1. Nekropsi Hazırlık <ol><li> Herhangi bir brüt postmortem muayene (brüt nekropsi) önemli parçalarından hayvan tarih ve bulguların açıklama. </li><li> Histopatoloji slaytlar okuma veteriner patolog hayvan gördük ve arka plan bilgileri için size güveniyor. </li><li> Hayvan euthanize önce ne gördüğünüzü tam olarak açıklayınız. Örneğin, &quot;dişi fare, kafese beş C57BL/6N; baş sağa doğru eğik&quot; veya &quot;kahverengi erkek sıçan suşu bilinmeyen; kuyruk yakın sirti yamali saç dökülmesi var, hayvan kaşıma. head &quot;. </li><li> Net, açıklayıcı, nesnel bir dil kullanın. &quot;Ilımlı&quot;, &quot;hafif&quot; ve &quot;ciddi&quot; olarak Modifiers düzeyleri arasındaki kesilecek bölgenin sınırları eğer yararlı olabilir. Yiyecek ya da ev eşyaları açısından nitelendiren şeyler genellikle tavsiye edilmez. </li><li> Hayvanlar, bulgular veya organların Tartı ve ölçüm genellikle yararlıdır. Bir &quot;büyük dalak&quot; başka bir gözlemci için normal dalak olabilir. Dalak 3cm x 1.5cm daha objektif bilgi sağlar tedbirler olduğunu söyledi. </li><li> Photodocumentation çok değerli olabilir. </li><li> Ilgili tüm iş sağlığı ve canlı hayvanlar, potansiyel olarak bulaşıcı karkasların veya formalin gibi kimyasal maddeler ile çalışmak için gerekli kişisel koruyucu ekipmanlar dikkat edin. </li></ol> 2. Brüt postmortem konumu ve kalp muayenesi, akciğer, karaciğer, böbrekler, dalak <ol><li> Hayvanın ötenazi için önce gerekli malzemeleri toplayın. Minimal, bu bir diseksiyon tahtası ya da benzer bir çalışma yüzeyi, forseps, makas, konteynırlar için etiket, fiksatif ve herhangi bir medya ya da toplama tüpleri / potansiyel gerekli olabilir bardak içermelidir. </li><li> Kısaca durum, davranış, ve hayvan hareketi değerlendirir. Solunum kalıpları (örneğin, hızlı, sığ) yanı sıra ayaktan yeteneği ve yürüme (örneğin, topallama, çizerek, titreme) dikkat edin ve kaydedin. </li><li> AVMA ilkelerine her zaman bağlı kalarak, kurumda standart prosedürlere göre hayvan Euthanize. </li><li> Deri ve tüy anormallikleri, zayıflama, veya dehidrasyon için hayvanın vücut kondisyonu değerlendirin. Herhangi bir yapay manipülasyonlar, implantlar veya cerrahi yara not edin. </li><li> Tüm dış deliklerini (kulaklar, gözler, burun, anüs, genital açıklıklar ve oral kavite) inceleyin. Diseksiyon kapsamı kullanımı daha yakın gözlem için tavsiye edilir. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yatırın. </li><li> Makaslar kullanılarak, cilt yansıtan ve karın duvarı incising, karın iç organları, tükürük ve klitoral / prepusyal bezleri ve servikal ve aksiller lenf düğümleri teşhir, cilt anüs çene ventrum tam uzunlukta insizyon. Sternumun üst akciğer lobları iyice incelemek için yeterince geniş bir alan açmak için, 2 göğüs kafesinin her iki tarafındaki yanal kadar keser, daha sonra üzerinden bir yaparak torasik organlar ortaya çıkarmak ve incelemek için göğüs kafesi kesin. </li><li> Kas-iskelet yapısı görünümünü inceleyin. </li><li> Anormallikleri bütün organları değerlendirin. Özellikle göğüs boşluğunda kalp ve akciğerler bulmak ve tanımlamak. Özellikle bulmak ve karın boşluğunda karaciğer, böbrekler ve dalak belirlemek. Not herhangi bir renk değişiklikleri, büyüklük farklılıkları, ve eksik veya mislocated organları. Yüzeylerin tutarlılık, herhangi bir ek doku (örneğin, kitleler), sıvı cepleri, ya da karın / torasik boşluklarında sıvı varlığında unutmayın. </li><li> Kalınlaşmış duvar, kitleler ve / veya kanama için özel bir dikkat göstererek, gastrointestinal içeriğini sistem, ya da içeriğini eksikliği dikkat edin. Herhangi bir anormallik parankim kontrol etmek için bir neşter veya ustura bıçağı ile böbrekler (orta hat-boyuna sol bölümünde, sağ-kesit, ancak off-center) İnsizyon. Mezenter lenf düğümleri ve / veya kitleler için kontrol edin. </li><li> Tıkanıklıkları, sıvı cepleri, kanama veya diğer anormallikleri arıyorsanız, ürogenital sistem inceleyin. </li></ol> 3. Postmortem toplama, kalp, karaciğer, böbrekler, ve dalak histopatoloji için <ol><li> (NBF) tamponlu formalin,% 10 nötr uygun bir miktar dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Dorsal yatma fare veya sıçan karkas temiz bir diseksiyon kurulu veya benzer çalışma yüzeyine yerleştirin ve doku ortaya çıkar. </li><li> Doku forseps ve makas kullanılarak karkas çıkarın. </li><li> Doku, yağ ve gereksiz bağ dokusu yakından kaldırmak için kesilmiş olmalıdır. Doku kan temiz olmalı, gerektiğinde durulama normal kullanım (veya fizyolojik) tuzlu su). Dokularda durulama için distile veya musluk suyu asla kullanmayın. </li><li> Doku% 10 NBF konteyner içine yerleştirin. </li></ol><ol><li> % 10 NBF uygun miktarda dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Trakea, kalp ve akciğerler Açığa. </li><li> Makas ve forseps kullanma ventral göğüs ve boyun bölgeleri örten deri ve kas çıkarın. </li><li> Makas ve forseps kullanma, göğüs kafesi, akciğer lobları iyice incelemek için yeterince geniş bir alan açmak için 2 göğüs kafesinin her iki tarafındaki yanal kadar keser, daha sonra üzerinde tek bir klavikula yakın yaparak kalp ve akciğerler açığa çıkarın. </li><li> Trakea üzerinde olanlar da dahil olmak üzere, sternum ve kaburga çene kadar uzanan boyun kasları kesip. </li><li> Makas, kaburga kafesinin ön kenar altında takın ve trakea üzerinde kemik bölümü kaldırmak için, her iki tarafta, 2 kesimler yapmak. </li><li> Forseps ile trakea çene yakın tutun ve forseps üzerine yerleştirilen makas ile trakea yoluyla tamamen kesmek </li><li> Tüm torasik dokular hafifçe kadar makas ile ventral doku bağlantıları kırpma, forseps kullanarak trakea yukarı römorkör (trakea, akciğerler, kalp, bu bazen &quot;koparmak&quot; denir) vücut çıkarıldı. </li><li> Akciğerlerin çalışma yüzeyinin düz yatırın. </li><li> Trakea çevresinde sıkı çekin özen dikiş materyali veya mutfak sicim gevşekçe bir parça bağlarlar. </li><li> Bir şırınga fiksatif ile doldurun ve trakea girmek için yeterince küçük bir iğne takılır. Fareler için 26 gauge iğne ile 1 ml veya 3 ml şırınga iyi çalışır. Sıçanlar için 18 gauge bir şırınga ile bir 5ml şırınga iyi çalışır. </li><li> Trakeanın ağzına iğne takın ve iğne çevreleyen trakea tutmak için forseps kullanabilir. Fiksatif ile ciğerlerine doldururken yavaş yavaş başlayın. </li><li> Akciğerleri tam şişirilmiş kadar doldurun. Aşırı ya da underinflate etmeyin. Fiksatif akciğerler tamamen şişirmek için gerekli miktarı, yaş, gerginlik ve hayvan sağlığı ile değişir. <ol><li> Aşırı-enflasyon sızan ve akciğer dokusunda köpük sıvı tarafından tespit edilir. </li><li> Underinflation, tüm alanlarda, düz ve dolu değil görünmesini akciğerler tarafından tespit edilmiştir. </li></ol></li><li> Trakea iğne çıkarın. </li><li> Dikiş materyali veya akciğerlerin fiksatif dışarı akışı önlemek için trakea çevreleyen dize sıkın. </li><li> Doku oranı yaklaşık 20:01 fiksatif kullanarak şişirilmiş akciğerler fiksatif içine yerleştirin. </li></ol> 5. Beynin postmortem toplama <ol><li> % 10 NBF uygun miktarda dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Temiz bir diseksiyon tahtası ya da benzer bir çalışma yüzeyine ventral yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Makas ve forseps kullanma, calvaria örten deri ve kas çıkarın. </li><li> Makaslar kullanılarak karkas tamamen baş kaldırmak. </li><li> , Küçük makas, foramen magnum, kafatası spinal kanal içine açılır açılış alt bıçağının kullanılması ve muhafaza makas ipuçları yukarı çekti, doğrudan ve calvaria orta hat üzerinden kesme başlar. </li><li> Forseps kullanarak, beynin maruz calvaria her iki yarısı da geri yansıtır. 1. Mümkün olduğunda, kafatası ise hala fiksatif içine maruz kalan bir beyin. Bu doku, gerekirse kafatası kaldırılması için önce firma olmayı sağlayacaktır. Birçok patologlar bölümlerde ise hala beyin kafatasının kesilmiş olduğunu tercih ediyor. </li><li> Bu yerçekimi doku kafatası düşmesine yardımcı olacak, böylece kafatası hafifçe çevirin. </li><li> Kavisli bir forseps kullanarak, dikkatli bir şekilde, beyin kapsamında ve beyincik doğru hareket eden, beynin dış kenarı boyunca ve koku alma lobları başlayan beyin altında forseps slayt. Yavaşça kafatası düşen beyin inhibe forseps herhangi bir bağ dokusu veya sinirlerin tutam. </li><li> Fiksatif için bir doku yaklaşık 20:01 oranını kullanarak beyin fiksatif içine yerleştirin. </li></ol> 6. Postmortem toplama mezenterik lenf düğümleri (MLN) <ol><li> PCR analizi için doku toplama aseptik teknik kullanılarak yapılmalıdır. Alev, sterilize otoklav veya eşdeğer steril aletlerin kullanılması gerekir. </li><li> Steril Eppendorf tüpleri ve steril makas ve forseps birleştirin. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Steril makas ve forseps kullanarak göğüs kafesi tabanı, genital bölgede ventral karın duvarı insizyonHem cilt ve kas kaldırma ve bağırsaklarda ortaya. </li><li> MLN çekum hemen bitişiğinde, kolon boyunca mezenterik doku karın boşluğuna bulunmaktadır. </li><li> MLN bulmak için, öncelikle, büyük bağırsak, virgül şeklinde bölümünde çekum bulun. Kolon, çekum uzanan ve genellikle fekal pelet varlığı tespit edilebilir. MLN çekum komşu kolon boyunca mezenter bulunmaktadır. Beyaz mezenterik doku doku sarı, oval veya küresel küçük yumru olarak tanımlanır ve genellikle etrafındaki mezenter ve yağ dokusu daha biraz daha kalın ve sıkı olabilir. Yönlendirme için gerekli anatomi ders kitapları kullanın. </li><li> Aseptik teknik ve steril aletler kullanarak tanımlayıcı bilgiler etiketli bir Eppendorf tüp içine MLN ve yer çıkarın. </li></ol> 7. Postmortem toplama solunum aspirat <ol><li> Gerekli malzemeleri birleştirin - steril pipet, steril makas ve forseps, steril solüsyonların kullanımı, solunum yolu ile yıkanmalıdır ve temiz bir diseksiyon kurulu veya benzer bir çalışma yüzeyi. </li><li> Kesme tahtası üzerinde sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yatırın. </li><li> Sıçanlarda bronşiyal aspirat, trakea yoluyla solunum yolu erişebilirsiniz. Trakea yoluyla veya nazofarengeal meatus yoluyla sıçan, erişim, burun aspirat. Farelerde bronş ya da burun aspiratlar, nazofarengeal meatus yoluyla solunum yolu erişebilirsiniz. </li><li> Nazal ve bronşial aspiratlar gerekmesi durumunda, ilk olarak bronşiyal aspirat gerçekleştirin. Burun aspirat yeni bir steril pipet kullanarak gerçekleştirin. </li><li> Trakeal erişim (sıçanlar için önerilen yöntem): <ol><li> Deri, derialtı dokularda açığa servikal bölgede uzak yansıtmaktadır. </li><li> Tükürük bezleri ve servikal trakea maruz kas çıkarın. </li><li> Lümen erişimine izin vermek için steril aletler kullanarak, trakea insizyon. Toplama boyunca asepsi (adım 7.7) koruyun. </li></ol></li><li> Nazofaringeal meatus erişimi (burun aspirat ve bronş aspirat, trakea küçük boyutu nedeniyle fareler için önerilen yöntem): <ol><li> Bu prosedür, burun aspirat ve bronş aspiratı her ikisi için de yapılabilir. </li><li> Alev sterilize veya otoklava aletleri kullanarak, temporomandibular eklem (çene) sever ve maksillanın uzak mandibula yansıtacak, nazofarengeal meatus açığa. Toplama boyunca asepsi (adım 7.7) koruyun. </li></ol></li><li> Örnekleme sıvı yaklaşık 1ml steril bir pipet içine çizin. Bu normal tuzlu su, fosfat tamponlu salin ya da Triptikaz Soya suyu. (Toplama aspirat göre, 7.8 veya 7.9 adıma gidin.) </li><li> Bronş aspirat: 1. Aseptik kaudal yönettiği, trakeal lümen içine pipet yerleştirin ve yavaş yavaş, bronş ve akciğer içine örnekleme sıvısı enjekte. Pipet, bronşlar ve akciğerlerden örnekleme sıvı çekiniz ve trakea pipet kaldırmak. Tüm sıvı pipet içine dönecektir. Daha fazla sıvı test için ihtiyaç duyulması halinde tekrarlayın. </li><li> Burun aspirat: <ol><li> Aseptik nazofarengeal meatus (fare) veya cranially yönettiği trakeal lümen (sıçan), pipet yerleştirin ve yavaş yavaş, burun boşluğuna örnekleme sıvı enjekte. </li><li> Nazal kavite, pipet ile, ya da zorla, burun orifis (burun) ya da saydam bir ağız damak görünür sıvı olarak menisküs şekillendirme olarak görülen boşluğu, içine sıvı gözlem nazal damak temas ile varılan olduğundan emin olun. Ağız yoluyla sıvı çıkmadan görülmemelidir. Eğer öyleyse, yeniden yönlendirmek pipet. </li><li> Pipet içine nazal kavite örnekleme sıvı çekiniz ve meatus veya trakea pipet kaldırmak. </li></ol></li><li> Test için uygun ortam veya konteyner aseptik örnek aktarın. </li></ol> 8. Temsilcisi sonuçları <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 fare Abdominal ve torasik organlar. Bu organlar, bir hayvan ilk açıldığında (organların hiçbiri, karın boşluğunda da mevcut diğer organların açığa taşındı) tipik olarak görülebilir.) Timus, b) kalp, c) akciğer, d) diyafram, e ) karaciğer , f) küçük bağırsak, g) çekum, h) mesane. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 fare abdominal ve retroperitoneal organlar. Bağırsak ve karaciğer kaldırdı ve (veya kaldırılabilir) taşınır varsa, bu organların ca, kolon azalan, mide n görülmektedir. a) karaciğer (referans için), b) bağırsak (referans için), c), d) dalak, e) böbrekler, f), g) rahim. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3. Erkek üreme organları. Bu, daha büyük, cinsel olarak olgun erkeklerde daha büyük olabilir.) Seminal veziküller ve pıhtılaştırma bezleri, b) testis (fare ve sıçanlarda açık kalır kasık yüzük, karın boşluğu ile skrotum içine itti), c) mesane, d) prepusyal bezleri, e) epididim. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4 Kadın üreme organları) olmayan gravid rahim (fareler ve sıçanlar bir bicornuat rahim) b), yumurtalık yağ yastığı, c gömülü yumurtalık), mesane, d) klitoral bezleri (erkek prepusyal bezleri benzer) .

<ol>
	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Yazarlar, bu hizmetlerin ticari sunulmaktadır Charles River laboratuvar kemirgen teşhis laboratuvarı, tüm çalışanları vardır.

Veri toplama bir çalışmanın sonunda hayvanların postmortem muayene gerekebilir. Görülen şeyin iyi tanımlamak ve tüm dokularda incelemek unutmayın. Bu prosedürler, öncelikle nekropsi ve örnek toplama bulaşıcı hastalık gözetim için optimize etmek için tasarlanmıştır, ama en kolay prosedürleri belki de yalnızca bir alt kümesini istihdam olacağı hastalık şüphesi olayları ya da salgınlar odaklı araştırmalara uyarlanmıştır. Prosedürlerin çoğu aynı zamanda daha yaygın bir sonraki an...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reaktif adı </th><th> Şirket </th><th> Katalog numarası </th><th> Yorumlar </th></tr><tr><td> Kesim tahta </td><td> Thermo Electron Corp Kedi # 36.114 </td><td> Kedi # 36.114 </td><td></td></tr><tr><td> Küçük makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm bıçakları, 3.5 &quot;uzunluk, düz </td></tr><tr><td> Orta makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Büyük makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Forseps-Eğri </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, tırtıklı, hafif eğri </td></tr><tr><td> Forseps-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Forseps-Doku Forseps </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8160 </td><td> Sıçan diş </td></tr><tr><td> Alev sterilizatör </td><td> Oxford Laboratuvar Ürünleri </td><td> Bacti-ölü yakma fırını # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Skalpel </td><td> Kanser Diagnostics, Inc. </td><td> Parmak Neşter # 60 # FS0060, Kedi </td><td></td></tr><tr><td> Pipetler </td><td> VWR </td><td> Pasteur pipetleyin 5 3 / 4 &quot;, Kedi # 14.672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Otoklav çanta </td><td> Uygun Üretim Şirketi </td><td> Sterilizatör Çanta Kağıt Torbalar Kedi # 021.002 (3.100.923) E09110 </td><td> Pasteur pipetler için </td></tr><tr><td> Pipet ampul </td><td> VWR </td><td> Kedi # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tüpleri </td><td> Sarstedt </td><td> SafeSeal mikrotüp 2mL, Ref No: 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tüpleri </td><td> Argos </td><td> 5ml mikrotüp Cat # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Şırınga </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309.602 3 ml-10 ml 300.910 5ml-309.603 Kedi # 309.604 20ml Kedi # 309.661 </td><td></td></tr><tr><td> Iğneler </td><td> BD </td><td> 26g-309.625 18G-305.195 </td><td></td></tr><tr><td> Nötr formalin solüsyonu </td><td> VWR </td><td> 20L% 10 NBF, Kedi # 16.004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Tuzlu </td><td> ThermoScientific </td><td> Önbellekli Kan Bankası Tuzlu, Kedi # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Triptikaz soya broth </td><td> Becton Dickenson </td><td> TSB: Susuz, Kedi # 211.825 </td><td></td></tr><tr><td> Fosfat tamponlu salin </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Tampon, Kedi # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Formalin bardak </td><td> VWR </td><td> 4oz Kedi # 36.318-852 8oz Cat # 36.318-860 16oz Cat # 36.318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Büyük formalin bardak </td><td> Oakridge Ürünler </td><td> 32oz konteyner Kedi # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Ekstra büyük formalin fincan </td><td> VWR </td><td> HDPE Çok Amaçlı 160oz konteyner Cat # 89.038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Dikiş materyali </td><td> Henry Schein </td><td> Örgülü ipek cerrahi dikiş, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> Fare akciğer enflasyon için </td></tr><tr><td> Sicim </td><td> Staples </td><td> Kedi # Qua-46.173 </td><td> Sıçan akciğer enflasyon </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Teşhis veya bir hayvan koloni enfeksiyöz ajanlar keşfetmek yardımcı olmak amacıyla bir ötenazi hayvan toplanan olabilir birden fazla örnek türleri vardır. , Daha fazla histolojik işlem için dokuların doğru toplanması, test sonuçlarının kalitesini etkileyebilir. Bu makale, kalp kimlik, karaciğer, akciğerler, böbrekler, dalak, yanı sıra bu organların nasıl toplamak da dahil olmak üzere temel bir brüt muayene davranış açıklanmıştır. Ayrıca dört daha zor doku / numune toplama teknikleri gösterilmektedir. Doku doku içinde sırayla düzgün bir şekilde düzeltmek için ayrıntılı bir histolojik değerlendirme ve etkinleştirmek için bir fiksatif ile şişirilmiş olması gerekir gibi Akciğer toplama ve perfüzyon özellikle zor olabilir. Bu makale, fiksatif ile akciğer dokusunun en iyi fiksasyon 24 saat içinde ulaşmak için kaldırmak ve şişirmek için adım adım tekniği ile göstermektedir. Beyin dokusu yumuşak ve kolayca zarar toplama benzer zor olabilir. Bu makale, minimal doku hasarı ile kafatası beyin ortaya çıkarmak ve kaldırmak için adım adım tekniği ile göstermektedir. Mezenterik lenf nodu Enterik virüsler lenf nodu onlar dışkı döken daha uzun süre devam ettiği çok yaygın bulaşıcı ajanların algılamak için iyi bir örnek türüdür. Bu makale, bulma ve aseptik mezenterik lenf nodu kaldırılması için adım adım prosedürü göstermektedir. Son olarak, solunum yolu enfeksiyon ajanlarının belirlenmesi, burun ve / veya bronşiyal nekropsi az sıvı alınması aspiratlarda bakteriyel kültür veya PCR testi yapılabilir. Bu prosedür, solunum aspirat örneği almak ve bakteriyel kültür ve PCR testi için hazırlanıyor açıklamaktadır.

Watch this Scientific Journal Video about Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice at JoVE.com

Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Bu makale, bir fare veya sıçan bir temel postmortem muayene yapılması için usul ve toplama temel organlarının yanı sıra, histolojik, mikrobiyolojik ve PCR değerlendirilmesi için daha zorlu örnek türleri açıklanmaktadır.

Tanı Otopsi ve Sıçanlar ve Fareler Seçilmiş Doku ve Örnek Toplama

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

diagnostic-necropsy-selected-tissue-sample-collection-rats

Research

JoVE Journal

Biology

74.0K Görüntüleme.  Charles River. Bu makale, bir fare veya sıçan bir temel postmortem muayene yapılması için usul ve toplama temel organlarının yanı sıra, histolojik, mikrobiyolojik ve PCR değerlendirilmesi için daha zorlu örnek türleri açıklanmaktadır.

Video: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

Using Micro-Electro-Mechanical Systems MEMS to Develop Diagnostic Tools

Teşhis Araçları Geliştirmek İçin Mikro-Elektro-Mekanik Sistemler (MEMS)

Biyoloji

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Manuel Tutucu ve Fare ve Sıçanlarda Ortak Bileşik İdaresi Rotalar

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Germ Hücre Nakli ve Testis Dokusu Farelerde Xenografting

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&amp;#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Sıçan ve Farelerde Ovariektomi ve 17β-östradiol Değiştirme: Görsel Gösteri

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Formalin gelen Proteomic Numune Hazırlama parafin blok doku Sabit ve

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk Collection Methods for Mice and Reeves&#039; Muntjac Deer

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Fareler ve Reeves &#39;munçağı Deer için Süt Toplama Yöntemleri

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

Doğum sonrası Farelerde İşitsel Bulla diseksiyonu: Orta Kulak Kemikler ve histolojik analiz izolasyonu

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Cystometric ve dış üretral sfinkter ölçümleri implant kateter ve tekrarlanan ölçülerini izin elektrotları ile uyanık Sıçanlarda

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Determination of Reproductive Competence by Confirming Pubertal Onset and Performing a Fertility Assay in Mice and Rats

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also termed the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. The reproductive axis is a key integrator of environmental and internal input adapting fertility to favorable conditions for reproduction. Prior to embarking upon a fertility study in mice and rats, sexual maturity is evaluated to exclude the possibility that the observed reproductive phenotypes are caused by delayed or absent pubertal onset. This protocol describes a non-invasive approach to assess pubertal onset in males through the determination of preputial separation, and in females through vaginal opening and first estrus. After the confirmation of the completion of puberty and the achievement of sexual maturity, a fertility study can be initiated. The procedure describes the optimal breeding conditions for mice and rats, how to set up a fertility study, and what parameters to evaluate and determine if the treatment or gene deletion has an impact on fertility.

Many treatments and genetic mutations impact the timing of sexual maturity and fertility. This protocol describes a non-invasive method to evaluate pubertal onset in mice and rats prior to setting up a fertility study in sexually mature animals.

Pubertal başlangıçlı teyit ve doğurganlık tahlil fare ve sıçanlar üreme yetkinlik belirlenmesi

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also ...

Tissue Collection of Bats for -Omics Analyses and Primary Cell Culture

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of these methods to non-model organisms. A series of protocols to optimize tissue collection from bats has been developed for a series of high-throughput sequencing approaches. Outlined here are protocols for the capture of bats, desired demographics to be collected for each bat, and optimized methods to minimize stress on a bat during tissue collection. Specifically outlined are methods for collecting and treating tissue to obtain (i) DNA for high molecular weight genomic analyses, (ii) RNA for tissue-specific transcriptomes, and (iii) proteins for proteomic-level analyses. Lastly, also outlined is a method to avoid lethal sampling by creating viable primary cell cultures from wing clips. A central motivation of these methods is to maximize the amount of potential molecular and morphological data for each bat and suggest optimal ways to preserve tissues so they retain their value as new methods develop in the future. This standardization has become particularly important as initiatives to sequence chromosome-level, error-free genomes of species across the world have emerged, in which multiple scientific parties are spearheading the sequencing of different taxonomic groups. The protocols outlined herein define the ideal tissue collection and tissue preservation methods for Bat1K, the consortium that is sequencing the genomes of every species of bat.

This is a protocol for the optimal tissue preparation for genomic, transcriptomic, and proteomic analyses of bats caught in the wild. It includes protocols for bat capture and dissection, tissue preservation, and cell culturing of bat tissue.

-Omics Analizleri ve Birincil Hücre Kültürü için Yarasaların Doku Toplama

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of ...