardized photothrombotic mouse model using an intraperitoneal injection of Rose Bengal and the illumination of the intact skull with a 561 nm laser is described. This model allows the performance of stroke in mice with allocation to any cortical region of the brain without invasive surgery; thus, enabling the study of stroke in various areas of the brain. In this video, the surgical methods of stroke induction in the photothrombotic model along with&#160;histological analysis are demonstrated.

Described here is the photothrombotic stroke model, where a stroke is produced through the intact skull by inducing permanent microvascular occlusion using laser illumination after administration of a photosensitive dye.

Modellierung von Schlaganfällen bei Mäusen: Fokale kortikale Läsionen durch Photothrombose

Stroke is a leading cause of death and acquired adult disability in developed countries. Despite extensive investigation for novel therapeutic strategies, ...

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Etablierung eines Maus-Kontusionsmodells für Rückenmarksverletzungen basierend auf einer minimal-invasiven Technik

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Etablierung des Modells des Zentralschnursyndroms in der C57BL/6J-Maus

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Modeling Photothrombotic Stroke in Mouse Model: A Laser Illumination Technique Through Mouse Skull Following Photosensitive Dye Administration to Induce Photothrombosis

Source: Llovera, G. et al. <a href="https://www.jove.com/v/62536">Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis.</a> J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure to generate photothrombotic stroke in a mouse model by laser illumination of an intact skull following administration of photosensitive dye.

Modellierung eines photothrombotischen Schlaganfalls im Mausmodell: Eine Laserbeleuchtungstechnik durch den Schädel der Maus nach Verabreichung von lichtempfindlichem Farbstoff zur Induktion von Photothrombose

Source: Llovera, G. et al. Modeling Stroke in Mice: Focal Cortical Lesions by Photothrombosis. J. Vis. Exp. (2021)
This video demonstrates the procedure ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biologie

Rodent Models

Adult

Inducing a Spinal Cord Contusion in a Mouse Model Using a Spinal Cord Injury Coaxial Platform

<a href='https://app.jove.com/v/64538/establishing-mouse-contusion-spinal-cord-injury-model-based-on'>Source: Elzat, E. Y. Y., et al.,&#160;Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique. J. Vis. Exp.&#160;(2022).</a>This video demonstrates the method for inducing a contusion injury at the T9 level spinal cord in a mouse model, using a spinal cord injury coaxial platform. A weight is dropped on the T9 level spinal cord that creates a contusion that immediately causes tissue discoloration and swelling.