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Resumen

Las células madre mesenquimales de la almohadilla de grasa infrapatelar (IFP-MSC) se pueden aislar fácilmente de la almohadilla de grasa infrapatelar de la articulación de la rodilla. Proliferan bien in vitro, forman colonias de UFC-F y se diferencian en linajes adipogénicos, condrogénicos y osteogénicos. En este documento, se proporciona la metodología para el aislamiento, expansión y diferenciación de IFP-MSC de la articulación sofocante de cabra.

Resumen

El IFP, presente en la articulación de la rodilla, sirve como una fuente prometedora de MSC. El IFP es un tejido de fácil acceso, ya que se reseca y descarta rutinariamente durante los procedimientos artroscópicos y las cirugías de reemplazo de rodilla. Además, su eliminación se asocia con una morbilidad mínima en el sitio donante. Estudios recientes han demostrado que los IFP-MSC no pierden su capacidad de proliferación durante la expansión in vitro y tienen un potencial de diferenciación osteogénica independiente de la edad. Las IFP-MSC poseen un potencial de diferenciación condrogénica superior en comparación con las MSC derivadas de la médula ósea (BMSC) y las células madre derivadas de tejido adiposo (ADSC). Aunque estas células se pueden obtener fácilmente de pacientes ancianos y enfermos, su efectividad es limitada. Por lo tanto, el uso de IFP-MSC de donantes sanos es importante para determinar su eficacia en aplicaciones biomédicas. Como el acceso a un donante humano sano es un desafío, los modelos animales podrían ser una mejor alternativa para permitir la comprensión fundamental. Los animales grandes como perros, caballos, ovejas y cabras juegan un papel crucial en la investigación traslacional. Entre estos, la cabra podría ser un modelo preferido ya que la articulación sofocante de la cabra tiene la anatomía más cercana a la articulación de la rodilla humana. Además, el IFP de cabra puede cumplir con los números más altos de MSC necesarios para aplicaciones de regeneración de tejidos. Además, el bajo costo, la disponibilidad y el cumplimiento de los principios de las 3R para la investigación con animales los convierten en un modelo atractivo. Este estudio demuestra un protocolo simple para aislar IFP-MSC de la articulación sofocante de cabras y condiciones de cultivo in vitro para su expansión y diferenciación. El IFP asépticamente aislado de la cabra fue lavado, picado y digerido enzimáticamente. Después de la filtración y centrifugación, las células recolectadas fueron cultivadas. Estas células eran adherentes, tenían una morfología similar a las MSC y demostraron una notable capacidad clonogénica. Además, se diferenciaron en linajes adipogénicos, condrogénicos y osteogénicos, lo que demuestra su multipotencia. En conclusión, el estudio demuestra el aislamiento y la expansión de las MSC, que muestran potencial en aplicaciones de ingeniería de tejidos y medicina regenerativa.

Introducción

Las células madre mesenquimales (CMM) son un candidato atractivo para las terapias basadas en células en medicina regenerativa 1,2. Se pueden recolectar de una variedad de fuentes de tejidos como médula ósea, cordón umbilical, placenta, pulpa dental y tejido adiposo subcutáneo3. Sin embargo, como la disponibilidad de células madre en adultos es limitada y su procedimiento de aislamiento es a menudo invasivo (lo que resulta en morbilidad en el sitio donante), es deseable tener una fuente alternativa de células madre que pueda eludir estos desafíos.

La articulación de la rodilla es un depósito de varios tipos de células, como las MSC derivadas de almohadillas de grasa infrapatelar, las MSC derivadas de la membrana sinovial, las MSC derivadas del líquido sinovial, los fibroblastos de ligamentos, los condrocitos articulares, etc. 4,5,6. Estas células tienen el potencial de ser ampliamente exploradas en la investigación basada en la ingeniería de tejidos musculoesqueléticos. Por lo tanto, la articulación de la rodilla podría ser una fuente posible y confiable de múltiples tipos de MSC. El depósito adiposo ubicado en la articulación de la rodilla, conocido como almohadilla de grasa infrapatelar (IFP) o almohadilla de grasa de Hoffa, es una opción prometedora y alternativa de depósito de MSC. El IFP es una fuente de MSC de acceso relativamente fácil y clínicamente obtenible, ya que se reseca y descarta rutinariamente como desechos quirúrgicos durante la artroscopia de rodilla o la cirugía abierta de rodilla. La eliminación del IFP se asocia con una morbilidad mínima en el sitio donante, lo que también lo convierte en una fuente de tejido atractiva. A pesar de tener un perfil fenotípico similar, las MSC de IFP (IFP-MSCs) tienen un mayor potencial clonogénico en comparación con las células madre mesenquimales derivadas de médula ósea (BM-MSCs)6 y una mejor capacidad proliferativa en comparación con las células madre derivadas de tejido adiposo subcutáneo (ADSC)7. Curiosamente, en comparación con las MSC derivadas del líquido sinovial (SF-MSC), las IFP-MSC no pierden su capacidad proliferativa en los pasajes tardíos, ni el tiempo de duplicación aumenta en los pasajes tardíos. Esto sugiere que, durante la expansión celular, las IFP-MSC pueden lograr un número suficientemente grande de células para aplicaciones de ingeniería de tejidos in vitro sin comprometer su tasa de proliferación8. Estudios recientes también han sugerido que las IFP-MSCs poseen un potencial de diferenciación condrogénica superior en comparación con las MSCs derivadas de médula ósea (BMSC) y las MSCs derivadas de tejido adiposo (ADSC), probablemente debido a su proximidad anatómica al cartílago articular, indicando su idoneidad para la ingeniería tisular del cartílago 6,7,9,10. Además, también poseen un potencial de diferenciación osteogénica independiente de la edad11. Se ha demostrado que la inyección intraarticular de IFP-MSCs reduce el dolor y mejora las funciones articulares de la rodilla en pacientes con osteoartritis (OA)12,13. Además, también se han descrito fuertes respuestas inmunosupresoras y mejores propiedades inmunomoduladoras de IFP-MSCs en presencia de citoquinas inflamatorias durante condiciones patológicas6.

Los IFP-MSC son una fuente prometedora y alternativa de MSC; Sin embargo, su beneficio terapéutico en ingeniería de tejidos y medicina regenerativa es relativamente menos explorado. Los estudios existentes sobre IFP-MSC han utilizado principalmente células de donantes humanos. Entre estos, algunos estudios recientes han investigado IFP-MSC de donantes humanos sanos (pacientes no artríticos, de 17 a 60 años)6,14, mientras que la mayoría de los estudios han utilizado IFP-MSC de pacientes de edad avanzada sometidos a cirugía de reemplazo total de rodilla (pacientes enfermos, de 70 a 80 años). Como se sabe que tanto la edad como la enfermedad alteran el funcionamiento normal de las células madre (número reducido y pérdida de potencial funcional), esto podría conducir a inconsistencias en el resultado de los estudios basados en MSC 7,15,16,17. Además de eso, el uso de IFP-MSC de pacientes con condiciones fisiopatológicas (por ejemplo, artritis y obesidad) también plantea dificultades para comprender las características básicas de las células sanas in vitro, actuando así como un factor limitante en el desarrollo de terapias basadas en MSC. Para superar estos problemas, el uso de IFP-MSC de donantes sanos es vital. Como el acceso a un donante humano sano es un desafío, los modelos animales podrían ser una mejor alternativa. En este sentido, hay algunos estudios en los que se ha aislado IFP de ratones18. Sin embargo, debido al pequeño tamaño de la almohadilla de grasa en ratones normales, los tejidos grasos de múltiples animales se han combinado para obtener suficiente tejido para ejecutar procedimientos experimentales elaborados19. Por lo tanto, existe la necesidad de un modelo animal grande, que podría cumplir con el requisito de mayor número de células y simultáneamente cumplir con los principios de las 3R (refinar, reemplazar y reducir) en la investigación con animales20. El uso de animales grandes tiene implicaciones significativas en la investigación traslacional. Específicamente, en la ingeniería de tejidos musculoesqueléticos, se ha investigado una variedad de animales grandes como perros, cerdos, ovejas, cabras y caballos21. La cabra (Capra aegagrus hircus) es una excelente opción de animal grande ya que su articulación sofocante tiene la anatomía más cercana a la articulación de la rodilla humana22,23,24. La estructura trabecular del hueso subcondral y el grosor del hueso subcondral de las cabras son similares a los humanos, y la proporción del cartílago al hueso también se informa que es cercana a la de los humanos21. Además, las cabras han sido ampliamente domesticadas en todo el mundo, haciéndolas fácilmente disponibles cuando están esqueléticamente maduras. Además, los bajos costos de mantenimiento y el fácil manejo los han convertido en un modelo animal atractivo para la investigación22.

En el presente estudio, se demuestra un protocolo simple para el aislamiento de IFP-MSCs de la articulación sofocante de Capra aegagrus hircus (cabra) y condiciones de cultivo in vitro para su expansión y diferenciación. Las células aisladas son adherentes, tienen morfología similar a MSC, forman colonias de CFU-F (unidad formadora de colonias-fibroblastos) y poseen potencial de diferenciación adipogénica, condrogénica y osteogénica. Por lo tanto, los IFP-MSC muestran potencial como una fuente alternativa de MSC para aplicaciones biomédicas.

Protocolo

El protocolo se basa en el aislamiento de IFP-MSCs de cabras. Se recogieron IFP de cabra y sangre de un matadero local. Dado que tales colecciones de tejidos están fuera del ámbito de un Comité Institucional de Ética Animal, no se requería aprobación ética.

1. Aislamiento de IFP-MSCs de la articulación femorotibial de la rodilla de cabra

  1. Recolectar la articulación femorotibial de cabra (muestra) que abarca ~ 15 cm cada una de las regiones femoral y tibial de las extremidades posteriores. Coloque inmediatamente la muestra en una caja de recogida de muestras esterilizada y guárdela a 4 °C para transportarla al laboratorio para su posterior procesamiento. Procesar las muestras asépticamente en un gabinete de bioseguridad, utilizando herramientas quirúrgicas esterilizadas durante todo el procedimiento (Figura 1, Paso 1).
  2. Coloque la muestra en una placa de Petri de 150 mm y enjuáguela bien con solución salina tamponada con fosfato (PBS) esterilizada en autoclave suplementada con antibióticos (5 μg/ml de anfotericina B, 200 U/ml de penicilina-estreptomicina y 50 μg/ml de ciprofloxacina) para evitar la contaminación. Asegúrese siempre de que la muestra se mantenga hidratada usando PBS.
  3. Examine cuidadosamente las regiones anatómicas de la muestra. Para facilitar el acceso a la cápsula articular, asegúrese de que los tejidos adicionales de ambos huesos largos se eliminen por completo (Figura 1, Paso 2).
  4. Para lograr esto, primero, sostenga la superficie final del hueso del fémur con una mano y, con tijeras afiladas, corte longitudinalmente hacia la articulación. Retire los músculos circundantes y el tejido adiposo del hueso durante el proceso. Tenga cuidado de que el tejido que rodea la cápsula articular inmediata permanezca intacto inicialmente.
  5. Del mismo modo, haga otra incisión en el extremo tibial de la muestra y retire los músculos y el tejido adiposo del hueso tibial. Asegúrese de que ambos huesos largos estén completamente expuestos y que la cápsula articular sea claramente visible después de este paso (Figura 1, Paso 3).
  6. Luego, haga una incisión desde cada lado de la membrana sinovial para abrir la articulación articulada (Figura 1, Paso 4). Libere la rótula tanto de la membrana sinovial como de los ligamentos rotulianos con un nuevo lote de tijeras y fórceps esterilizados. Mantenga inmediatamente la rótula separada en una placa de Petri que contenga PBS (Figura 1, Paso 5).
  7. Retire toda la almohadilla de grasa presente en la superficie interna de la rótula con tijeras y fórceps y recoja la almohadilla de grasa en otra placa de Petri fresca (Figura 1, Paso 6). Picar la almohadilla de grasa recolectada con un bisturí. Incluya otras herramientas quirúrgicas (por ejemplo, tijeras o cuchillas quirúrgicas) según sea necesario para obtener las piezas / segmentos de grasa más pequeños posibles de ~ 2-3 mm.
    NOTA: Una buena picadura es fundamental para dar como resultado un buen rendimiento de las células. Siempre mantenga el tejido hidratado y no lo deje secar en ninguna etapa del procedimiento de aislamiento.
  8. Transfiera el tejido picado usando una espátula a un tubo de centrífuga de 50 ml y lávelo con PBS suplementado con antibióticos a temperatura ambiente (RT) durante 15 minutos en un mezclador de tubos de ensayo. Repita el paso de lavado 3x, 15 min cada uno.
  9. Para la digestión enzimática, incubar el tejido picado (~ 5 g) en Dulbecco's Modified Eagle's Media (DMEM baja glucosa) que contiene 1,5 mg / ml de colagenasa tipo II (20 ml) y suplementado con 2% de FBS a 37 ° C durante 12-16 h.
    NOTA: Realice la digestión en un mezclador de tubos de ensayo a ~15 rotaciones por minuto (RPM).
  10. Aspirar cuidadosamente el tejido digerido y filtrarlo a través de un colador celular (70 μm) para eliminar cualquier tejido no digerido. Centrifugar el filtrado en un tubo de centrífuga de 15 ml a 150 x g durante 5 min. Retire el sobrenadante y lave el pellet con DMEM de glucosa baja al menos 2x.
    NOTA: Vierta el tejido digerido lentamente en el colador para evitar derrames. Use un tubo de centrífuga de bajo volumen (15 ml) para obtener un buen pellet.
  11. Resuspender el pellet celular obtenido en un medio DMEM completo (DMEM bajo en glucosa suplementado con 10% de FBS y antibióticos [2,5 μg/ml de anfotericina, 100 U/ml de penicilina-estreptomicina y 25 μg/ml de ciprofloxacino]), denominado medio de expansión en el protocolo en los pasos posteriores.
  12. Sembrar las células en placas de Petri de 150 mm y cultivarlas en los medios de expansión suplementados con 5 ng/ml de factor básico de crecimiento de fibroblastos (bFGF) y 50 μg/ml de sal trisódica de ácido 2-fosfo-L-ascórbico. Incubar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5% para permitir que las células se adhieran y proliferen. Controle la unión y el crecimiento de las células diariamente.

2. Mantenimiento y expansión de células aisladas

  1. Cambie los medios cada 3 días hasta que las células se vuelvan confluentes. Agregue 5 ng/ml de bFGF fresco y sal trisódica de ácido 2-fosfo-L-ascórbico de 50 μg/ml directamente a la placa de Petri cada vez que se cambie el medio. Después de que las células se conviertan en 80% -90% confluentes, subcultive las células.
    NOTA: Quite las entidades no adherentes durante cada cambio de medios. En caso de que se vean gotas de aceite después de 3 días de incubación, lave las células con PBS 1x y luego agregue medios frescos a la placa de Petri. Continúe con el lavado PBS antes de cada cambio de medio hasta que las gotas de aceite se eliminen por completo.
  2. Subcultivo de células: Retire los medios de expansión de la placa de Petri y lave las células 1x con PBS. Añadir 4 ml de tripsina/EDTA al 0,25% al plato e incubar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5% durante 4 min.
    NOTA: La confluencia (80%-90%) se logra dentro de los 7 días. Distribuir uniformemente la solución de tripsina/EDTA sobre toda la superficie de la placa de Petri durante la tripsinización.
  3. Desaloje las células golpeando la placa en el costado y observando bajo un microscopio para confirmar que todas las células están separadas. Neutralizar la tripsina después de añadir un volumen igual (4 ml) de medios de expansión.
  4. Recoger las células disociadas con una pipeta en un tubo de polipropileno fresco de 15 ml y centrifugar a 150 x g durante 5 min a RT. Desechar el sobrenadante y volver a suspender el pellet en el volumen deseado de medios de expansión.
  5. Contar las células utilizando el método estándar de recuento de células y subcultivo en placas de Petri de 150 mm a una densidad de siembra de 1 x 104 células/cm2 para una mayor expansión. Para todos los ensayos, utilice una monocapa confluente de células del número de paso P2-P5.
    NOTA: Criopreservar el exceso de células.

3. Evaluación de la capacidad clonogénica de IFP-MSCs mediante ensayo de formación de colonias (UFC-F)

  1. Para el ensayo CFU-F, siembre las células en medios de expansión en una placa de cultivo de tejido de 6 pocillos a una densidad de siembra de 50-100 células/cm2. Agregue medios para obtener un volumen final de 3 ml.
    NOTA: Optimice la concentración celular para ensayos y tratamiento.
  2. Cultivar las células durante 12 días a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5% en condiciones de cultivo estándar para permitir que las células formen colonias. Cambie los medios cada 3 días. Sea amable al cambiar los medios.
  3. Después de 12 días, enjuague las colonias 1x con PBS y fíjelas usando metanol al 20% durante 20 minutos en RT. Tiñe las colonias con colorante violeta cristal (0.5% [p/v] en 20% de metanol) durante 20 min en RT. Cuente las colonias individuales usando un microscopio invertido.
    NOTA: Una colonia se define como un grupo de más de 50 células.

4. Potencial de diferenciación de IFP-MSCs

  1. Inducir la diferenciación adipogénica de IFP-MSCs
    1. Para inducir la adipogénesis, sembrar las células a una densidad de 25 x 103 células/cm2 en una placa de cultivo de tejido de 24 pocillos. Añadir medios para obtener un volumen final de 500 μL. Cultivar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5%.
    2. Un día después de la confluencia, reemplazar el medio de expansión con 500 μL de medios de diferenciación adipogénica. Se requieren aproximadamente 2 días para que las células alcancen la confluencia.
    3. Preparar los medios de diferenciación adipogénica complementando los medios de expansión (DMEM + 10% FBS + 2,5 μg/ml de anfotericina, 100 U/ml de penicilina-estreptomicina y 25 μg/ml de ciprofloxacino) con 25 mM de D(+)-glucosa, 10 μg/ml de insulina, 1 μM de dexametasona y 100 μM de indometacina.
      NOTA: Los medios de diferenciación son inestables a 4 °C después de 1 mes; Por lo tanto, prepare los medios cuando sea necesario.
    4. Considerar las células cultivadas en los medios de expansión suplementados con 25 mM D (+) glucosa como controles no inducidos. Cambie los medios cada 3 días durante 14 días. Al final de los 14 días, lave las células 1 veces con PBS. Fijar las células con formalina tamponada neutra (NBF; formaldehído al 4 % en PBS) durante 15 min a 4 °C.
    5. Después de la fijación, lavar los pocillos 1x con agua destilada y luego incubar las células con isopropanol al 60% durante 5 minutos en RT. Después de eliminar el isopropanol, tiñe las gotas de lípidos incubando las células con 500 μL de la solución de trabajo del colorante Oil Red O durante 5 min en RT. Lave los pocillos 1x con agua destilada para eliminar el tinte no unido y obtenga imágenes de las células con un microscopio invertido.
      NOTA: Prepare la solución madre de Oil Red O (ORO) disolviendo 300 mg de ORO en 100 ml de isopropanol al 99%. Para preparar la solución de trabajo, mezcle tres partes de ORO caldo y dos partes de agua destilada y deje que se mezcle a RT durante 10 minutos. Filtrar la mezcla con papel de filtro de 0,2 μm. La solución de trabajo está lista para usar. La solución madre se puede preparar y almacenar en RT durante 1 mes en la oscuridad, mientras que la solución de trabajo debe estar recién preparada antes de cada uso / tinción.
  2. Inducir la diferenciación condrogénica de las MSC IFP
    1. Aislamiento de plasma caprino:
      1. Prepare citrato de sodio al 3,4% (p/v) en agua destilada. Agregue 5 ml de la solución de citrato de sodio preparada a un tubo de centrífuga de 50 ml.
      2. Recoja 45 ml de sangre de cabra recién aislada en el mismo tubo. Incline inmediatamente el tubo para mezclar bien la sangre con citrato de sodio para evitar la coagulación y transportarla al laboratorio a 4 °C.
      3. Centrifugar la sangre de cabra recogida a 1000 x g durante 20 min a 4 °C. Transfiera el sobrenadante (plasma) a un tubo nuevo dentro de un gabinete de bioseguridad. Filtrar el plasma a través de filtros de 0,2 μm, alícuota y almacenar a -20 °C para su uso posterior.
        NOTA: Mantenga la temperatura de 2-8 °C mientras manipula las muestras. Es importante minimizar los ciclos de congelación-descongelación del plasma.
    2. Cultive las células expandidas al 80% -90% de confluencia, disocie las células usando solución de tripsina/EDTA y granule las células a 150 x g durante 5 min en un tubo de centrífuga de 15 ml. Resuspender el pellet en plasma de cabra a una densidad de 2 x 106 células por 50 μL de solución plasmática.
    3. Añadir una gota de células que contienen plasma (50 μL) sobre una placa de Petri esterilizada de 90 mm y, a continuación, añadir cloruro de calcio a una concentración final del 0,3% (p/v). Mezclar bien para fabricar hidrogel de plasma reticulado.
    4. Incubar el hidrogel fabricado a 37 °C durante 40 min. Después de la incubación, transfiera los hidrogeles a placas de cultivo de tejido de 24 pocillos que contengan medios condrogénicos.
    5. Preparar medios condrogénicos complementando DMEM bajo nivel de glucosa con 10 mM de ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazineetanosulfónico (HEPES), 1,25 mg/ml de albúmina sérica bovina (BSA), 1 mM de prolina, 50 μg/ml de sal trisódica de ácido fosfo-L-ascórbico, 100 nM de dexametasona, 1x insulina, transferrina, selenito de sodio + linoleico-BSA (ITS+1), antibióticos (2,5 μg/ml de anfotericina, 100 U/ml de penicilina-estreptomicina y 25 μg/ml de ciprofloxacino), y factor de crecimiento transformante de 10 ng/mL- β1 (TGF-β1).
    6. Los hidrogeles cultivados en medios DMEM completos (DMEM bajo en glucosa con 10% de FBS y antibióticos [2,5 μg/ml de anfotericina, 100 U/ml de penicilina-estreptomicina y 25 μg/ml de ciprofloxacino]) sin TGF-β1 se consideran controles no inducidos. Cambie los medios cada 3 días durante 14 días.
    7. Después de 14 días de diferenciación condrogénica de células en hidrogeles plasmáticos, lavar los hidrogeles con PBS 3x durante 5 min cada uno y luego fijar las muestras en NBF durante 3 h.
      PRECAUCIÓN: El formaldehído es un carcinógeno potencial y puede causar irritación en la nariz, garganta y pulmones al inhalar. Realice todos los procedimientos relacionados con el formaldehído en una campana extractora.
    8. Retire el NBF, lave los hidrogeles con PBS 3x durante 5 minutos cada uno y luego incube en sacarosa al 35% (p/v) a RT durante la noche para permitir que la solución se absorba completamente en las muestras. Aclimatar los hidrogeles en el compuesto de temperatura óptima de corte (OCT) durante 3 h. Incrustar las muestras en OCT compuesto utilizando moldes de silicona bajo nitrógeno líquido.
    9. Cortar las muestras a un espesor de 10-12 μm en portaobjetos de vidrio recubiertos de gelatina utilizando un criotomo y almacenarlos a -20 °C para su uso futuro. Para examinar la presencia o deposición de la matriz extracelular después de la diferenciación condrogénica, tiñe las secciones con azul de Alcian y colorante Safranin-O, que se unen a glicosaminoglicanos sulfatados.
      NOTA: Para preparar el colorante Alcian Blue, disuelva 1 g de Alcian Blue colorante en 100 ml de HCl 0.1 N y mezcle bien en un mezclador de tubo de ensayo durante la noche. La solución se puede almacenar en RT durante 1 mes en la oscuridad. Para preparar el colorante Safranin-O, disuelva 0,1 g de colorante Safranin-O en 100 ml de agua destilada y mezcle bien en un mezclador de tubo de ensayo durante la noche.
    10. Para la tinción de Alcian Blue, lave las secciones de hidrogel 1x con agua destilada durante 5 min. Para arreglar las secciones, agregue 4% NBF a las diapositivas e incube durante 30 minutos.
    11. Lave las secciones 1x con agua destilada durante 5 min y luego 2x con HCl 0.1 N durante 30 s cada una. Retire el HCl y seque suavemente los portaobjetos con papel de seda. Añadir la tinción Alcian Blue preparada a las secciones e incubar durante 30 min a 37 °C en una cámara humidificada.
    12. Lave el tinte sin unir con HCl 0.1 N y luego agua destilada durante 3 min. Deshidrate las secciones en etanol absoluto, límpielas en xileno y, finalmente, monte las secciones teñidas en un medio resinoso para obtener imágenes.
    13. Para la tinción de Safranin-O, lave las secciones de hidrogel con agua destilada 1 veces durante 5 min. Para arreglar las secciones, agregue 4% NBF a las diapositivas e incube durante 30 minutos. Lave las secciones 1x con agua destilada durante 5 minutos, y luego sumerja los portaobjetos en ácido acético al 1% durante 10-15 s. Seque las diapositivas suavemente con papel de seda.
    14. Agregue el colorante Safranin-O preparado a las secciones e incube durante 10 minutos en RT. Lave el tinte no unido con etanol al 100%. Sumerja los portaobjetos en etanol al 100% durante 5 min. Seque al aire los portaobjetos, límpielos en xileno y, finalmente, monte las secciones teñidas en un medio resinoso para obtener imágenes.
  3. Inducir la diferenciación osteogénica de IFP MSCs
    1. Para inducir la diferenciación osteogénica, tripsinizar las células, como se indicó anteriormente (Paso 2.2.). Sembrar las células a una densidad de 3 x 103 células/cm2 en una placa de cultivo de tejidos de 24 pocillos. Añadir medios para obtener un volumen final de 500 μL. Cultivar las células a 37 °C en una incubadora deCO2 al 5%. 1 día después de la siembra, reemplace el medio de expansión con medios de diferenciación osteogénica de 500 μL.
    2. Preparar los medios osteogénicos complementando los medios de expansión (DMEM + 10% FBS +2.5 μg/mL anfotericina, 100 U/mL penicilina-estreptomicina y 25 μg/mL ciprofloxacino) con 25 mM D(+)-glucosa, 10 nM dexametasona, 10 mM β-glicerofosfato, 50 μg/mL 2-Fosfo-L-sal trisódica de ácido ascórbico y 10 nM vitamina D3.
      NOTA: Las células cultivadas en medios de expansión suplementados con 25 mM D (+) de glucosa se consideran controles no inducidos.
    3. Cambie los medios osteogénicos cada 3 días durante 14 días o 28 días. Al final de 14 días, medir el grado de osteogénesis mediante la tinción de fosfatasa alcalina (ALP).
      NOTA: Para preparar el sustrato para la tinción de ALP, disuelva una tableta de 5-Bromo-4-cloro-3-indolil fosfato (BCIP)/nitroazul tetrazolio (NBT) en 10 ml de agua destilada en un tubo de centrífuga de 15 ml. Deje que la tableta se disuelva completamente. La solución de sustrato está lista para usar. Dado que la solución de sustrato no se puede almacenar durante más tiempo, según la necesidad, parta la tableta por la mitad y disuélvala en 5 ml de agua destilada. Para preparar el tampón de permeabilización, agregue el tampón Tris (100 mM) y el cloruro de magnesio (5 mM) al agua destilada. Añadir Triton X100 (0,1%) a la solución y dejar que se disuelva. Ajuste el pH de la solución a 9.25-9.75.
    4. Para la tinción de ALP, después de 14 días de inducción, retire los medios y lave las células con PBS. Fijar las celdas usando NBF (4%) durante 1 min. Lave las celdas con PBS y penetre usando el tampón de lisis preparado durante 2-3 min.
    5. Añadir 500 μL de la solución de sustrato preparada a las células y dejar incubar durante 15 min a 1 h, dependiendo del nivel de expresión. Compruebe el desarrollo del color púrpura / azul en el medio.
    6. Retire la solución de sustrato y lave con agua destilada. Imagen de las células teñidas usando un microscopio invertido.
    7. Al final de 28 días, medir el grado de calcificación después de la inducción osteogénica mediante tinción de Alizarin Red-S.
      NOTA: Para preparar la solución de tinción Alizarin Red-S (40 mM), disuelva 2 g de Alizarin Red-S en 100 ml de agua destilada y ajuste el pH a 4.1-4.3 con HCl o NH4OH. Filtrar la solución a través de una membrana de 0,22 μm y almacenar a 4 °C en la oscuridad. El pH de la solución es importante; por lo tanto, se recomienda hacer una solución nueva o volver a medir el pH de la solución si tiene más de 1 mes de edad.
    8. Para la tinción de Alizarin Red-S, después de 28 días de inducción, retire el medio y lave las células 1 veces con PBS frío. Fijar las células con etanol al 70% durante 1 h a 4 °C.
    9. Retire el fijador y lave las células 2 veces con agua destilada. Retire el agua por completo y agregue 1 ml de solución de Alizarin Red-S a cada pocillo.
    10. Incubar las células con la solución durante 1 h en RT y obtener imágenes de las células con un microscopio invertido.

Resultados

Aislamiento de IFP-MSCs de la articulación femorotibial de cabra
Los pasos involucrados en el aislamiento de IFP-MSC de la articulación sofocante de una cabra se representan en la Figura 1. La almohadilla de grasa presente en la superficie interna no articulada de la rótula se eliminó, se picó y se digirió enzimáticamente. Los IFP-MSCs fueron aislados con éxito y cultivados in vitro (Figura 2A).

Discusión

En el presente protocolo, se ha proporcionado un método simple, confiable y reproducible para el aislamiento de MSC de IFP de cabra. Las células aisladas utilizando este método se han utilizado con éxito en nuestros estudios previos para la regeneración de tejidos in vitro. Se observó que las células aisladas eran proliferativas, respondían a diversos factores de crecimiento y conservaban su actividad biológica cuando se sembraban en fibras electrohiladas y andamios25,26

Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen ningún conflicto de intereses.

Agradecimientos

SH agradece el apoyo de la beca postdoctoral del Instituto de IIT Kanpur y la subvención SYST de DST (División SEED) (SP/YO/618/2018). AM reconoce al Instituto Indio de Tecnología-Kanpur (IIT-Kanpur) por una beca del Instituto. DSK reconoce a Gireesh Jankinath Chair Professorship y Department of Biotechnology, India, por su financiación (BT/PR22445/MED/32/571/2016). AM, SH y DSK agradecen al Centro Familiar Mehta de Ingeniería en Medicina en IIT-Kanpur por su generoso apoyo.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
β-glycerophosphateSigma-AldrichG9422-10G10 mM
0.25% Trypsin- 0.02% EDTAHi-MediaTCL049
15-mL centrifuge tubeCorning
2-Phospho-L-ascorbic acid trisodium saltSigma49752-10G50 µg/mL
2-PropanolSigma-AldrichI9516
4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES)HiMediaTCL021-50ml10 mM
50-mL centrifuge tubeCorning
Alcian BlueHi-MediaRM471For sufated gycosaminoglycans staining
Alizarin Red SS D Fine-Chem Limited26048-25GFor calcium deposition
Amphotericin BHiMediaA0112.5 µg/mL
Basic fibroblast growth factor (bFGF)Sino Biologicals10014-HNAE5 ng/mL
BCIP/NBT ALP SubstrateSigmaB5655-5TABFor ALP staining
Biological safety cabinet
BSAHiMediaMB-083Long name: Bovine Serum Albumin (1.25 mg/mL )
Cell strainerHiMediaTCP-18270 µm
CentrifugeREMI
CiprofloxacinRANBAXY LAB. LimitedB17407T12.5 µg/mL
Crystal VioletS D Fine-Chem Limited42555
D(+)-glucoseMerck1.94925.052125 mM
DexamethasoneSigma-AldrichD29151 µM
DMEM LGSIGMAD5523Long name: Dulbecco’s Modified Eagle’s Media Low Glucose
EthanolMerck100983
FBSGibco10270Long name: Fetal Bovine Serum
Formaldehyde solution 37%-41%Merck61780805001730
IndomethacinSigma-AldrichI7378100 µM
InsulinSigma-AldrichI927810 µg/mL
Inverted microscopeNikon Eclipse TS 100
ITS + 1Sigma-AldrichI2521-5mLLong name: insulin, transferrin, sodium selenite + linoleic-BSA
L-ProlineHiMediaTO-109-25G1 mM
Magnesium chlorideMerck61751605001730For lysis buffer
MethanolMeck1.07018.2521
Micropipettes and sterile tips (20 µL, 200 µL, 1000 µL)Thermoscientific
MUSE Cell analyserMerck MilliporeFor cell counting
OCT compoundTissue-Tek4583Long name: Optimal Cutting Temperature
Oil Red O dyeS D Fine-Chem Limited54304For lipid vacuole staining
Penicillin-StreptomycinHiMediaA007100 U/mL
Petri dishes (150 mm and 90 mm)NEST
Safranin OS D Fine-Chem Limited50240For sufated gycosaminoglycans staining
Sodium citrateSigma-AldrichC34343.4 % (w/v)
Sterile scissors, forceps and scalpelsFor isolation of IFP-MSC
SucroseMerck1.94953.052135 % (w/v)
TGF-β1Sino BiologicalsLong name: Transforming growth factor- β1 (10 ng/mL)
Tissue culture incubator 37 °C, 5% CO2Thermoscientific
Tris bufferMerck61771405001730For lysis buffer
Triton X100S D Fine-Chem Limited40632For lysis buffer
Type II collagenaseGibco171010151.5 mg/mL
Vitamin D3SigmaC9756-1G10 nM
Well plates (6 -WP and 24-WP)NEST

Referencias

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