JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Geleneksel RT-PCR tekniklerine göre nispeten kısa bir süre boyunca basit aletler kullanarak tilapia balıklarında TiLV tespiti için bir RT-LAMP tayini salıyoruz. Bu protokol, özellikle gelişmekte olan ülkelerde TiLVD'nin salgınının kontrol altına alabiliyor.

Özet

Tilapia lake virus (TiLV) tarafından ortaya çıkan tilapia viral hastalığı olan Tilapia lake virus hastalığı (TiLVD), dünyanın birçok yerinde tilapia'nın kitlesel morbidite ve mortalitelerine yol açan kültür balıkçılığı endüstrisinde kalıcı bir sorundur. Bu nedenle tilv enfeksiyonu için etkili, hızlı ve doğru bir tanı testi ilk enfeksiyonu tespit etmek ve kültür balıkçılığı tarımında hastalığın yayılmasını önlemek için gereklidir. Bu çalışmada balık dokusunda tilapia göl virüsünü saptamak için son derece hassas ve pratik ters transkripsiyon döngü aracılı izotermal amplifikasyon (RT-LAMP) yöntemi sunulmuştur. Enfekte örneklerin RT-qPCR ve RT-LAMP testlerinin karşılaştırılmasında 63 (%100) pozitif sonuç saptandı. ve 51 (%80,95) örnekleri, sırasıyla. Ayrıca, enfekte edilmemiş örneklerin analizi, 63 enfekte olmayan mendilin hem RT-qPCR hem de RT-LAMP tahlilleri için olumsuz sonuçlar verdiğini göstermiştir. Tilapia beş patojenile çapraz reaktivite RT-LAMP kullanılarak değerlendirildi ve tüm testler de negatif sonuçlar gösterdi. Enfekte balıklardan alınan karaciğer ve mukus örnekleri RT-LAMP yöntemi kullanılarak karşılaştırılabilir sonuçlar göstererek, mukusların rt-LAMP'de balık öldürmemek için öldürücü olmayan bir tahkikat olarak kullanılabileceğini düşündürmektedir. Sonuç olarak, sunulan RT-LAMP tahsinin tilapia dokusunda TiLV tespiti için etkili bir yöntem sağladığını göstermiştir. Bu nedenle bu yöntem, TiLV'nin hızlı tanısı için çiftliklerde bir tarama aracı olarak önerilir.

Giriş

Tilapia lake virus disease (TiLVD) tilapia viral bir hastalıktır(Oreochromis spp.) bildirildiğine göre Asya1dahil olmak üzere dünyanın birçok bölgesinde tilapia ölümlerine nedenolan,Dahil Asya 1 ,2,Afrika, ve Amerika. Hastalık ilk olarak 2009 yılında İsrail'de tilapia'nın kitlesel mortalitesi sırasında tanındı ve Kinneret Gölü'ndeki yabani tilapia sayısıyılda257'den 8 tona düştü. Hastalık tilapia göl virüsü neden olur (TiLV), hangi aile Amnoonviridae yeni bir cins Tilapinevirus ve yeni bir tür Tilapia tilapinevirusolarak atanmıştır3. TiLV genetik karakterizasyonu virüs 10 proteinler1,2,,4kodlama 10 segmentleri olan yeni bir zarflı, negatif-sense, tek iplikli RNA virüsü olduğunu gösterdi. Sarotherodoncinsi tilapia çeşitli türler , Oreochromis, ve Tilapine ve diğer sıcak su balıkları (örneğin, dev gourami(Osphronemus goramy)) TiLV duyarlı olduğu gösterilmiştir2,5. Şu anda, bu virüs küresel yayılmaya devam ediyor, muhtemelen enfekte canlı balık hareketi ile6,7, dondurulmuş tilapia veya ürün yoluyla viral iletim riski sınırlı iken8. TiLV enfeksiyonuna bağlı önemli mortalite, tilapia endüstrisi üzerinde önemli ölçüde zararlı bir ekonomik etkiye sahip olabilir. Örneğin, Mısır'da TiLV enfeksiyonu ile ilişkili yaz mortalite sendromunun ekonomik etkisi 100milyon9 ABD Doları olarak hesaplanmıştır. Bu nedenle balık çiftliklerinde bu hastalığın kontrolünü kolaylaştırmak için hızlı ve uygun bir tanı yöntemi geliştirmek önemlidir.

Şimdiye kadar TiLVD tanısı moleküler tahliller, viral izolasyon ve histopatolojiye dayanıyordu. TiLV tanısı için farklı PCR protokolleri ve astarları geliştirilmiştir10,11. Örneğin, bir SYBR yeşil tabanlı ters transkripsiyon kantitatif PCR (RT-qPCR) yöntemi gibi az iki kopya / μL virüsün algılama duyarlılığı ile geliştirilmişve TiLV algılama için doğrulanmıştır10. TiLV tespiti için diğer PCR yöntemleri TaqMan kantitatif PCR11, RT-PCR2, iç içe RT-PCR12, ve yarı iç içe RT-PCR13içerir. Ancak, bu yöntemler, reaksiyonların karmaşıklığı nedeniyle sonuç vermek için gelişmiş laboratuvar ekipmanı ve nispeten uzun süreler gerektirir, bu da onları saha uygulaması için uygun hale getirir.

Döngü aracılı izomal amplifikasyon (LAMP) testi hızlı, basit ve pratik alan uygulaması14,15. Teknik bir iplikçik yer değiştirme reaksiyonu prensibini kullanır, amplifikasyon reaksiyonu gelişmiş ve pahalı termal döngücü14olmadan izotermal koşullar altında çalışır iken,15. Sonuç olarak, güçlendirilmiş LAMP ürünleri veya RT-LAMP ürünleri, DNA veya RNA14'ün güvenli görüntülenmesi için floresan leke li agarose jel elektroforezi kullanılarak merdiven benzeri bantlarda veya bulanıklık veya beyaz çökelti 16,17,18varlığı için çıplak gözle gözlem de analiz edilir.18 Bu nedenlerden dolayı, bu teknik farklı balık patojenlerinin yerinde tespiti için kullanılmıştır17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Bu çalışmanın amacı TiLV tespiti için hızlı, hassas ve doğru bir RT-LAMP testi oluşturmaktır. RT-LAMP tne30 dakika içinde balık örneklerinde TiLV için tarama sunuyor. TiLVD tanı ve gözetimi için teknik uygulanabilir.

Protokol

Hayvan dokusu kullanımını içeren bu deney, Bangkok, Tayland'daki Kasetsart Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmıştır (protokol numarası ACKU61-VET-009).

1. Doku toplama

  1. Aşırı dozda karanfil yağı (yani 3 mL/L'den fazla) kullanarak tilapia balığı namına ötenazi. Triain metansülfonat karanfil yağı alternatif olarak kullanılabilir.
  2. Postmortem tilapia'nın karnını açmak ve yaklaşık 30-50 mg karaciğer dokusu çıkarmak veya mikroskop kapak camı kullanmak için steril mayo makası ve forceps kullanın, balık derisi tabakasını uzunlamasına kazıyarak (anteriordan posterior'a kadar) 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne 100 μL mukus toplayın.
  3. RNA çıkarma adımına hemen devam edin veya toplanan numuneyi deneye kadar −80 °C'de tutun. Bozulmamış RNA DNA'dan daha hassas olduğundan, RNA ekstraksiyonu sırasında RNa içermeyen malzemeler ve reaktifler kullanın.

2. RNA çıkarma

  1. Karaciğer dokusundan RNA ayıklamak için, 600-1.000 μL guanidinium-acid-phenol ekstraksiyon reaktifi içeren 1.5 mL mikrosantrifüj tüpüneTable of Materialstilapia dokusunun 30-50 mg ekleyin ve bir el dokusu homogenizer kullanarak homojen kadar örnek pulverize. Doku örnekleri guanidinium-asit-fenol ekstraksiyon reaktifinin yaklaşık %10'una ihtiyaç duyar. Mukus örnekleri için guanidinium-acid-phenol ekstraksiyon reaktifinin sadece 300 μL'sini kullanın (3:1).
    DİkKAT: Guanidinium-asit-fenol ekstraksiyon reaktifi toksiktir; bu nedenle, işleme özenle yapılmalıdır. Güvenlik gözlükleri, laboratuvar elbisesi ve güvenlik eldivenleri gibi koruyucu ekipmanlar giyilmelidir.
  2. Homojenize numuneyi oda sıcaklığında 30 s'de 10.000 x g'de santrifüj edin ve süpernatantı 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne aktarın.
  3. Tüpe %95 eşit hacim ekleyin ve iyice karıştırın.
  4. Çözeltiyi bir toplama tüpüne yerleştirilen bir spin sütununa(Malzeme Tablosu)aktarın ve oda sıcaklığında 30 s için 10.000 x g'de santrifüj koyun. Akış tan atın ve dönüş sütununu yeni bir toplama tüpüne aktarın.
  5. Akış tan önce oda sıcaklığında 30 s için 10.000 x g'de kolona 400 μL RNA Ön Yıkama reaktifi(Malzeme Tablosu)ekleyin. Bu adımı bir kez daha tekrarlayın.
    NOT: RNA Ön Yıkama'yı hazırlamak için 40 mL RNA Pre-Wash konsantresine 10 mL %95 etanol ekleyin.
  6. Oda sıcaklığında 2 dakika boyunca 10.000 x g'de kolona 700 μL RNA Yıkama Tamponu(Malzeme Tablosu)ekleyin. Kolonu steril 1,5 mL mikrosantrifüj tüpe aktarın.
    NOT: RNA Yıkama Tamponu hazırlamak için, 12 mL RNA Yıkama Tampon konsantresine 52 mL %95 etanol ekleyin.
  7. Oda sıcaklığında 30 s için 10.000 x g'de 100°L nükleaz içermeyen su ve santrifüj ile spin kolon matrisinde yakalanan RNA örneğini eute.
  8. Mikro hacimsi spektrofotometre kullanarak çıkarılan RNA'nın konsantrasyonunu ölçün ve çekirdeksiz su kullanarak RNA'yı istenilen konsantrasyona seyreltin.
    NOT: OD260/OD280'in nitelikli emici değeri 1,6 ile 1,9 arasında değişmekte dir ve RT-LAMP tsayı için kabul edilebilir RNA saflığını gösterir.
  9. Hemen bir sonraki adıma geçin veya numuneyi kullanıma kadar −80 °C'de tutun.

3. Astar tasarımı

  1. RT-LAMP için özel astarları tasarlamak için Primer Explorer sürüm 4'nü kullanın. Web sitesine gidin, https://primerexplorer.jp/e/ ve PrimerExplorer V4 düğmesine tıklayın.
  2. FASTA formatında TiLV'nin 3. Primer Design
    NOT: Tilapia lake virus TV1 segment 31'itemsil eden GenBank katılım numarası KX631923'ten FASTA formatında dizileri alın.
  3. Astarları tasarlamak için aşağıdaki temel parametreleri girdi:
    - %40-60 GC içeriği
    - ≥280 baz çifti (bp) bir amplicon
    - Maksimum 5 °C'lik farka sahip astarlar arasında benzer bir erime sıcaklığı (Tm)
    NOT: Astarlar birbirini tamamlamamalıdır
    1. Sekonder yapılar oluşturmaya yatkın sıralı bölgelerden kaçının.
    2. En büyük ΔG için en uygun tasarım için en az −3,5 ile dimer astar analizini seçin ve daha küçük ΔG için en uygun tasarım için en fazla −4 olan astarların uçlarını seçin.
  4. Oluştur düğmesini tıklatın.
    NOT: Yazılım giriş verilerini işlemeyi bitirdikten sonra astar sonuçları gösterilir (Şekil 1).

4. RT-LAMP teşp

  1. 2.5 μL 1x SD II reaksiyon tamponu, 3 μL 6 mM MgSO4, 1.4 mM dNTP set, 0.8 M betain, 0.052 mM kalsin karışımının 1.3 l'si, 1.6μM TiLV-F3 asal 1 000 000 000 calcein karışımı, 1 μL'lik 1.6 mM MgSO reaksiyon tamponu içeren bir RT-LAMP ana karışımı hazırlayın, 1 μL 1,6 μM TiLV-B3 astar, 1 μL 0,2 μM TiLV-BIP astar, 0,2 μM TiLV-FIP astar, 1 μL 0,3 Bst DNA polimeraz, 1 μL 0,1 U AMV ters transkripsiyonu ve reaksiyon başına 3,8 μL nükleazsız su.
    NOT: Toplam reaksiyon hacminin en az %10'unu oluşturan fazla ana karışımı hazırlayın.
  2. RT-LAMP ana karışımının 22 μL'sini steril 1,5 mikrosantrifüj tüpe dağıtın.
  3. Çıkarılan RNA'nın 3 μL'sini reaksiyon tüpüne ekleyin ve girdap yaparak numuneyi karıştırın. Negatif kontrol için RNA malzemeleri yerine distile su kullanın.
  4. Reaksiyonu 65 °C'de 60 dk, ardından reaksiyonu sona erdirmek için 10 dk için 80 °C'de kuluçkaya yatırın.
  5. Kuluçkadan sonra, kolorimetrik değişiklikleri çıplak gözle görsel olarak gözlemleyin. Olumlu bir sonuç floresan yeşil renk olarak görünür.

5. Agarose jel elektroforez

  1. 1x TAE tamponunun 40 mL'inde 0,6 g agarose tozu askıya alarak %1,5 w/v agarose jel hazırlayın. Agarose tamamen çözülene kadar 3-5 dakika mikrodalga da ısıtarak karışımı eritin ve karıştırmak için girdap.
  2. Sıcaklık 65 °C'ye ulaşana kadar agarose'un soğumasını bekleyin. Bir jel tepsiüzerine agarose çözeltisi 40 mL dökün ve jel kalıbına bir tarak ekleyin.
  3. Agarose jel tamamen katılaşmış kadar 20-30 dakika oda sıcaklığında ayarlamak için izin verin. Sonra tarak çıkarın ve jel tankına yerleştirin.
  4. Jel tankıjel yüzeyini kapsayacak şekilde çalışan bir tampon ekleyin.
  5. Her kuyuya 10 μL RT-LAMP numunesi ve 2 μL 6x jel yükleme tamponu ekleyin. Referans şeridine 5 μL 1 kb DNA merdiveni ekleyin.
  6. Katota bağlı kapağı ve güç kaynağına bağlı anod'u takın. Güç kaynağını açın, sabit 100 V'e ayarlayın ve 40 dakika çalıştırın.
  7. Jel ayrımını tamamladıktan sonra jel tepsisinden çıkarın. Daha sonra 7 dk için 10 mg/mL konsantrasyonda ethidium bromür (EtBr) kullanarak süzülmüş jelleke ve 5 dakika distile suda restain.
    DİkKAT: EtBr toksiktir ve karsinojen olarak kabul edilir; bu nedenle, bu aracıyı kullanırken dikkatli olun.
  8. Bantların göründüğü bir jel dokümantasyon sistemi kullanarak jeli UV ışığına maruz bırakın ve jelin fotoğrafını çekin.

6. Tamamlayıcı DNA (cDNA) sentezi

  1. Reaksiyon başına 2 μL 5x RT tamponu, 0,5 μL astar karışımı, 0,5 μL RT enzimi ve reaksiyon başına 2 μL çekirdeksiz su içeren bir cDNA sentezi ana karışımı hazırlayın.
    NOT: Pipetleme sırasında ki potansiyel kayıp nedeniyle reaksiyonun 1x'inden oluşan fazla ana karışımı hazırlayın.
  2. Ana karışımın 5 μL'sini steril 1,5 mL mikrosantrifüj tüpe dağıtın.
  3. Reaksiyon tüpüne seyreltilmiş çıkarılan RNA'nın (adım 2.8'den elde edilen) 100 ng'sini ekleyin, tüm karışımı geminin dibine taşımak için karıştırın ve aşağı doğru döndürün.
  4. Reaksiyonları 42 °C'de 60 dakika, ardından pcr makinede 5 dk için 98 °C'de kuluçkaya yatırın. CDNA'yı kullanıma kadar −20 °C'de saklayın.

7. RT-qPCR

  1. 0,3 μL 10 μM ters astar, 0,3 μL 10 μM ileri astar, 5 μL 2x SYBR Yeşil DNA polimeraz ve reaksiyon başına 0,4 μL nükleaz içermeyen su içeren bir TiLV qPCR ana karışımı hazırlayın. Aşağıdaki astarları ve denetimleri kullanın:
    İleri astar (TiLV-112F): 5'-CTGAGCTAAAGAGGCAATGGATT-3'
    Ters astar (TiLV-112R): 5'-CGTGCGTACTCGTTCAGTATAAGTTCT-3'
  2. TiLV qPCR ana karışımının 6 μL'sini kullanılan gerçek zamanlı termal döngüile uyumlu qPCR şeridinin her kuyuya dağıtın.
  3. CDNA şablonunun 4 μL'sini, negatif kontrolü (nükleaziçermeyen su), pozitif kontrol (10 pg/μL) ve pTiLV (plazmid)10 veya seri olarak seyreltilmiş TiLV plazmidini kuyuya ekleyin ve her numuneyi hareket ettirerek karıştırın. Her örneği triplicate olarak iletin.
  4. QPCR reaksiyonlarını programlanmış gerçek zamanlı termal döngüye yerleştirin. 3 dakika boyunca 95 °C'de kuluçka yı yapmak için qPCR programını ayarlayın, ardından 10 s için 95 °C'lik 40 devir ve 30 s için 60 °C'lik 40 döngü, sıcaklığın 0,5 °C/5 s artık larla 65 °C'den 95 °C'ye yükselmesi gereken erime eğrisi adımından önce 30 s'ye ayarlayın.
  5. Amplifikasyon ve erime eğrilerini değerlendirerek veri analizini yapın ve seri olarak seyreltilmiş plazmidleri kullanarak verilerden elde edilen standart eğriyi kullanarak TiLV kopyalarının sayısını hesaplayın.

Sonuçlar

Bu çalışmada tilapia'da TiLV enfeksiyonunu saptamak için rt-LAMP teşbelli geliştirilmiştir. Test edilen numuneler 2015-2016 yılları arasında Tayland'ın farklı bölgelerinde bulunan 14 çiftlikten toplanmıştır. Enfekte ve enfekte olmayan balıklar öncelikle fiziksel tanılara ve semptomatik TiLVD'nin görünüşüne göre gruplandı. TiLV enfeksiyonu daha sonra toplama işleminden sonra RT-PCR kullanılarak doğrulandı. Agarose jel elektroforezi ve Parlak yeşil rengin saptanması LAMP amfikonslarının d...

Tartışmalar

Kültür balıkçılığı endüstrisi sürekli önemli ekonomikkayıplaraneden viral enfeksiyonlar tarafından tehdit edilir9,23,28. Örneğin, ortaya çıkan TiLV dünyanın birçok yerinde tilapia üreten ülkeler için büyük bir tehdit oluşturmaktadır1,6,9. Şimdiye kadar, TiLVD önlemek için özel bir tedavi mevcut olmuştur. ...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Proje mali Tayland Araştırma Fonu (TRF) hibe numarası RDG6050078 ve Merkezi Tarım ve Gıda İleri Çalışmalar, İleri Çalışmalar Enstitüsü, Kasetsart Üniversitesi, Bangkok, Tayland Yüksek Öğretim Araştırma Teşvik ve Ulusal Araştırma Üniversitesi Projesi, Yüksek Öğretim Komisyonu Ofisi, Eğitim Bakanlığı, Tayland altında finanse edilmektedir. Araştırma kısmen Kasetsart Üniversitesi Lisansüstü Programı Bursu ile desteklenmiştir. Yazarlar dr Kwanrawee Sirikanchana video ve Piyawatchara Sikarin video düzenleme için konuşma için teşekkür etmek istiyorum.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Tissue collection:
Clove oilBetter PharmaN/A
Tricaine methanesulfonateSigma-AldrichE10521An alternative option to clove oil
RNA extraction:
Acid guanidinium-phenol based reagent (TRIzol reagent)ThermoFisher Scientific Corp.15596026
Acid guanidinium-phenol based reagent (GENEzol reagent)GeneaidGZR100
Direct-zol RNA Kit:Zymo ResearchR2071
- Direct-zol RNA PreWash
- RNA Wash Buffer
- DNase/RNase-free water
- Zymo-spin IIICG columns
- Collection Tubes
RT-LAMP:
1x SD II reaction bufferBiotechrabbitBR1101301
Magnesium sulfate (MgSO4)Sigma-Aldrich7487-88-9
dNTP setBiolineBIO-39053
BetaineSigma-AldrichB2629
Calcein mixtureMerck1461-15-0
Bst DNA polymeraseBiotechrabbitBR1101301
AMV reverse transcriptasePromegaM510A
Nuclease-free waterInvitrogen10320995
Elite dry bath incubator, single unitMajor ScienceEL-01-220
Gel electrophoresis:
AgaroseVivantis TechnologiesPC0701-500G
Tris-borate-EDTA (TBE) bufferSigma-AldrichSRE0062
Tris-acetic-EDTA (TAE) buffer:
- TrisVivantis TechnologiesPR0612-1KG
- Acetic acid (glacial), EMSUREMerck Millipore1000632500
- Disodium Ethylenediaminetetraacetate dihydrate (EDTA), VetecSigma-AldrichV800170-500G
NeogreenNeoScience Co., Ltd.GR107
DNA gel loading dye (6X)ThermoFisher Scientific Corp.R0611
DNA ladder and markersVivantis TechnologiesPC701-100G
Mini Ready Sub-Cell GT (Horizontal electrophoresis system)Bio-Rad1704487
PowerPac HC power supplyBio-Rad1645052
Gel Doc EZ SystemBio-Rad1708270
UV sample trayBio-Rad1708271
NαBI imagerNeogene Science
cDNA synthesis:
ReverTra Ace qPCR RT KitToyoboFSQ-101
Viva cDNA Synthesis KitVivantis TechnologiescDSK01An alternative option for cDNA synthesis
NanoDrop2000 (microvolume spectrophotometer)ThermoFisher Scientific Corp.ND-2000
T100 Thermal CyclerBio-Rad1861096
RT-qPCR:
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad1725120
Nuclease-free water, sterile waterMultiCell809-115-CL
8-tube PCR strips, whiteBio-RadTLS0851
Flat PCR tube 8-cap strips, opticalBio-RadTCS0803
CFX96 Touch Thermal CyclerBio-Rad1855196
General equipment and materials:
Mayo scissorsN/A
ForcepsN/A
Vortex Genie 2 (vortex mixer)Scientific Industries
Microcentrifuge LM-60LioFugeCM610
Corning LSE mini microcentrifugeCorning6765
PipettesRaininPipete-Lite XLS
QSP filtered pipette tipsQuality Scientific PlasticsTF series
Corning Isotip filtered tipsMerckCLS series
Nuclease-free 1.5 mL microcentrifuge tubes, NESTWuxi NEST Biotechnology615601

Referanslar

  1. Surachetpong, W., et al. Outbreaks of Tilapia Lake Virus Infection, Thailand, 2015-2016. Emerging Infectious Diseases. 23 (6), 1031-1033 (2017).
  2. Eyngor, M., et al. Identification of a novel RNA virus lethal to tilapia. Journal of Clinical Microbiology. 52 (12), 4137-4146 (2014).
  3. Adams, M. J., et al. Changes to taxonomy and the International Code of Virus Classification and Nomenclature ratified by the International Committee on Taxonomy of Viruses (2017). Archives of Virology. 162 (8), 2505-2538 (2017).
  4. Bacharach, E., et al. Characterization of a Novel Orthomyxo-like Virus Causing Mass Die-Offs of Tilapia. MBio. 7 (2), 00431 (2016).
  5. Jaemwimol, P., et al. Susceptibility of important warm water fish species to tilapia lake virus (TiLV) infection. Aquaculture. 497, 462-468 (2018).
  6. Giews, F. Global Information and Early Warning System On Food And Agriculture. Food and Agriculture Organization of the United Nations. , (2017).
  7. Al-Hussinee, L., Subramaniam, K., Ahasan, M. S., Keleher, B., Waltzek, T. B. Complete Genome Sequence of a Tilapia Lake Virus Isolate Obtained from Nile Tilapia (Oreochromis niloticus). Genome Announcements. 6 (26), (2018).
  8. Thammatorn, W., Rawiwan, P., Surachetpong, W. Minimal risk of tilapia lake virus transmission via frozen tilapia fillets. Journal of Fish Diseases. 42 (1), 3-9 (2019).
  9. Fathi, M., et al. Identification of Tilapia Lake Virus in Egypt in Nile tilapia affected by 'summer mortality' syndrome. Aquaculture. 473, 430-432 (2017).
  10. Tattiyapong, P., Sirikanchana, K., Surachetpong, W. Development and validation of a reverse transcription quantitative polymerase chain reaction for tilapia lake virus detection in clinical samples and experimentally challenged fish. Journal of Fish Diseases. 41 (2), 255-261 (2018).
  11. Waiyamitra, P., et al. A TaqMan RT-qPCR assay for tilapia lake virus (TiLV) detection in tilapia. Aquaculture. 497, 184-188 (2018).
  12. Kembou Tsofack, J. E., et al. Detection of Tilapia Lake Virus in Clinical Samples by Culturing and Nested Reverse Transcription-PCR. Journal of Clinical Microbiology. 55 (3), 759-767 (2017).
  13. Dong, H. T., et al. Emergence of tilapia lake virus in Thailand and an alternative semi-nested RT-PCR for detection. Aquaculture. 476, 111-118 (2017).
  14. Notomi, T., et al. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Research. 28 (12), 63 (2000).
  15. Mori, Y., Notomi, T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a rapid, accurate, and cost-effective diagnostic method for infectious diseases. Journal of Infection and Chemotherapy. 15 (2), 62-69 (2009).
  16. Mori, Y., Nagamine, K., Tomita, N., Notomi, T. Detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by turbidity derived from magnesium pyrophosphate formation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 289 (1), 150-154 (2001).
  17. Caipang, C. M., Haraguchi, I., Ohira, T., Hirono, I., Aoki, T. Rapid detection of a fish iridovirus using loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Journal of Virological Methods. 121 (2), 155-161 (2004).
  18. Soliman, H., El-Matbouli, M. An inexpensive and rapid diagnostic method of Koi Herpesvirus (KHV) infection by loop-mediated isothermal amplification. Virology Journal. 2, 83 (2005).
  19. Gunimaladevi, I., Kono, T., Venugopal, M. N., Sakai, M. Detection of koi herpesvirus in common carp, Cyprinus carpio L., by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Fish Diseases. 27 (10), 583-589 (2004).
  20. Gunimaladevi, I., Kono, T., Lapatra, S. E., Sakai, M. A loop mediated isothermal amplification (LAMP) method for detection of infectious hematopoietic necrosis virus (IHNV) in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Archives of Virology. 150 (5), 899-909 (2005).
  21. Kono, T., Savan, R., Sakai, M., Itami, T. Detection of white spot syndrome virus in shrimp by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Virological Methods. 115 (1), 59-65 (2004).
  22. Soliman, H., El-Matbouli, M. Reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) for rapid detection of viral hemorrhagic septicaemia virus (VHS). Veterinary Microbiology. 114 (3-4), 205-213 (2006).
  23. Yeh, H. Y., Shoemaker, C. A., Klesius, P. H. Evaluation of a loop-mediated isothermal amplification method for rapid detection of channel catfish Ictalurus punctatus important bacterial pathogen Edwardsiella ictaluri. Journal of Microbiological Methods. 63 (1), 36-44 (2005).
  24. Yeh, H. Y., Shoemaker, C. A., Klesius, P. H. Sensitive and rapid detection of Flavobacterium columnare in channel catfish Ictalurus punctatus by a loop-mediated isothermal amplification method. Journal of Applied Microbiology. 100 (5), 919-925 (2006).
  25. Sun, Z. F., Hu, C. Q., Ren, C. H., Shen, Q. Sensitive and rapid detection of infectious hypodermal and hematopoietic necrosis virus (IHHNV) in shrimps by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Virological Methods. 131 (1), 41-46 (2006).
  26. Shivappa, R. B., et al. Detection of spring viraemia of carp virus (SVCV) by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in koi carp, Cyprinus carpio L. Journal of Fish Diseases. 31 (4), 249-258 (2004).
  27. Wei, X. N., Zheng, Z. J., Zhang, L. H., Qu, F., Huang, X. Sensitive and rapid detection of Aeromonas caviae in stool samples by loop-mediated isothermal amplification. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 60 (1), 113-116 (2008).
  28. Chinabut, S., Puttinaowarat, S. The choice of disease control strategies to secure international market access for aquaculture products. Developmental Biology. 121, 255-261 (2005).
  29. Soto, E., Yun, S., Surachetpong, W. Susceptibility of Tilapia Lake Virus to buffered Povidone-iodine complex and chlorine. Aquaculture. 512, 734342 (2019).
  30. Jaemwimol, P., Sirikanchana, K., Tattiyapong, P., Mongkolsuk, S., Surachetpong, W. Virucidal effects of common disinfectants against tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (10), 1383-1389 (2019).
  31. Jansen, M. D., Dong, H. T., Mohan, C. V. Tilapia lake virus: a threat to the global tilapia industry. Reviews in Aquaculture. 11 (3), 725-739 (2019).
  32. Yin, J., et al. Development of a simple and rapid reverse transcription-loopmediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for sensitive detection of tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (6), 817-824 (2019).
  33. Savan, R., Kono, T., Itami, T., Sakai, M. Loop-mediated isothermal amplification: an emerging technology for detection of fish and shellfish pathogens. Journal of Fish Diseases. 28 (10), 573-581 (2005).
  34. Phusantisampan, T., Tattiyapong, P., Mutrakulcharoen, P., Sriariyanun, M., Surachetpong, W. Rapid detection of tilapia lake virus using a one-step reverse transcription loop-mediated isothermal amplification assay. Aquaculture. 507, 35-39 (2019).
  35. Liamnimitr, P., Thammatorn, W., U-thoomporn, S., Tattiyapong, P., Surachetpong, W. Non-lethal sampling for Tilapia Lake Virus detection by RT-qPCR and cell culture. Aquaculture. 486, 75-80 (2018).
  36. Yin, J., et al. Development of a simple and rapid reverse transcription-loopmediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for sensitive detection of tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (6), 817-824 (2019).
  37. Khan, R. S. A., et al. Rapid detection of infectious bursal disease by loop-mediated isothermal amplification for field analysis. Iranian Journal of Veterinary Research. 19 (2), 101-107 (2018).
  38. Nagamine, K., Hase, T., Notomi, T. Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers. Molecular and Cellular Probes. 16 (3), 223-229 (2002).
  39. Debode, F., Marien, A., Janssen, E., Bragard, C., Berben, G. The influence of amplicon length on real-time PCR results. Biotechnology, Agronomy, Society and Environment. 21 (1), 3-11 (2017).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

mm noloji ve EnfeksiyonSay 159tilapia lake vir stantilapiaRT LAMPRT qPCRtarama arac

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır