Legatura parziale del nervo sciatico: un modello murino di dolore neuropatico cronico per studiare l'effetto antinocicettivo di nuove terapie

Riepilogo

La legatura parziale del nervo sciatico induce dolore neuropatico cronico di lunga durata, caratterizzato da risposte esagerate agli stimoli termici e meccanici. Questo modello murino di dolore neuropatico è comunemente usato per studiare terapie innovative per la gestione del dolore. Questo articolo descrive in dettaglio la procedura chirurgica per migliorare la standardizzazione e la riproducibilità.

Abstract

La gestione del dolore cronico rimane impegnativa fino ad oggi e i trattamenti attuali sono associati a effetti avversi, tra cui tolleranza e dipendenza. Il dolore neuropatico cronico deriva da lesioni o malattie nel sistema somatosensoriale. Per studiare potenziali terapie con effetti collaterali ridotti, i modelli di dolore animale sono il gold standard negli studi preclinici. Pertanto, modelli ben caratterizzati e ben descritti sono cruciali per lo sviluppo e la convalida di terapie innovative.

La legatura parziale del nervo sciatico (pSNL) è una procedura che induce dolore neuropatico cronico nei topi, caratterizzata da ipersensibilità meccanica e termica, dolore continuo e cambiamenti nella temperatura degli arti, rendendo questo modello perfetto per studiare il dolore neuropatico in modo preclinico. pSNL è un modello vantaggioso per studiare il dolore neuropatico in quanto riproduce molti sintomi osservati negli esseri umani con dolore neuropatico. Inoltre, la procedura chirurgica è relativamente veloce e semplice da eseguire. Il pSNL unilaterale di un arto consente il confronto tra le zampe omolaterali e controlaterali, nonché la valutazione della sensibilizzazione centrale.

Per indurre ipersensibilità neuropatica cronica, viene utilizzato un filo di nylon 9-0 non assorbibile per legare il terzo dorsale del nervo sciatico. Questo articolo descrive la procedura chirurgica e caratterizza lo sviluppo del dolore neuropatico cronico attraverso più test comportamentali comunemente usati. Poiché una pletora di terapie innovative sono ora in fase di studio per il trattamento del dolore cronico, questo articolo fornisce concetti cruciali per la standardizzazione e una descrizione accurata degli interventi chirurgici necessari per indurre dolore neuropatico.

Introduzione

Il dolore cronico è un problema sanitario significativo in tutto il mondo ed è uno dei problemi di salute più costosi negli Stati Uniti. Il dolore cronico è meglio gestito quando entrambe le modalità farmacologiche e non farmacologiche sono utilizzate in modo multidisciplinare¹. La gestione del dolore cronico è impegnativa e, in alcuni casi, non tratta adeguatamente il dolore². Pertanto, sono necessari metodi nuovi e complementari per migliorare la gestione del dolore cronico e i modelli animali sono cruciali per studiare terapie innovative.

Il dolore neuropatico cronico deriva da lesioni o malattie nel sistema somatosensoriale, tra cui diabete, infezioni, compressioni nervose o malattie autoimmuni³. Il dolore neuropatico si basa sia sui meccanismi di sensibilizzazione periferica che centrale e ha origine da una lesione dei nervi. Questo dolore può essere caratterizzato da iperalgesia e allodinia evocate sia dal tatto che da quelle termiche, dolore continuo e cambiamenti nella temperatura dell'arto interessato⁴. Per comprendere meglio i meccanismi e far avanzare nuovi trattamenti, sono stati sviluppati diversi modelli nei roditori per imitare i sintomi e le cause del dolore neuropatico⁵. Ad esempio, il dolore neuropatico può essere indotto con iniezioni di agenti chemioterapici, legatura del nervo spinale (SNL), lesione cronica da costrizione (CCI) del nervo sciatico, pSNL, lesione nervosa risparmiata, transezione del nervo sciatico e trisezione del nervo sciatico⁶. In particolare, la legatura del nervo sciatico riproduce molteplici caratteristiche del dolore neuropatico osservate nell'uomo, come l'ipersensibilità meccanica e termica o i cambiamenti di temperatura dell'arto interessato, caratteristici della sindrome dolorosa regionale complessa (CRPS)⁷. Pertanto, questo modello è adatto per lo studio della CRPS o di qualsiasi altra affezione di lesioni nervose che inducono dolore neuropatico cronico. Il modello è stato sviluppato per la prima volta da Seltzer nel 1990⁸ ed è ampiamente utilizzato negli studi sul dolore per studiare nuovi composti analgesici o valutare gli effetti cognitivi del dolore cronico 9,10,11,12,13. Il modello presenta un'elevata riproducibilità e la legatura parziale preserva le risposte comportamentali agli stimoli periferici⁶.

Molti dei modelli attualmente utilizzati presentano carenze non osservate in pSNL. Il modello CCI ha una variabilità molto più elevata di lesioni tra ciascun animale a seconda dell'aderenza del costrittore e l'autotomia altera le dita della zampa posteriore rendendo il modello inadatto all'analisi comportamentale⁶. Il modello SNL è un intervento chirurgico molto più complicato e più lungo che non solo richiede competenze tecniche avanzate, ma comporta anche un alto rischio di gravi deficit motori³. Queste carenze non sono viste nel modello pSNL. La facilità di riproducibilità, la breve durata dell'intervento chirurgico e il ridotto rischio di deficit motori osservati postoperatoriamente rendono questo modello prezioso per lo studio del dolore neuropatico periferico ^8,14. Tuttavia, la stessa procedura di legatura parziale può avere variabilità tra gli sperimentatori, con conseguente minore coerenza nel numero di fibre nervose legate. Pertanto, presentare i dettagli dell'intervento chirurgico è fondamentale per aumentare la riproducibilità tra gli studi.

Per indurre la neuropatia cronica, viene utilizzata una sutura di nylon non assorbibile 9-0 per ligare un terzo della larghezza del nervo sciatico. Dopo l'intervento chirurgico, le risposte agli stimoli termici e meccanici sono esagerate, iniziando al giorno 1 postoperatorio e durando più di 50 giorni⁸. Qui, sia le sensibilità termiche che meccaniche sono state valutate per 28 giorni utilizzando i test del filamento di Hargreaves, della piastra calda e di von Frey. Tutti i test comportamentali hanno dimostrato la coerenza dell'ipersensibilità di lunga durata. Questo modello ha dimostrato di avere effetti dose-dipendenti sia della morfina che dell'ibuprofene, confermando che è adatto per studi preclinici sul dolore. In particolare, questo articolo descrive le istruzioni per uno strumento di vetro fatto a mano unico, indicato come "gancio di vetro nervoso". Questo strumento viene utilizzato al posto del forcipe per manipolare il nervo e prevenire ulteriori lesioni nervose non intenzionali durante l'intervento chirurgico.

Protocollo

Tutte le procedure sono state approvate dall'Institutional Animal Care and Use Committee dell'Università dell'Arizona e sono conformi alle linee guida per l'uso di animali da laboratorio del National Institutes of Health (pubblicazione NIH n. 80-23, 1966). I topi adulti C57Bl6/J privi di agenti patogeni (peso al test: 22-28 g) sono stati alloggiati in gabbie standard per topi vivarium (cinque topi per gabbia) in stanze climatizzate con un ciclo luce/buio di 12 ore e hanno avuto accesso a cibo e acqua ad libitum. Tutti gli esperimenti comportamentali sono stati condotti da sperimentatori ciechi alle condizioni di trattamento.

1. Baseline: la misura della sensibilità meccanica

1. All'arrivo dei topi, consentire loro di abituarsi alla struttura per animali per 1 settimana. Quindi, abituare gli animali alla manipolazione sperimentale per ≥7 giorni successivi.
2. Abituare i topi all'apparecchiatura di prova di von Frey per 1 ora prima del test mettendoli in scatole di plexiglas trasparenti, su una rete metallica, nella stessa stanza della sala di prova, preferibilmente con lo sperimentatore presente nella stanza durante l'assuefazione.
3. Stabilire la soglia di prelievo della zampa basale tramite il metodo "up-and-down" utilizzando filamenti di von Frey descritti nella Tabella supplementare S1, a partire dal filamento di 3,61 (3,9 mN).
   1. Misurare la risposta di ritiro al sondaggio della zampa posteriore medio-plantare con una serie di monofilamenti fini calibrati (von Frey). Applicare ciascun filamento perpendicolarmente una volta sulla superficie plantare della zampa posteriore omolaterale pSNL degli animali tenuti in gabbie di rete metallica sospese. Valutare la sensibilità meccanica utilizzando il metodo "up-and-down"¹⁵: determinare la soglia di prelievo aumentando o diminuendo sequenzialmente la forza dello stimolo, corrispondente alla dimensione del filamento. Applicare sequenzialmente ogni filamento una volta.
      NOTA: Lo sperimentatore deve evitare di stimolare uno qualsiasi dei cuscinetti per ottenere risultati coerenti tra gli animali.
   2. Ad esempio, se l'animale non risponde al filamento 3,61, utilizzare il filamento 4,08 più spesso (9,8 mN) (una risposta è notata visivamente come ritiro, scuotimento o leccatura della zampa interessata); se l'animale ha risposto la prima volta, utilizzare il filamento più sottile da 3,22 (1,6 mN). Continuare a utilizzare filamenti sempre più spessi o in diminuzione a seconda che l'animale abbia avuto risposte successive positive o negative, rispettivamente. Segnalare le risposte negative e positive nella scheda tecnica presentata nella tabella supplementare S1. Prova la stessa zampa 4x con filamenti diversi dopo la prima risposta positiva.

2. Baseline: la misura della sensibilità termica utilizzando il test di Hargreaves

1. All'arrivo dei topi, consentire loro di abituarsi alla struttura per animali per 1 settimana. Quindi, abituare gli animali alla manipolazione sperimentale per ≥7 giorni successivi.
2. Abituare i topi all'apparecchiatura di prova Hargreaves per 1 ora prima del test mettendoli in scatole di plexiglas trasparenti, nella stessa stanza della sala di prova, preferibilmente con lo sperimentatore presente nella stanza durante l'assuefazione.
   NOTA: Il test di Hargreaves richiede che l'animale rimanga fermo per alcuni secondi. Con i topi, l'assuefazione è la chiave per un esperimento di successo. Pertanto, se i topi rimangono molto attivi dopo 1 ora di assuefazione, consentire loro di acclimatarsi più a lungo secondo necessità.
   1. Determinare le latenze di prelievo della zampa come descritto da Hargreaves et ^al.16. Acclimatare i topi all'interno di involucri in plexiglas su una lastra di plexiglass trasparente.
   2. Focalizzare una fonte di calore radiante (lampada del proiettore ad alta intensità) sulla superficie plantare della zampa posteriore omolaterale al pSNL. Regolare l'intensità della fonte di calore per ottenere una latenza di prelievo della zampa di circa 10 s. Quindi, mantieni costante l'intensità per il resto dell'esperimento.
   3. Attendi che un rilevatore di movimento fermi automaticamente lo stimolo e il timer quando la zampa viene ritirata. Utilizzare un cutoff massimo di 33,5 s per prevenire danni ai tessuti.
      NOTA: Il cut-off è determinato sulla base di esperimenti e articoli precedenti per evitare ulteriori danni alla pelle^11,17,18. Con l'intensità utilizzata in questo studio, 33,5 è il cut-off, corrispondente a un'intensità di stimolo di 30 (50 W) utilizzando l'apparato di Hargreaves. Il comportamento osservato è un comportamento riflesso, non volontario.
   4. Stabilire le latenze di prelievo della zampa basale utilizzando l'apparato di Hargreaves e mirando alla superficie plantare della zampa posteriore omolaterale pSNL. Inizia la stimolazione termica e registra la latenza di prelievo. Per evitare di influenzare la temperatura dello stimolo termico, pulire l'urina durante le prove.

3. Baseline: la misura della sensibilità termica utilizzando il test della piastra calda

1. Abituare gli animali alla sala prove per 1 ora prima del test.
   NOTA: Poiché la temperatura ambiente è importante e può influenzare le risposte al test della piastra calda, assicurarsi che la temperatura della stanza sia costantemente intorno ai 22 °C durante il periodo di assuefazione e durante il periodo di prova.
2. Impostare la piastra riscaldante a 52 °C, poiché è stato dimostrato che questa temperatura suscita idealmente una risposta termica avversiva¹⁹.
3. Posizionare l'animale nella camera di prova e avviare un cronometro.
4. Osservare i comportamenti nocifensivi (ad esempio, ritiro della zampa, leccare, scuotere). Poiché la chirurgia pSNL colpisce l'arto posteriore, ignorare qualsiasi comportamento osservato negli arti anteriori (in particolare leccare gli arti anteriori).
5. Arrestare il cronometro non appena si osserva un comportamento nocifensivo.
6. Rimuovere l'animale dalla camera e registrare la latenza a questo comportamento.
   NOTA: Rimuovere gli animali dalla camera dopo un massimo di 30 secondi per evitare danni ai tessuti. Inoltre, è importante notare che il comportamento osservato è un comportamento riflesso, non volontario.
7. Pulire la camera di prova con etanolo al 70% tra gli animali per ridurre l'impatto comportamentale degli odori. Per evitare di influenzare la temperatura dello stimolo termico, pulire l'apparato di qualsiasi urina tra ogni animale testato.
8. Per confermare i risultati, registrare video degli animali nella camera della piastra calda durante i test per la revisione dopo che gli animali sono stati testati.
   NOTA: utilizzando la revisione video per quantificare le latenze, lo sperimentatore può osservare ripetutamente il test e analizzare da vicino i comportamenti nocifensivi che potrebbero non essere stati rilevati durante l'osservazione in tempo reale.

4. Preparazione preoperatoria

NOTA: Assicurarsi che siano disponibili gabbie pulite per il recupero dei topi dopo l'intervento chirurgico. Pulire l'area chirurgica con etanolo al 70%, disinfettare le mani con etanolo al 70%, utilizzare guanti sterili, indossare dispositivi di protezione individuale (DPI) adeguati (camice da laboratorio, retina per capelli, copriscarpe) e praticare tecniche sterili durante l'intervento chirurgico.

1. Preparare gli strumenti (Figura supplementare S1) e le risorse aggiuntive (garze) da utilizzare in chirurgia mediante autoclave preventiva.
2. Indurre l'anestesia utilizzando isoflurano volatile e regolare secondo necessità per mantenere un piano chirurgico. Assicurarsi che l'ossigeno sia a una portata appropriata.
3. Per assicurarsi che l'animale sia anestetizzato, pizzicare le dita dei piedi su una zampa posteriore con una pinzetta per garantire l'assenza di riflesso della zampa e controllare il riflesso del battito delle palpebre corneale prima di applicare un unguento oftalmico lubrificante.
   NOTA: Gli analgesici non possono essere offerti in questo studio in quanto possono alterare il percorso del dolore destinato ad essere analizzato o addirittura neutralizzare e invalidare il comportamento misurato in conformità con gli obiettivi di ricerca sul dolore^20,21,22.
4. Dopo aver scelto su quale lato eseguire l'intervento chirurgico (qui è dimostrato a sinistra), radere la zampa posteriore dell'animale intorno alla regione della coscia, inferiormente verso la rotula, superiormente verso l'anca e sopra il femore. Pulire 3 volte con clorexidina in una direzione con tre garze separate, alternate a soluzione salina sterile calda.
   NOTA: Andando avanti, assicurati che ogni animale abbia l'intervento chirurgico eseguito sullo stesso lato per mantenere la coerenza.
5. Far scivolare la gamba attraverso una fessura realizzata in un drappo sterile di 10 cm x 10 cm per creare un campo sterile attorno alla gamba scelta.

5. Procedura chirurgica

1. Utilizzando sottili forbici chirurgiche (Figura supplementare S1F), effettuare un piccolo taglio di 2 mm della pelle nella linea mediana dell'aspetto laterale della coscia. Far scorrere le forbici sotto la pelle con un movimento circolare per sfondare la fascia e creare uno spazio, allargando lo spazio dell'incisione.
2. Utilizzando una pinza da legatura (figura supplementare S1H), creare un'incisione affilata verticalmente con un angolo di 90 ° nei muscoli della coscia, profonda 1 cm.
3. Inserire le piccole forbici sottili (Figura supplementare S1G) nella stessa incisione, anch'esse con un angolo di 90°, e aprirle delicatamente per separare i muscoli. Continuare a farlo fino a quando il nervo sciatico viene visualizzato.
4. Individua il nervo sciatico, che può apparire lucido e sottile, correndo parallelo alla coscia verticale, nella direzione dell'anca al ginocchio. Rimuovere le forbici e le pinze di legatura dal corpo prima di procedere.
5. Utilizzare la pinza extra fine (Figura supplementare S1D) e il gancio di vetro nervosa (Figura supplementare S1E) per isolare il nervo da sotto. Liberare con cura il nervo dai tessuti connettivi circostanti in un sito vicino al trocantere del femore, che è più vicino all'anca e più lontano dal ginocchio.
6. Lasciare che il nervo si appoggi sull'asta di vetro e assicurarsi che l'estremità dell'asta impedisca al nervo di rotolare.
7. Posizionare un nodo chirurgico per legare 1/3 della larghezza del nervo sciatico usando una sutura di nylon 9-0, prima di dividersi nei rami nervosi peroneali, tibiali e surali comuni³.
   NOTA: La ramificazione si verifica quando il nervo sciatico scorre lungo il ginocchio, lontano dall'anca. Poiché questi tre rami del nervo hanno tre diverse innervazioni, è imperativo posizionare il nodo chirurgico prima della ramificazione per garantire gli stessi deficit nervosi in tutti gli interventi chirurgici sugli animali.
8. Fare attenzione a tenere i fili vicino al nodo quando si tirano i fili stretti, in modo da non tirare il nervo con forza eccessiva per evitare di far scivolare il nervo dall'asta di vetro ed evitare ulteriori lesioni da stiramento.
9. Far scivolare con attenzione il nervo dall'asta di vetro una volta completato il nodo e rimetterlo nella posizione originale al livello sotto i muscoli separati.
10. Suturare l'incisione muscolare utilizzando una sutura poliglicolica 5-0 assorbibile. Separatamente, suturare la pelle utilizzando una sutura in polipropilene 6-0 non assorbibile.
11. Registrare il tempo di arresto dell'intervento chirurgico e dell'anestesia. Lasciare che il topo si svegli, da solo in una gabbia di recupero, prima di riportarlo in una nuova gabbia pulita.
    NOTA: Durante l'intervento, pizzicare le dita dei piedi dell'animale per confermare l'adeguato mantenimento dell'anestesia e monitorare la sua respirazione e perfusione corporea (rosso, rosa, pallido). Se la respirazione è significativamente ridotta o l'animale appare pallido, considerare di ridurre il flusso di anestesia o aumentare il flusso di ossigeno e avere una siringa piena di soluzione salina pronta da iniettare per via sottocutanea per reidratare l'animale. In ogni momento, l'animale dovrebbe avere una fonte di calore posta sotto di essa per mantenere il calore del corpo.

6. Procedura di chirurgia fittizia per animali di controllo

1. Seguire i passaggi 5.1-5.11 della procedura chirurgica; Escludere i passaggi 5.4-5.9.

7. Test comportamentali post-chirurgici

NOTA: Assicurarsi che lo sperimentatore sia cieco a qualsiasi trattamento. Il dolore neuropatico cronico si svilupperà in 2 settimane dopo l'intervento chirurgico, dopo di che i test comportamentali possono essere condotti dopo la somministrazione di composti di interesse.

1. Utilizzare il test von Frey, Hargreaves o hot plate per valutare sia l'ipersensibilità termica che meccanica e la sua potenziale inversione.
2. Rimuovere qualsiasi animale dallo studio se soddisfa i criteri endpoint descritti dal comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali.
3. Eutanasia degli animali seguendo le procedure descritte dal comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali al termine dei test comportamentali.

8. Analisi dei dati

1. von Frey:
   1. Analizzare i dati utilizzando il metodo non parametrico di Dixon, come descritto da Chaplan e colleghi²³, ed esprimere i dati come soglia media di prelievo.
      1. Nella pagina principale del software di riferimento (vedere Tabella dei materiali), selezionare tutti i filamenti utilizzati per lo studio (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 e 4.56). Nel pannello del gruppo , selezionare il filamento corrispondente all'ultima simulazione. Nella casella vuota , segnalare le risposte positive (X) e negative (o). Annotare le soglie riportate nella casella a sinistra del modello di risposte osservato.
         NOTA: Un esempio di modello e quantificazione è presentato nella figura supplementare S2.
2. Arciccioli e piastra calda:
   1. Segnala le latenze in un foglio di calcolo per ulteriori analisi statistiche.
   2. Tracciare i risultati come media delle sensibilità (soglie o latenze) in funzione del tempo.

9. Istruzioni su come realizzare il gancio di vetro nervoso

NOTA: Praticare la sicurezza antincendio durante tutto questo processo. Indossare una protezione adeguata, come guanti o occhiali resistenti al calore, se necessario.

1. Accendi il bruciatore Bunsen.
2. Tenere un'estremità dell'asta di vetro (A) al fuoco in una mano. Mentre questa bacchetta di vetro si scioglie, usa un'altra bacchetta di vetro (B) nell'altra mano per guidare e tirare il vetro di fusione sull'asta A. Rimuovere l'asta di vetro A dal fuoco e lasciare che l'estremità della parte fusa rotoli naturalmente verso l'interno per formare una piccola forma a sfera. Usa l'asta di vetro B per guidare questa forma.

Risultati

Il dolore neuropatico cronico è stato indotto attraverso la legatura parziale del nervo sciatico dei topi maschi C57Bl6/J (Figura 1A). La sensibilità meccanica è stata valutata utilizzando i filamenti di von Frey e il metodo "up-and-down". La sensibilità termica al calore è stata valutata utilizzando i test Hargreaves e hot plate. Tutti i dati sono stati analizzati con una ripetuta misura ANOVA bidirezionale con correzione Geisser-Greenhouse, per confrontare l'effetto della chirurgia pS...

Discussione

Il trattamento del dolore cronico richiede spesso farmaci a lungo termine, rendendo difficile la gestione del dolore. Pertanto, i modelli preclinici sono uno strumento essenziale per valutare i potenziali benefici di terapie innovative basate su approcci farmacologici o non farmacologici. I numerosi modelli di dolore neuropatico cronico comportano sfide a causa della maggiore variabilità delle tecniche chirurgiche tra i diversi ricercatori, portando a una ridotta riproducibilità. Pertanto, è essenziale caratterizzare ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
5/0, FS-2, 30" Undyed PGA Braided Polyglycolic Acid Synthetic Absorbable Suture	CP Medical	421A	https://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0, P-1, 18" Blue Polypropylene Monofilament Non-Absorbable Suture	CP Medical	8697P	https://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/
9/0 (0.3 metric) Nylon Black Monofilament Suture	Crestpoint Ophthalmics	MANI 1407	https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software	National Instruments, LabView 2015		Quantification of mean withdrawal thresholds (Von Frey data)
C57Bl6/J mice	The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME	000664	https://www.jax.org/strain/000664
Castroviejo needle holder	Fine Science Tools	12565-14	https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14
Cold Hot Plate Test	Bioseb	BIO-CHP	https://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
Elevated metal mesh stand for Von Frey	Bioseb	BIO-STD2-EVF	https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
Extra fine Graefe forceps	Fine Science Tools	11152-10	https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
Fine Castroviejo needle holder	Simovision/Geuder	17565	https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
Fine scissors (11.5 cm)	Fine Science Tools	14558-11	https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
Fine scissors (9 cm)	Fine Science Tools	14558-09	https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09
Iris forceps	Fine Science Tools	11064-07	https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Micro Adson forceps	Fine Science Tools	392487	https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
Modular holder cages for rats and mice	Bioseb	BIO-PVF	https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Moretti/Effetre #240 Light Cobalt Blue glass rods 4 mm	Ebay	N/A	https://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS w9CtfnIVJ&amdata=enc %3AAQAHAAAAwCoqvgWRo NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL k81J1AFu%2Fkcbsk6pxYtJi6 digE5TL9SzlgMzYUMNDr%2B dku2%2B%2FEvB1qXqFmebE 020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0 9xfWYvIzBYQYh6FRWyUJngC uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P 34xFk5xaNC5ib65M1%2Fr%2F 4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0 AGBoBaIr%2BbJw1VnlMjGuc9dtx 4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q %3D%3D%7Ctkp%3ABk9SR4q6- 6LfYA
Plantar Test for Thermal Stimulation - Hargreaves Apparatus	Ugo Basile	37570	https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation
Touch-Test Sensory Evaluators, Set of 20 Monofilaments	North Coast Medical	NC12775-99	https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
Tying forceps	Duckworth & Kent	2-504ER8	https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/