Fare Beyin Omurilik Sıvısında Glikoz Konsantrasyonunu Artırmak için Ozmotik Minipump İmplantasyonu

Özet

Bu makalede, farelerin beyin omurilik sıvısındaki (BOS) glikoz konsantrasyonunu arttırmak için ayrıntılı bir protokol açıklanmaktadır. Bu yaklaşım, yüksek BOS glikozunun farelerde nörodejenerasyon, biliş ve periferik glikoz metabolizması üzerindeki etkilerini incelemek için yararlı olabilir.

Özet

Diyabet bilişsel gerileme riskini artırır ve beyin fonksiyonlarını bozar. Yüksek glikoz ve bilişsel eksiklikler arasındaki bu ilişkinin nedensel olup olmadığı belirsizliğini korumaktadır. Ayrıca, bu eksikliklere beyin omurilik sıvısı (BOS) ve / veya kandaki glikoz seviyelerindeki bir artışın aracılık edip etmediği de belirsizdir. Yüksek BOS glukoz seviyelerinin merkezi sinir sistemi (CNS) fonksiyonu, özellikle öğrenme ve hafıza üzerindeki doğrudan etkilerini araştıran çok az çalışma vardır, çünkü mevcut diyabet modelleri bu tür araştırma sorularını ele almak için yeterince geliştirilmemiştir. Bu makalede, farelerde ozmotik minipompalar kullanılarak lateral ventriküle glikoz sürekli olarak infüze edilerek 4 hafta boyunca BOS glukoz seviyelerini kronik olarak arttırmak için bir yöntem açıklanmaktadır. Protokol, BOS'taki glikoz düzeyleri ölçülerek doğrulandı. Bu protokol, yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) alan farelerde ~ 56 mg / dL'lik bir BOS glikoz konsantrasyonuna kıyasla, 0.25 μL / s akış hızında% 50'lik bir glikoz çözeltisinin infüzyonundan sonra BOS glikoz seviyelerini ~ 328 mg / dL'ye yükseltti. Ayrıca, bu protokol kan şekeri seviyelerini etkilemedi. Bu nedenle, bu yöntem, yüksek BOS glikozunun beyin fonksiyonu veya belirli bir sinir yolu üzerindeki doğrudan etkilerini, kan şekeri seviyelerindeki değişikliklerden bağımsız olarak belirlemek için kullanılabilir. Genel olarak, burada açıklanan yaklaşım, Alzheimer hastalığının ve / veya diyabetle ilişkili diğer nörodejeneratif bozuklukların aracılık özelliklerinde yüksek BOS glikozunun rolünü test etmek için hayvan modellerinin geliştirilmesini kolaylaştıracaktır.

Giriş

Hem tip 1 hem de tip 2 diyabet beyin fonksiyonlarını bozar ^1,2,3. Örneğin, diyabet, Alzheimer hastalığı da dahil olmak üzere bilişsel gerileme ve nörodejeneratif bozukluklar riskini artırır ^3,4. Dahası, diyabetli kişilerin beyinlerinde kusurlu glikoz algılaması vardır ^5,6. Bu defekt, hipoglisemiye bağlı bilinçsizliğin patogenezine ve hipoglisemiye karşı yetersiz bir^{karşı-düzenleyici yanıt 7,8'e} katkıda bulunur ve bu da hemen tedavi edilmezse ölümcül olabilir.

Diyabetin kandaki ve beyin omurilik sıvısındaki (BOS)⁹ glikoz seviyelerini arttırdığı göz önüne alındığında, bu faktörlerden birinin veya her ikisinin de bozulmuş beyin fonksiyonuna katkıda bulunup bulunmadığını belirlemek önemlidir. Diyabetin tek başına yüksek BOS glikozu ile veya insülin eksikliği veya insülin direnci gibi diğer faktörlerle kombinasyon halinde beyin hasarına neden olup olmadığı da açık bir sorudur. Tip 1 ve tip 2 diyabetin hayvan modelleri, etkilenen enerji dengesine ve periferik glikoz metabolizmasına ek olarak bilişsel gerileme ve nörodejenerasyon göstermektedir^10,11,12,13. Bununla birlikte, bu modellerden, diyabetin beyin fonksiyonu üzerindeki komplikasyonlarına aracılık etmede yüksek BOS glikozunun kan şekeri seviyelerine karşı seçici etkilerini ayırmak mümkün değildir.

Bu protokol, kronik olarak yüksek BOS glukoz seviyelerinin beyin fonksiyonu, enerji dengesi ve glikoz homeostazı üzerindeki etkilerini test etmek için bir fare hiperglikorekrasi modeli geliştirme yöntemlerini açıklamaktadır. Bu teknikle geliştirilen fare modeli, düzensiz glukoz homeostazının nöral ve davranışsal fonksiyon üzerindeki etiyolojik rolünü araştıran çalışmalar için bir araç sunmaktadır.

Bu nedenle, önerilen yaklaşım, çeşitli patofizyolojik durumlarda yüksek BOS glukoz düzeylerinin doğrudan etkilerini anlamada yararlı olacaktır.

Protokol

Tüm fare prosedürleri, Rochester Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı ve deney hayvanlarının insancıl bakımı ve kullanımı için ABD Halk Sağlığı Hizmeti kurallarına göre gerçekleştirildi. Bu çalışma için kullanılan altı haftalık C57BL / 6J erkek fareler ticari olarak elde edildi. Tüm hayvanlar, 12 saatlik gündüz / gece döngüsüne sahip bir odada grup olarak barındırıldı (kafes başına 5 fare) ve yiyecek ve su ad libitumuna erişim izni verildi. Farelere, glikozu lateral ventriküle enjekte etmek için bir kanül implante edildikten sonra, implantlara diğer farelerden herhangi bir zarar gelmesini önlemek için tek bir yerleştirildiler.

1. Ozmotik mini pompaların montajı

1. Aşağıdaki protokole göre yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) hazırlayın. NaCl (8.66 g), KCl (0.224 g), CaCl 2.2H 2 O (0.206 g) ve MgCl 2.6H 2 O (0.163 g) çözeltisini hazırlamak için 500 mL steril suda çözün A. Na 2 HPO 4.7H 2 O (0.214 g) ve NaH ₂PO _4'ü çözün. B çözeltisini hazırlamak için 500 mL steril suda_H2O (0.027 g). Ardından, aCSF'yi hazırlamak için A ve B çözeltilerini 1:1 oranında karıştırın.
   NOT: aCSF'nin bu formülasyonu glikoz içermez.
2. % 50 glikoz çözeltisini hazırlamak için, bir beherdeki 50 mL aCSF'ye 50 g glikoz ekleyin. Beheri bir sıcak plakaya yerleştirin ve süspansiyonun sıcaklığını 60 ° C'ye getirin. Glikoz tamamen çözülene kadar süspansiyonu manyetik bir karıştırıcı ile karıştırın.
3. Son hacmi 100 mL yapmak için behere aCSF ekleyin. Çözeltiyi sterilize etmek için 0,22 μm gözenek filtresinden geçirin.
4. % 0,9'luk bir salin (NaCl) çözeltisi hazırlayın ve çözeltiyi 0,22 μm filtreden geçirin.
5. Mini pompanın ve infüzyon kitinin tüm bileşenlerini steril bir tepsiye yerleştirin ve tüpü beyin infüzyon kitinden steril bir makasla 1 inç uzunluğa kadar kesin. Tüpü steril bir hemostatla tutun ve kanülün bir ucunun üstüne itin. Borunun diğer ucunu akış modülatörünün üst tarafına bağlayın. Daha güçlü bir bağlantı için borunun her iki ucunu da az miktarda yapıştırıcı ile örtün.
6. 1 mL'lik bir şırıngaya 27 G'lik bir iğne takın ve aCSF veya glikoz çözeltisi ile doldurun. 27 G iğnesini küçük bir boru parçasına yerleştirin. Daha sonra, boruyu akış modülatörünün açık ucuna bağlayın ve çözeltinin damlaları kanülden çıkmaya başlayana kadar ilgili çözelti ile doldurun. Boruda sıkışmış hava kabarcıklarını çıkarın.
7. Mini pompayı doldurmak için pompayı dik tutun ve şırınga iğnesini pompaya yerleştirin. Mini pompanın açılışında çözeltinin bir damlası oluşmaya başlayana kadar ilgili çözelti ile doldurun.
8. Akış modülatörünü yavaşça pompaya yerleştirin ve tertibata herhangi bir hava kabarcığı sokmadığınızdan emin olun.
9. Ozmotik mini pompalar monte edildikten sonra, bunları 50 mL'lik bir konik tüpe aktarın. Kanülün tuzlu su çözeltisinden uzak kaldığından emin olurken, pompaların tamamen suya batırılması için tüpü steril salinle doldurun. Bu tür monte edilmiş dört pompa, 50 mL'lik bir tüpe yerleştirilebilir.
10. Kapağı her bir tüpün üzerine gevşek bir şekilde yerleştirin ve pompaları en az 48 saat boyunca astarlamak için 37 ° C'de inkübe edin.

2. Ozmotik pompaları implante etmek için cerrahi

1. Ameliyat öncesi prosedür
   1. Cerrahi aletleri bir otoklavda sterilize edin ve kullanmadan önce en az 30 dakika soğumaya bırakın. Otoklav koşulları, 30 dakika boyunca 121 ° C'de buhar sterilizasyonunu içerir.
   2. Ameliyat bölgesini %70 etanol ile dezenfekte edin. Düğmeleri, kulak çubuklarını ve stereotaksik çerçeve yüzeyini silin.
      NOT: Ameliyat, ameliyat yapılırken steril olmayan yüzeylere dokunmamak için akılda tutularak aseptik bir ortamda yapılmalıdır. Kirlenme şüphesi varsa eldivenleri değiştirin.
   3. Fareyi 3-5 dakika boyunca havada karıştırılmış% 3 izofluran ile uyuşturmak için bir anestezi odasına yerleştirin. Ardından, fareyi odadan çıkarın ve steril bir örtü üzerine yerleştirin. Burun konisi ile anesteziyi %1,5-%2 oranında sürdürün.
   4. Herhangi bir refleksi gözlemlemek ve anestezinin derinliğini doğrulamak için farenin arka pençesini sıkıştırın.
   5. Analjezi için deri altından 5 mg / kg karprofen enjekte edin.
   6. Ameliyat alanını fare kafasına klipslemek için temiz makaslar kullanın. Kafa derisini önce povidon-iyot çözeltisi ile ve daha sonra alkollü çubuklarla en az 2 dakika boyunca iyice ovalayın. Bu işlemi en az üç kez tekrarlayın.
   7. Ameliyat sırasında gözlerin kurumasını önlemek için bir göz kayganlaştırıcısı uygulayın.
2. Ameliyat
   1. Fareyi stereotaksik çerçeveye yerleştirin ve kafayı kesici uç çubuğuna yerleştirin. Burnu burun konisi ile örtün. Cerrahi alanı sabitlemek için steril örtüler uygulayın.
   2. İzofluran akışını burun konisine kaydırın. Anesteziyi% 1.5 -% 2 izofluranda tutmaya devam edin.
   3. Vücut ısısını korumak için farenin altına bir ısıtma yastığı yerleştirin.
   4. Yeni steril eldivenler giyin ve bir neşterle kafa derisinde orta hat kesisi (~ 10-15 mm uzunluğunda) yapın. Herhangi bir kanamayı silmek için pamuklu uçlar kullanırken kafatası yüzeyini bir spatula ile açığa çıkarın.
      NOT: Bol miktarda kanama varsa bir koterizatör kullanın, ki bu nadirdir.
   5. Kraniyal dikişleri açığa çıkarmak için% 3 hidrojen peroksit içine batırılmış bir pamuk ucu ile ovalayın.
   6. Kafatası koordinatlarında gezinmek için bregma ve lambda'yı not alın. Bregma'da tüm koordinatları sıfıra ayarlayın.
      NOT: Bu koordinatlar bir fare beyni atlası^14'ten elde edilmiştir. Atlastaki referans bregma-lambda mesafesi 4.21 mm'dir. Kafatası boyutundaki yaş ve cinsiyete dayalı farklılıkları düzeltmek için, her fare için bregma-lambda mesafesi ölçüldü ve daha sonra bir çarpma faktörü elde etmek için 4.21 mm'ye bölündü. Örneğin, bregma ve lambda arasındaki mesafe 4.65 mm ise, 4.21 mm'ye bölmek 1.10'luk bir çarpma faktörü verdi. Atlastan elde edilen tüm koordinatlar daha sonra deliği delmek için kullanılan gerçek koordinatları ölçmek için bu faktörle çarpıldı. Yukarıdaki örnekte, ortaya çıkan anterior-posterior (AP) ve medial-lateral (ML) koordinatlar sırasıyla 0.55 ve 1.1 mm olacaktır (yani, 1.1 x 0.5 veya 1 mm).
   7. Bu koordinatlarda bir delik açmak için elektrikli matkap kullanın: bregma'ya 0,5 mm posterior ve sağa doğru 1 mm yanal ila orta çizgi.
      NOT: Kafatasındaki deliği delerken, dura mater yırtılmamaya dikkat edin. Matkap ucunun steril olduğundan emin olun. Sterilizasyon için aynı otoklav torbasına diğer aletlerle birlikte yerleştirilebilir.
   8. Kesilmiş cildin altına bir hemostat yerleştirin ve ozmotik mini pompanın implante edileceği yere itin. Mini pompa için bir cep yapmak üzere hemostatı yavaşça açıp kapatın.
   9. Akış modülatörünün ucundan astarlanmış bir ozmotik mini pompa seçmek için steril bir hemostat kullanın. Pompayı kesilmiş deriden cebe doğru itin.
      NOT: Pompanın ve kanülün steril olmayan herhangi bir yüzeye temas etmesine izin vermemeye dikkat edin.
   10. Kanülün alt tarafına biraz yapıştırıcı uygulayın ve kanül tutucusuna sabitleyin. Kanülü 2 mm ventral delikten kafatası yüzeyine yavaşça indirin. Yapıştırıcının katılaşmasını sağlamak için en az 5 dakika orada bırakın.
   11. Kanülü beyne yerleştirmeden önce, kanülün tıkanmadığından ve çözeltinin düzgün aktığından emin olun.
       NOT: Bazen, glikoz çok düşük bir akış hızı nedeniyle kanülün ucunda birikebilir ve akışı bloke edebilir.
   12. Bir makas yardımıyla, kafatası yüzeyinden çıkmadığından emin olmak için kanülün üstünü kırpın.
   13. Ekstra destek için kanülü bir diş çimentosu tabakası ile örtün.
   14. Yarayı kapatmak için naylon dikişler (5-0 boyut ve 30 inç uzunluğunda) kullanın ve enfeksiyonu önlemek için yaraya topikal antibiyotik uygulayın.
   15. İzofluranı kapatın ve hayvanın anesteziden kurtulmasına izin verin. Ardından, hayvanı yeni bir temiz kafese aktarın.
3. Ameliyat sonrası bakım
   1. Ameliyattan sonra, fareyi en az 1 hafta boyunca izleyin.
   2. Ameliyat sonrası üç gün boyunca her 24 saatte bir, deri altından 5 mg / kg karprofen uygulayın.
   3. Ameliyattan 7-10 gün sonra dikişleri almadan önce yaranın tamamen iyileşmesine izin verin.
      NOT: Yüksek BOS glukozu olan farelerin iyileşmesinin daha uzun sürdüğü gözlenmiştir. Farenin arka pençelerindeki tırnakların kesilmesi, farelerin çizilme davranışı nedeniyle kesi yerine yaralanma olasılığını en aza indirir.

3. Mini pompaların değiştirilmesi

NOT: Bu çalışmada kullanılan mini pompalar sadece 4 hafta sürdüğü için, uzun süreli çalışmalarda gerekebileceği gibi, glikoz infüzyon süresini uzatmak için mini pompaların değiştirilmesi de test edilmiştir. Bu, aşağıdaki adımları içeriyordu.

1. Fareleri yukarıda ayrıntılı olarak açıklandığı gibi ameliyat için hazırlayın.
2. Pompanın biraz yukarısındaki deride 1 cm'lik küçük bir dikey kesi yapın.
3. Kesilmiş cildin altına bir hemostat yerleştirin ve pompayı dışarı çekin.
4. Pompayı borudan çıkarın ve boruya yeni bir astarlanmış pompa bağlayın.
5. Pompayı tekrar içeri yerleştirin ve cildi dikin.
6. Yukarıda açıklandığı gibi aynı ameliyat sonrası bakım talimatlarını izleyin.

4. BOS toplama prosedürü

1. Hazırlık
   1. 0,5 mm çapında uçlar elde etmek için 1 mm çapında cam kılcal damarları mikropipet çektirme makinesi ile çekin. Ayarlar şunlardır: ısı = 800, çekme = 15, hız = 5 ve zaman = 200 birim. Çekilen kılcal damarları kullanıma kadar steril bir kutuya koyun.
   2. 1 mL'lik bir şırıngaya 27 G'lik bir iğne takın. Çekilen kılcal damarı iğnenin üzerine yerleştirin ve bağlantıyı sabitlemek için küçük bir yapışkan bant kullanın.
   3. Şırıngayı bir mikromanipülatörün kılcal tutucusuna sıkıca sabitleyin.
   4. Ardından, yukarıdaki ameliyat öncesi prosedürde açıklandığı gibi fareyi ameliyat için hazırlayın.
2. Cerrahi prosedür
   1. Fareyi stereotaksik çerçevenin üzerine yerleştirin. Kafayı çerçeveye sabitledikten sonra, daha önce açıklandığı gibi, kafayı burun aşağı bakacak şekilde eğmek için düğmeleri döndürün. Cerrahi alanı sabitlemek için steril örtüler uygulayın.
   2. İşitsel içirme düzleminden kaudal tarafa doğru dorsal yüzeyde küçük bir kesi yapın.
      NOT: Kesi yaparken boruya zarar vermemeye dikkat ediniz.
   3. Desteği fare gövdesinden çıkarın ve boynun dorsal olarak tamamen uzatılması için farenin dikey olarak dinlenmesine izin verin.
   4. Kavisli künt forsepslerin yardımıyla, küçük bir pencere oluşturmak için arka boyun kaslarını orta hattan hafifçe ikiye bölün. Ardından, boyun kaslarını orta hattan çevreye nazikçe yerinden etmek için ıslak bir pamuk ucu aplikatörü kullanın.
   5. Şeffaf bir dura membranlı üçgen bir pencere olarak görünen cisterna magna'nın açığa çıkıp çıkmadığını gözlemleyin.
   6. Kılcal ucun herhangi bir yüzeye temas etmediğinden emin olurken mikromanipülatör tertibatını farenin yanındaki stereotaksik çerçeveye yerleştirin.
   7. Kurulumu bozmadan kılcal ucu yavaşça kırın.
   8. Büyüteç içine bakarken (2.25x büyütme), kılcal ucu yavaşça hizalamak ve cisterna magna'ya doğru hareket ettirmek için mikromanipülatördeki ilgili düğmeleri döndürün.
   9. Kılcal uç cisterna magna membranına dokunduğunda bir miktar direnç hissedilir. Düğmelerin yardımıyla ucu çok yavaş bir şekilde membrana doğru itin.
      NOT: Membrandaki kan damarlarına zarar vermemeye dikkat edin. Bu adım, BOS'ta herhangi bir kan kontaminasyonunu önlemek için çok önemlidir.
   10. Membranı çok nazikçe delin. CSF, kılcal damardaki negatif basınç nedeniyle bir anda kılcal damara akmaya başlayacaktır.
   11. Kılcal damarda ~10 μL BOS toplanana kadar kurulumu birkaç dakika bekletin.
   12. Daha sonra, kılcal damarı yavaşça cisterna magna'dan dışarı çekin ve BOS sızıntısını durdurmak için steril bir pamuk ucu aplikatörünü cisterna magna'nın açıklığına hafifçe bastırın.
   13. Kılcal damarı şırıngadan dikkatlice çıkarın ve bir mikrokap ampul dağıtıcısına takın. CSF'yi steril bir mikrosantrifüj tüpüne aktarmak için ampule basın.
   14. Farenin altına bir destek yerleştirin ve kafayı düzleştirmek için stereotaksik düğmeleri döndürün.
   15. Yarayı naylon dikişlerle kapatın.
   16. Fareyi cihazdan çıkarmadan önce deri altından 300 μL steril salin enjekte edin.
   17. Ameliyattan ~ 7-10 gün sonra dikişlerin alınma zamanı gelene kadar yukarıda tarif edildiği gibi hayvanlara ameliyat sonrası bakım verin.

5. Glikoz tahlili

1. Glikoz kolorimetrik tahlil kitinde açıklandığı gibi protokolü takip edin.
2. Kitte sağlanan sodyum fosfat tampon stok çözeltisini ultra saf suda 50 mM konsantrasyona kadar seyreltin.
3. Seyreltilmiş tampon çözeltisinde kitte sağlanan 1.000 mg/dL stok çözeltisinden 0, 2.5, 5, 7.5, 10, 15, 20, 25 ve 50 mg/dL aralıklarında glikoz standartlarını hazırlayın.
4. Tampondaki BOS numunelerinin 7 kat seyreltilmesini hazırlayın. Örneğin, toplanan toplam CSF hacmi 10 μL ise, yedi kat seyreltilmiş hacim 70 μL olacaktır.
5. Pipet: 15 μL glikoz standartları ve seyreltilmiş CSF, 96 delikli bir plakada kopyalar halinde.
6. Pipet 85 μL seyreltilmiş tampon kuyucukların her birinde standartlara ve CSF'ye sahiptir.
7. Glikoz kalorimetrik enzim karışımı şişesine 6 mL seyreltilmiş tampon ekleyin ve iyice karıştırmak için birkaç saniye boyunca vorteks yapın.
8. Reaksiyonu başlatmak için her bir oyuğa 100 μL enzim karışımı preparatı ekleyin.
9. Plakayı bir kapak tabakası ile kapatın ve reaktifleri karıştırmak için plakaya hafifçe dokunun.
10. Plakayı 10 dakika boyunca 37 ° C'de bir inkübatöre yerleştirin. Yüksek glikozlu şişeler hemen menekşe rengine dönmeye başlar.
11. 10 dakika sonra, kapağı çıkarın ve bir plaka okuyucu kullanarak absorbansı 500-520 nm'de ölçün.
12. BOS numunelerindeki glikoz konsantrasyonunu, değerlerini standart eğriden interpolasyona tabi tutarak hesaplayın.

6. Kan şekeri tahlili

1. Bir tıraş bıçağı kullanarak fare kuyruğuna küçük bir yanal çentik yapın ve manuel talimatlara göre kan şekerini bir glukometre ile ölçmek için bir damla kan kullanın.

Sonuçlar

Erkek farelere, aCSF veya% 50'lik bir glikoz çözeltisini lateral ventriküllerine kronik olarak infüze etmek için ozmotik bir mini pompaya monte edilmiş bir kanül (Şekil 1) implante edildi (Şekil 2). BOS, bu prosedürün etkinliğini doğrulamak için ameliyattan 10 gün sonra toplandı (Şekil 3). Sonuçlar, aCSF ile aşılanmış farelerde% 50 glikoz ile aşılanmış farelerde BOS glikoz seviyelerinde (ortalama: 56.5 mg /...

Tartışmalar

Bu makalede, lateral ventriküle implante edilen bir kanüle bağlı ozmotik minipompalar kullanılarak farelerde BOS glukozunu arttırmak için ayrıntılı bir protokol bildirilmiştir. Bu prosedürle fare beyninde glukozun kronik infüzyonu, uzun süreli hiperglikorerazinin biliş, sistemik glukoz metabolizması ve enerji dengesi üzerindeki etkilerini tanımlamada ve diyabet komplikasyonlarının patogenezini daha iyi anlamada yararlı olacaktır.

Kronik diyabet, beyin ve çevre organları...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.22 µm syringe filter	Membrane solutions	SFPES030022S
1 mL sterile Syringe (Luer-lok tip)	BD	309628
1 mL TB syringe	BD	309659
100 mL Glass beaker	Fisher	N/a
100% Ethanol (Koptec)	DLI	UN170	Use 70% dilution to clean the surgery area
50 mL conical tube	Fisher	N/A
Allignment indicator	KOPF	1905
Alzet brain infusion kit	DURECT	Kit # 3; 0008851	Cut tubing in the kit to 1 inch length
Alzet osmotic pump	DURECT	2004	Flow rate 0.25 µL/h
Anesthesia system	Kent Scientific	SomnoSuite
Betadine solution	Avrio Health	N/A
CaCl2 . 2H2O	Fisher	C79-500
Cannula holder	KOPF	1966
Centering scope	KOPF	1915
Dental Cement Liquid	Lang Dental	REF1404
Dental cement Powder	Lang Dental	REF1220-C
D-glucose	Sigma	G8270
Electric drill	KOPF	1911	While drilling a hole avoid rupturing dura mater
Eye lubricant (Optixcare)	CLC Medica	N/A
Glass Bead sterilizer (Germinator 500)	VWR	101326-488	Place instruments in sterile water to let them cool before surgery
Glucose Assay Kit	Cayman chemical	10009582
H2O2	Sigma	H1009-500ml	Apply 3% H2O2 on skull surface to make the cranial sutures visible.
Hair Clipper	WAHL	N/A
heating pad	Heatpax	19520483
Hemostat	N/A	N/A
Isoflurane (Fluriso)	Zoetis	NDC1385-046-60
KCl	VWR	0395-500g
Magnetic stand	WPI	M1
Magnifying desk lamp	Brightech	LightView Pro Flex 2
Metal Spatula	N/A	N/A
MgCl2 . 6H2O	Fisher	BP214-500
Micromanipulator (Right handed)	WPI	M3301R
Micromanipulator with digital display	KOPF	1940
Na2HPO4 . 7H2O	Fisher	S373-500
NaCl	Sigma	S7653-5Kg
NaH2PO4 . H2O	Fisher	S369-500
Neosporin	Johnson & Johnson	N/A	Apply topical oinment to prevent infection
Parafilm	Bemis	DM-999
Rimadyl (Carprofen) 50mg/ml	Zoetis	N/A	5 mg/kg, subcutaneous, for analgesia
Scalpel	N/A	N/A
Stereotaxic allignment system	KOPF	1900
Sterile 27 gauge needle	BD	305109
Sterile cotton tip applicators (Solon)	AMD Medicom	56200
Sterile nylon sutures (5.0)	Oasis	MV-661	Use non-absorable suture for closing the wound
Sterile sharp scissors	N/A	N/A
Sterile surgical blades	VWR	55411-050
Surgical gloves (Nitrile)	Ammex	N/A	Change gloves if there is suspision of contamination
Tray	N/A	N/A