Bir Model Olarak Koku Sistemi Akson Büyüme Modelleri ve Morfoloji Eğitim için<em&gt; In Vivo</em

Özet

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Özet

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

Giriş

The lifelong turnover of sensory neurons distinguishes the olfactory system from many other sensory and neuronal systems^1,2. Newly formed sensory neurons are continuously generated in the basal portion of the olfactory epithelium³ and extend their axons into the olfactory bulb, the first relay station of the olfactory system⁴. However, the cellular and molecular mechanisms controlling the formation and maintenance of the olfactory map are far from being fully understood^4,5.

Here, we describe a protocol for labeling sensory neurons of the olfactory organ of larval X. laevis by in vivo electroporation of fluorophore-coupled dextrans. The presented protocol allows visualization of axonal morphology and connectivity, track axonal development over time and study mechanisms regulating axonal wiring and guidance.

Electroporation is a well established method to introduce charged macromolecules, like dextran-coupled dyes and DNA, into cells^6,7. The cell membrane is permeabilized by application of short voltage pulses and the molecules are electrophoretically delivered into the cytosol⁸. Spatially restricted electroporation using a micropipette permits selective labeling of cells including neurons and has been applied in various neuronal systems including the visual system of X. laevis^9,10.

We show how the electroporated animals can be used to study axonal growth patterns and morphology in living animals using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. The described procedure allows identifying the coarse topology of axonal projections of sensory neurons of the main and accessory olfactory system^11,12. Using in vivo time lapse imaging, it is also suitable to supervise the glomerular connections of single mature sensory neurons, and to monitor the evolution of the axonal projection patterns of immature sensory neurons¹². The described protocol can be applied to investigate the structure and formation of olfactory circuits in the intact animal and can be adapted to other cell types within the olfactory and other neuronal systems.

Protokol

NOT: Hayvan Deneyleri Etik için Göttingen Üniversitesi Komite tarafından onaylanmış Hayvan taşıma ve deneyler yapıldı.

Göstergeler ve Pipet Fabrikasyon 1. Hazırlık

1. Elektroporasyon kurulum büyük çalışma mesafesi ile stereomicroscope oluşur ve kullanılan boya için floresan aydınlatma ve filtre setleri ile donatılmış olduğundan emin olun.
2. Elektroporasyon için özel tek bir hücre elektrogözenekleme veya bir osiloskop bağlı bir genel kare darbe jeneratörü kullanabilirsiniz. Bir pipet tutucu ve bir banyo elektrot için Electroporator çıkışlarını bağlayın. Mikropipet tutucu ve banyo elektrot negatif terminaline darbe üretecinin pozitif terminaline bağlayınız. Pipet tutucu ve banyo elektrot hem gümüş klorür ince bir tabaka ile kaplı gümüş telleri içerir emin olun.
3. Tam olarak konumlandırılmasını sağlamak için bir mikromanipülatör pipet tutucu monte edin.
4. İç filament borosilikat cam kılcal damarlardan elektroporasyon Mikropipetler Üretiyor.
5. Yatay bir mikropipet çekme aleti kullanarak ve Bestman ve ^{diğ., 13} tarafından tarif edildiği gibi bağlantı klemp deneyleri için pipetler üretimi için değiştirilmiş bir protokol uygulanır.
6. Uzun bir sap ve tek hücre elektroporasyon için yaklaşık 15-20 MOhm daha yüksek bir pipet direnç sonuçlanan küçük bir ipucu açılış üretmek için parametreleri uyarlayın. Pipet direnci hücre grubunun etiketlenmesi için, 3-4 Mohm, örneğin, daha düşük olmalıdır.
7. Özel tek hücreli elektroporatörü ile pipet direnci ya doğrudan ölçmek veya tanımlanmış bir gerilim darbesi uygulamasından sonra bir osiloskop ile akım ölçümü sonra Ohm Kanunu ile hesaplayın.

Elektroporasyon Çözüm 2. Hazırlık

1. Kurbağa zil (98 mM NaCI, 2 mM KCI içinde florofor ile eşleştirilen dekstran çözülür, 1 mM _CaCI2, 2 mM MGCl, _2, 3 mM'lik bir konsantrasyonda, 5 mM glukoz, pH 7.8 ayarlanır, 5 mM'lık Na-piruvat, 10 mM HEPES, ozmolarite mOsmol / l, 230 idi). Düşük boya konsantrasyonları kullanıldığında hücreler bu şekilde parlak etiketli olabilir. Bir büyük hacimli stok çözeltisi hazırlayın ve küçük parçalar bölün. Depolama (ay boyunca stabil) onları dondurun.
   NOT: Dekstranlar farklı boyutlarda ve emisyon / uyarma spektrumları çeşitli mevcuttur (. Örneğin, Alexa 488-dekstran 10KD, Alexa 546-dekstran 10KD, Alexa 568-dekstran 10KD, Alexa 594-dekstran 10KD, TMR-dekstran 3kD).
2. Dekstran çözeltisi (1-5 ul) küçük bir hacim ile ince uzun bir pipet ucu ile mikropipet Dolgu. Dikkatle pipet ucundan artık hava kabarcıklarını çıkarmak için parmak ile mikropipet fiske.
3. Pipet tutucu mikropipet monte edin. Pipet içine gümüş tel boya çözeltisi ile temas içinde olduğundan emin olun.

Larva X. 3. Seçim laevis </ Em>

1. X. albino larvaları kullanın deneyler için laevis. Yabani tip hayvanlarda konfokal / multiphoton görüntüleme sırasında otofloresan emisyon göstermektedirler ve bu nedenle tarif edilen deneyler için uygun değildir pigment doldurulmuş melanophores sahiptir.
2. Nieuwkoop ve Faber ¹⁴ sonra premetamorphotic Kurbağa yavrularını Sahne. Deneyler için aşamaları 45-53 ve Kurbağa yavrularını seçin.

Florofor çiftli dekstranlar 4. Elektroporasyon

1. Bir petri çanağı içinde doku küçük bir parça yerleştirilir ve (pH 7'ye ayarlanır Etil 3-aminobenzoat metansülfonat),% 0.02 tricaine ihtiva eden küçük bir su hacmi ile örtün.
2. % 0.02 tricaine içeren su içinde yavrularını anestezisi. Birkaç dakika sonra hayvanlar hareket ateşkes. Kurbağa yavrularını dokunarak uygun anestezi onaylayın. Onlar sigara duyarlı olmalıdır.
3. Dikkatlice doku kapalı petri anestezi gelen, tetra aktarın.
4. Emin banyo Electr olungazel elektroporasyon devresini kapatır. Elektrot ıslak doku ile temas halinde olduğunu temin etmek; tadpole doğrudan temas gerekli değildir.
5. Mikromanipulatör kullanılarak Koku alma organı mikropipet ucu yakın yerleştirin.
6. Pipet ile koku organı çevreleyen cilde nüfuz ve dikkatli ana koku epiteli veya vomeronasal epitel merkezi konumdaki duyusal nöron tabakası içine ucu ilerlemek.
7. Duyu nöronlarının içine boya aktarmak için pozitif kare voltaj darbeleri tetikler. Tek bir gerilim darbe uygulamak (örn., 25 V, darbe uzunluğu 25 msn) veya birden darbelerinin trenler (örn., 50 V, darbe uzunluğu 300 mikro saniye, 200 Hz 400 msn tren süresi).
   Etiketleme uzatmak istenen optimal gerilim darbe parametreleri belirleyin: NOT. Etiketli hücrelerin sayısını düşürmek için gerilim darbe genliği, süresi ve tekrarlama sayısını azaltın. P yüksek gerilim darbe genlik, süresini ve sayısını Uyguladaha yaygın bir etiketleme ulses.
8. Stereomicroscope floresan aydınlatma kullanılarak tetiklenen darbeleri başarılı boya ekstrüzyon ve elektroporasyon gözünüzde canlandırın. Boya başarılı elektroporasyon sonra bir hücre gövdesi ve dendritin içine hızla yayılır.
9. Tekrar tadpole ikinci koku organı için 4,5-4,9 adımları.
10. Geri kazanım taze su ile dolu bir beher içine, tetra aktarın. Ca sonra 5 dk iribaşları anesteziden uyanmak ve normal yüzme hareketleri başlar.
11. 24 saat sonra elektroporasyonlu boya duyu nöronlarında yayılır ve sonunda aksonal taşıma araçları ile koku ampul ulaşır.

Hücreler ve Akson Süreçlerinin İn Vivo Görselleştirme 5. Montaj Hayvanlar

1. % 0.02 tricaine içeren su içinde yavrularını anestezisi.
2. Dikkatle örneğin bir görüntüleme odasının içine Kurbağa yavrularını aktarmak, küçük bir silikon kauçuk bir iribaş ölçekli girinti ile petri kaplı.
3. Parafilmlerin bir şerit içine küçük bir dikdörtgen kesin. Kesik pencere içinden açıkta kalan ön Telencephalon bırakarak Parafilm ile, tetra örtün. Iribaş zarar vermeden yemeğin üzerine iğne ile Parafilm sabitleyin.
4. Iribaş% 0.02 tricaine içeren yeterli su altında olduğundan emin olun.
5. Dik multiphoton mikroskop veya konfokal mikroskop sahnede görüntüleme odasına monte edin.
6. Koku ampul görüntüleri üç boyutlu yığın edinin. Görüntüleme işlemi mümkün olduğu kadar kısa ve 10-15 dk aşmamasına dikkat edin.
7. Ayrı bir tanka normal suya iribaş dönmek ve ışığa maruz kalmasını önlemek. 5 dakika sonra, tetra anestezi uyanır.
8. Tekrar, belirlenen zaman aralıklarında sonra 5,1-5,7 adımları örn., Her gün.

Hücreler ve Akson Süreçlerinin Ex Vivo Görsellik 6. Montaj Hayvanlar

1. Alternatif bölüm 5protokol, etiketli duyusal nöronlar görselleştirmek için bir kesilmiştir beyin hazırlık kullanın.
2. Anestezisi ve omuriliğe geçişte beynin transeksiyonu ile, tetra öldürür. Koku organları, koku sinirleri ve ön Telencephalon içeren bir doku blok tüketim.
3. Kurbağa zil çözüm doku bloğu aktarın ve beynin ventral tarafında ortaya çıkarmak için ince makas ile bağ dokusu kaldırmak.
4. Bir görüntüleme odasına doku bloğu aktarın ve naylon ipliklerle telli bir platin çerçeve ile bunu düzeltmek.
5. Konfokal / multiphoton mikroskop sahnede görüntüleme odasına monte edin.
6. Koku ampul görüntüleri üç boyutlu yığın edinin.

7. Görüntü İşleme ve Veri Değerlendirme

1. Coupé'si, P. ve arkadaşları tarafından tarif edildiği gibi uygun hale getirilmesi ve görüntü kalitesi ve nöronal yapıları görselleştirme artırmak için filtreleme yerel olmayan araçlar uygulanır. ^15..
   NOT: canlı örneklerin derin doku katmanları görüntüleme deneylerinden veriler genellikle gürültülü.
2. Genel bir bakış için görüntü yığınlarının maksimum yoğunluğu projeksiyonları oluşturun.
3. Time-lapse görüntüleme deneyleri duyu nöronlarının tek belirgin olarak teşhis akson için veri setleri ekran.
4. Peng ve arkadaşları tarafından tarif edildiği gibi nöronal işlemin yazılım destekli izleme ile hücre morfolojisi yeniden yapılandırma. ^16.

Sonuçlar

Açıklanan protokol, başarılı bir elektroporasyon ve anestezi X'in koku alma sisteminin duyusal nöronların aksonal süreçleri in vivo görüntüleme uygulanabilir laevis, odaklı lazer-tarama veya multiphoton mikroskobu (Şekil 1) kullanılarak.

Elektroporasyon fluoroforla birleştiğinde dekstranları girmek için ve hızla koku organın hücreleri içinde yayılmasını sağlar. Bu voltaj darbeleri tetikleyen sonra başarılı etiketleme doğrulamak için floresan aydınlatma uygulamak yararlı olacaktır. , Elektroporasyon parametrelerine bağlı olarak örn., Pipet direnci, hücreleri (Şekil 2A, B) ya da koku organın tek hücreler (Şekil 2C) grupları etiketlenir. Etiketli duyu nöronlarının akson koku sinir (Şekil 2B) olarak görülebilir ve aksonal işlemler başarılı Elektroporasyondan sonra, koku ampul de, genellikle 24 saat gözlenebilir(Şekil 3). Duyusal nöronların gruplarının Elektroporasyon koku ampul (Şekil 3A) içindeki kaba kablo desenleri görselleştirme sağlar. Tek hücre elektroporasyon koku ampul (Şekil 3C-E), glomeruler yapılar tek tek aksonal projeksiyon desenler, aksonal dallanma ve bağlantı araştırmak için uygulanabilir.

X Şeffaf albino iribaşları vivo confocal veya anestezi tadpole bozulmamış beyin etiketli duyu nöronlarının multiphoton görüntülenmesinde laevis izni. Aynı etiketli duyu nöron (Şekil 4) in vivo görselleştirme tekrarlanan tarafından aksonal büyüme desen gelişimi birkaç gün / hafta içinde izlenebilir. Koku ampul akson desen önemli ölçüde değişebilir elektroporasyon zaman noktasında duyusal nöronun vadesine bağlı. Olgun nöronlar zaten bir tutam bulunuyor ayrıntılı akson dalları sahipglomerüllere bağlı ed alanları. Olgun nöronların aksonal büyüme paterni oldukça kararlı olduğunu, ancak akson dalları ve glomerüler kümelerinin inceliklerinin uzama (Şekil 4A-E) gözlenebilir. Duyu nöronlar, uzun süreler boyunca in vivo olarak görülebilir, örneğin., Üç haftadan daha uzun (Şekil 4F) elde edilir. Diğer taraftan, olgun olmayan nöron aksonları, bir araya getirilen arborizations sahip olmayan, ilk büyüme sürecinde hala ve henüz nihai glomerüler hedeflerine bağlı değil. Deneysel protokol, olgunlaşma sırasında bu nöronların gelişimini izlemeye olanak sağlar, örneğin., Akson uzama, çatallanma ve bir araya getirilen arborizations (Şekil 4 J-L) oluşturulması. Daha fazla örnek için de Hassenklöver ve Manzini ¹² bkz.

Anestezi X'in koku organı deneysel protokol Şekil 1. şematik genel bakış. (A) ana koku epiteli Duyu nöronları (MEB) veya vomeronasal organı (VNO) laevis larva fluoresan dekstran çözeltisi ile dolu bir cam pipet kullanılarak elektroporasyon yoluyla etiketlenir. Etiketli nöronların aksonları koku sinir (ON) ile takip ve sonunda koku ampul (OB) ulaşır. (B), larva anesteziye tabi tutulmuş ve işaretli sinir art arda belli bir zaman aralığında, bir eş odaklı veya multiphoton mikroskop kullanılarak incelenmiştir edilebilir. (C) işaretli hücrelerin aksonal büyüme kalıpları artan gelişimi hafta gün zaman dönemlerini kapsayan takip edilebilir.

Şekil 2. ElecKoku alma organı duyusal nöronların troporation. düşük dirençli bir pipet (A) Elektroporasyon koku organda birden fazla hücre etiketlenmesi yol açar. Bu temsilci örnekte birden fazla koku reseptörü nöronlar (ORNs, dolu ok başları) ve iki sütunlu şeklindeki destekleyici hücreleri (AVM'ler, yıldız) boyandı. Kesikli çizgiler pipet direncini artırarak, etiketli hücrelerin sayısını sınırlar, koku epiteli (OE). (B) elektroporasyon parametreleri koyan örneğin. Sınırlarını ayırmak. Bu örnekte, tek bir duyu nöronu (dolu ok başları) ve bir bitişik destek hücresi (yıldız) elektroporasyon sonra boyandı. Koku epiteli (açık ok başları) bırakarak tek akson unutmayın. (C) Başarılı tek hücre elektroporasyon bireysel duyusal nöron (dolu ok başı) ve koku epiteli onun bağlı akson (açık ok başları) özel etiketleme yol açar. (D) Tek etiketli akson (açık ok başları) koku ampul içine koku siniri (ON) üzerinden takip edilebilir.

Şekil 3. eksize koku ampul koku alma akson projeksiyonlar görselleştirme. (A) koku ampul duyu nöronlarının aksonal projeksiyonlar kaba topoloji düşük direnç elektroporasyon pipetler kullanılarak görülebilir. Bir koku ampul hemisfer ve ilişkili koku sinir (ON) tasvir edilmektedir. Farklı fluorophoresle bağlanmış dört dekstranları Koku alma organı dört uzak yerlerde elktroporatlandı: Lateral (yeşil), orta (sarı), Moe (kırmızı) ve VNO (turuncu) medial. Bu aksesuar koku ampul (AOB) ve ana koku ampul (MOB) olarak üç ana projeksiyon alanları görselleştirme sağlar. (B) koku ampul yapısı üzerine konmuş tek bir koku duyu nöronlarının Farklı aksonal büyüme modelleri. Tasvir çeşitli larva örneklerden elde edilen çok sayıda tek hücre boyamalar üç boyutlu yeniden inşa birleştirilir. Koku ampul içine çıkıntı ve küresel glomerül (dolu ok başları) püsküllü arborizations / sinaps oluşturan tek bir koku akson (CE) Örnekler. X dikkat ediniz koku aksonlar (dolu ok başları da Hassenklöver ve Manzini ^12), bir, iki veya çoklu glomerül bağlanmadan önce düzenli (açık ok uçları) iki kola ayrılmış laevis.

Tek bir koku nöron akson vivo time-lapse görüntüleme Şekil 4.. (AE)Başarılı tek hücre Elektroporasyondan sonra etiketli akson defalarca koku ampul (OB) olarak görülebilir. Bu örnek, bir hafta boyunca araştırılmıştır bağımsız bir akson göstermektedir. Genel morfolojisi önemli ölçüde değişmez ve iki büyük dallanma noktaları (açık ok başları) tespit edilebilir. Diğer iki glomerüler kümeleri sabit (yıldız) olarak kalır süresi boyunca, tek bir glomerüler elyaf, sürekli bir azalma (dolu ok başı) maruz unutmayın. (FI) Bu temsili bir örneği, uzun süreli gözlemlerin canlılığını gösteren bu spesifik akson araştırılmıştır olarak fazla üç hafta boyunca. Büyüme modelinin belirgin bir değişiklik tespit edilebilir. (JL) büyüme sürecinde olgunlaşmamış duyusal akson bir örnek tasvir edilmiştir. Henüz glomerüllere ve karakteristik glomerüler püskülleri eksik bağlı değil. Aksonal dalları uzatılmış 5 gün sonra, akson birden çok kez, ince arborizations olan çatalkurdu.

Tartışmalar

Burada tarif edilen deney prosedürü, larva X'in koku organı etiketlenmesi duyu nöronları karşılaştırın fluoroforla birleştiğinde Dekstranların ve canlı hayvanın duyusal akson büyüme sonraki görselleştirme elektroporasyon ile laevis. In vivo elektroporasyon parametrelerinin değiştirilmesi ile, bu etiketlenmiş duyusal nöronların sayısını kontrol etmek mümkündür. Bu çok az ya da tek hücrelerin bir duyu epitel, nöron büyük gruplarını etiketlemek için mümkün olmaktadır.

O mikropipet özellikleri ve elektroporasyon bakliyat konusunda özellikle dikkatli olmak önemlidir nöronal etiketleme uzatmak arzu sağlamak. Yükseköğretim pipet dirençleri ve gerilim darbe genlik, süre ve tekrarlama sayısının azaltılması daha yaygın etiketlemeye neden olabilir pipet dirençleri ve yüksek gerilim darbe genliği, süresi ve bakliyat sayısının azaltılması ise, etiketli hücrelerin miktarını azaltabilirsiniz. Thelektroporasyon için floresan dekstranlardan e kullanılması uygulanan ayarlarının uygun olup olmadığını anında görsel geri bildirim sağlar. Dikkatli olun bu genlik, süre ve potansiyel hücre hasarına hatta ölüme ¹⁷ hücre olabilir protokolde verilen değerleri aşması darbelerinin sayısı parametreleri kullanılarak. Mikropipetlerin tıkanmış veya kırık uçlar da başarılı Elektroporasvon sürebiliyor.

X'in Koku alma organı in vivo elektroporasyon postmetamorphotic kurbağaların deri sert ve kolay bir mikropipet ile nüfuz edilemez çünkü laevis larva aşamasında sınırlıdır. Nöron in vivo görüntüleme derin beyin alanlarında ya da kan damarları ile uyarım / emisyon ışık saçılmasıyla engellenmiş edilebilir. Bu sorun, daha büyük bir beyin için daha yüksek bir larva aşamalarında, özellikle belirgin hale gelir ve ince aksonal süreçlerin açıkça tanımlanması daha zor hale gürültülü sinyallere neden olabilir.

Sunulan protokol izinler sınıf tüm hücre yama etiketleme gibi, hayvan diseksiyon etiketleme sırasında hücreler zarar, doku dilimleri hazırlamak veya alternatif yöntemleri için gerekli doku sabitleme olmadan sağlam koku sistemi duyusal nöronlar görselleştirmek için -clamp deneyleri ^18. İn vivo zaman atlamalı görüntüleme ile veya çok az bir sensor nöronlarının etiketleme birleştirirken, bu uzun bir süre boyunca tek bir olgun duyu nöronlarının glomerüler bağlantıları görüntülemek mümkündür. Bu şekilde, bir kaç hafta boyunca olgunlaşmamış duyu nöronlarının akson projeksiyon desen gelişimini izlemek de mümkündür. Bu canlı bir hayvanda tek bir akson büyümesi düzeninin kaydedilerek olanak sağladığı için bu sonuncu seçenek, özellikle ilgi çekicidir. Bu akson rehberlik ve yol bulmanın kontrol hücresel ve moleküler mekanizmaları araştırmak için olasılık açılır. Koku reseptör ifadesi de dahil olmak üzere birçok faktör, çeşitli axon, rehberlik molekülleri ve duyu nöronlarının indüklenen-koku / spontan aktivite duyumsal nöron akson ^4,5 hedef bulma regüle ettiği gösterilmiştir.

Protokolün uygulanması koku duyusal nöronlar ile sınırlı değildir, aynı zamanda, örneğin, diğer hücre tipleri, çalışma için uygulanabilir., Gelişmekte olan beyin ya da koku ampul hücre mitral nörojenik bölgelerin / projenitör hücrelerini. Buna ek olarak gösterilen teknik de etiketli nöron ve / veya bağlı devre ^7,19 ile ilgili işlevsel bilgi almak için zan-geçirgen kalsiyum boyalar kalsiyuma duyarlı dekstranlar ile kombinasyon halinde kullanılabilir ya da enjekte edilebilir. Dekstranlar bağlanmış florofor geniş kullanılabilirliği çoklu bireysel hücreler ya da farklı renklere sahip popülasyonlarının etiketleme izin verir. Ayrıca, flüoresan protein için, örneğin, kodlama için bir DNA çözeltisi, plazmit elektroporasyon için müsait olan ve bundan başka versatili artırabilirty ve tekniğin ⁶ kullanışlılığı. Protokol daha dekstranlar ve DNA ya da yüklü morpholinos birleşik elektroporasyon gen ekspresyonunu ^13,17 işlemek için izin vermek için geliştirilmiş olabilir.

Anlatılan yöntem kesinlikle kompleksi ve omurgalı koku sistemi aksonal rehberlik düzenleyen hala tam olarak anlaşılmış değildir süreçlerini araştırmak için yeni bir araç temsil eder.

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
SZX16	Olympus		Stereomicroscope with fluorescent illumination
Axon Axoporator 800A	Molecular Devices		Single cell electroporator
ELP-01D	npi electronic		Electroporator
MMJ	Märzhäuser Wetzlar		Manual micromanipulator
P-1000	Sutter		Horizontal micropipette puller
G150F-4	Warner Instruments		Glass capillaries for electroporation pipette fabrication; internal filament makes backfilling easier
Alexa 488-dextran 10 kD	Life Technologies	D22910
Alexa 546-dextran 10 kD	Life Technologies	D22911
Alexa 568-dextran 10 kD	Life Technologies	D22912
Alexa 594-dextran 10 kD	Life Technologies	D22913
TMR-dextran 3 kD (micro-Ruby)	Life Technologies	D7162
Microloader pipette tips	Eppendorf	930001007
Tricaine (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate)	Sigma-Aldrich	E10521	Anesthetic; use gloves
A1-MP	Nikon		Multiphoton microscope
LSM 780	Zeiss		Confocal microscope
Imaris	Bitplane		Alternative software for neuronal tracing