Finansman NIH MH-64.611 ve NARSAD Genç Araştırmacı Ödülü verilmiştir. Yazarlar ayrıca, teknik yardım için, Adam Beagley, Mark Dikopf, ve Ben Smith kabul etmek istiyorum.

SU-8 kalıp imalatı Yüksek Lisans hazırlık <ol><li> SU-8 ana silikon gofret substrat iki adımlı standart negatif karşı litografi süreci kullanılarak hazırlanmıştır. </li><li> Silikon gofret hizalama işaretleri bu yapıların yüksekliği gibi bir jilet kullanarak kaldırılır (gofret dış çevre boyunca yer) gerçek cihaz yapıları daha fazla. </li><li> Silikon gofret izopropil alkol ile temizlenmeli ve N 2 akışı kurutulur. En yüksek cihaz yapısı daha az bant kalınlığı ile yapılmış Destek ayağı gofret dört taraftan hizalama işaretlerini değiştirin. Not: destek ayağı yüksekliği en yüksek aygıt yapılardan daha fazla ise, delik PDMS kalıp oluşmuş değildir. </li><li> Ana silikon gofret oda sıcaklığında sıcak bir plaka üzerine yerleştirilir. </li></ol> PDMS çözüm hazırlığı <ol><li> Dört gram polidimetilsiloksan (PDMS) çözümü, 1 kısım sertleştirici ile 10 parça silikon elastomer iyice karıştırılarak hazırlanır. Not: iki çözüm PDMS kalıp boyunca benzer fiziksel özellikler elde etmek için düzgün karışık olduğunu emin olun. </li><li> PDMS çözüm karıştırma işlemi sırasında oluşturulan kabarcıklar, bir vakum desikatörde kullanarak kaldırılır. </li></ol> PDMS kaplama ve kür <ol><li> Kabarcık PDMS çözüm yavaş kabarcıkları dağıtım işlemi sırasında oluşturulan olmadığını emin olun SU-8 master üzerine sürülür. </li><li> Bir ucu yazma şeffaflık film sonra sıcak bir plaka üzerine yerleştirilir ve yavaş yavaş PDMS SU-8 master üzerine eşit olarak yaymak için PDMS çözüm yerleştirilir. Bu işlem sırasında oluşan kabarcıkları bir prob kullanılarak kaldırılması gerekir. [Not: daha fazla baloncuklar nesil önlemek için şeffaflık kaldırmayın.] </li><li> Bir borofloat levha üniform basınç uygulamak için saydamlık levha üstüne yerleştirilir. Şeffaflık ve dairesel SU-8 yüzey arasında sıkışmış minimal veya hiç PDMS olduğu gibi en yüksek dairesel yapıların (kanal uzunlukları ortasında bulunur ve kanalların genişliği boyunca merkezli) üst yüzeyi hafif basınç uygulanır yapılar. </li><li> Üç borofloat plaka daha önce üst yüzeyi dairesel açılma yapıları ve kür işlemi sırasında sabit basınç uygulamak için silikon yonga levha sandviç borofloat üstüne yerleştirilir. </li><li> Sonra sıcak plaka sıcaklığı 75 ° C ve PDMS bu sıcaklıkta 1 saat süreyle tedavi. Sıcak plakası 50 ° C&#39;lik bir sıcaklık getirdi. </li><li> Plaka kaldırılır ve şeffaflık hafifçe yüksek lisans ve üst kaplı ince PDMS levha geride bırakarak kaldırılır. </li></ol> Mikroakışkan cihaz İnşaatı PDMS sayfalık ana kaldırılması <ol><li> Perfüzyon odasının dış sınır SU-8 ana limanları ile perfüzyon odasının limanları hizaladıktan sonra bir jilet kullanarak PDMS kağıda oyulmuş. </li><li> PDMS sayfasına yavaşça PDMS yırtılmasını önlemek için kanalların uzunluğu boyunca çekerek, ana kaldırılır. PDMS levha, yukarı bakacak şekilde mikroakışkan ağ yüzeyi ile bir saydamlık kağıda yerleştirilir. </li><li> Giriş ve çıkış delikleri sonra bir mantar delici kullanılarak yapılır. </li></ol> PDMS levha cam lamel bağlanması <ol><li> PDMS levha (yüzey mikroakışkan ağ içeren) ve cam lamel yapışma yüzeyine yavaşça şeffaflık bir levha üzerine yerleştirilir, 3M seloteyip kullanılarak temizlenmeli ve nihayet O 2 plazma odasına yerleştirilir. </li><li> Yapıştırma yüzeyleri 10 sn için 165 Watt plazma ile tedavi edilir Cam lamel plazma tedavi yüzey PDMS sac plazma tedavi yüzey hemen yapıştırılır. Not: yapışma yüzeyleri arasında sıkışmış hava kabarcıkları cam yüzey üzerine hafif bir basınç uygulayın. </li><li> PDMS ve cam arasında iyi bir bağ elde etmek için 5 dakika izin ver. PDMS levha yapıştırma işlemi için yerleştirilmiş olduğu şeffaflık 5 dakika sonra yavaşça çıkarın. </li><li> Mikroakışkan cihaz kanalları hidrofilik yapmak için oksijen plazma sistemi yerleştirilir. 1 dakika için 165 Watt plazma tedavisi yapılır. </li></ol> Mikroakışkan cihaz ve perfüzyon odası Entegrasyonu Perfüzyon odasının hazırlanması <ol><li> Bir off-the-raf perfüzyon odası emredildi, giriş ve çıkış delikleri mikroakışkan cihaz ve oda gümrüklü, limanları ve cihaz odasının hizalanır ve böylece delinmiş. Perfüzyon odasının alt yüzeyinde P ile kaplıdırDMS odası ve mikroakışkan cihaz arasında sıkı bir sızdırmazlık elde etmek için. </li><li> Yazma şeffaflık sac oda sıcaklığında sıcak bir plaka üzerine yerleştirilir. </li><li> Bir gram PDMS çözümü, daha önce açıklanan benzer bir süreç içinde hazırlanır. Kabarcık PDMS çözüm daha sonra yavaş yavaş baloncuklar şeffaflık sayfasını kaçınarak nesil üzerine sürülür. </li><li> Perfüzyon odasının sonra PDMS çözüm yerleştirilir. </li><li> Borofloat levha, homojen basınç uygulayın ve PDMS, odanın alt yüzeyinde ince bir tabaka elde etmek için odasının üstüne yerleştirilir. </li><li> Sonra sıcak plaka sıcaklığı 75 ° C ve PDMS bu sıcaklıkta 1 saat süreyle tedavi. </li></ol> Mikroakışkan cihaz bağlanması ve perfüzyon odası <ol><li> Levha çıkartılır ve şeffaflık hafifçe perfüzyon odası ve onun alt yüzeyinde ince PDMS levha kaplamalı geride bırakarak kaldırılır. İstenmeyen PDMS erişim limanlarından PDMS çıkarılması için bir jilet ve sivri uçlu prob kullanılarak kaldırılır. </li><li> PDMS yüzey mikroakışkan cihaz ve odasının PDMS alt yüzeyinde yavaşça 3M bant kullanılarak temizlenebilir şeffaflık bir levha üzerine yerleştirilir ve nihayet oksijen plazma odasına yerleştirilir. </li><li> Yüzeyleri 10 sn için 165 Watt plazma ile tedavi edilir Odasının PDMS kaplı yüzey hemen mikroakışkan cihazın PDMS yüzeye yapıştırılır. Not: yapışma yüzeyleri arasında sıkışmış hava kabarcıkları cam yüzey üzerine hafif bir basınç uygulayın. </li><li> Hemen kullanmadan önce, cihaz kanal hidrofilik yapmak oksijen plazma sistemi yerleştirilir. 1 dakika için 165 Watt plazma tedavisi yapılır. </li></ol> Mikroakışkan cihaz kullanarak nörokimyasal mikroçevresinin beyin dilimleri merceğin <ol><li> (Mikroakışkan cihaz) hidrofilik mikro - (perfüzyon odasına) kombinasyonu standart ACSF (Yapay Beyin omurilik sıvısı) solüsyonu ile doldurulur. </li><li> Giriş limanlarında ACSF çözüm küçük damla koyun ve çözüm kanal içine kötülerin izin. Çıkış limanından bir şırınga kullanarak kalan herhangi bir kabarcıklarını çıkarın. Sıvıların girişinden mikroakışkan cihazın çıkış portlarına pasif pompalama izin çıkış limanında büyük bir düşüş ACSF çözüm koyun. Not: Bakım pasif pompalama yöntemi kullanarak sıvıların akışını sağlayacak kanalları tüm kabarcıkları alınmalıdır. </li><li> Fix (mikroakışkan cihaz) - (perfüzyon odasına) düz platformda açılan ve mikroskop adaptörü içine düz bir platform düzeltmek. </li><li> Standart giriş ve çıkış (emme) standart ACSF solüsyonu ile beyin dilim sürekli perfüzyon için perfüzyon odasının için boru bağlayın. ACSF çözümü sürekli olarak% 95 O2-% 5 CO 2 ile aspire edilir . Not: ACSF perfüzyon odasının banyosunda sabit bir düzeyde tutmak için emme boru konumunu ayarlayın . </li><li> Perfüzyon odasının ACSF çözümü ile doldurduktan sonra, bir damlalık kullanarak perfüzyon odasında bir beyin dilim koyun. Bir prob kullanarak, dairesel açıklıklar mikroakışkan cihaz üzerinde beyin dilim yerleştirin. Beyin dilim dairesel açıklıklar üzerinde istenilen pozisyona sonra beyin dilim hareketsiz bir dilim çapa kullanın. </li><li> Mikroakışkan aygıt şimdi sıvıların pompalanması pasif kullanarak çeşitli nörotransmitterlerin beyin dilimleri (perfüzyon odasında ve mikroakışkan ağ üstüne yerleştirilir) ortaya çıkarmak için kullanılabilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Blake, A. J., Pearce, T. M., Rao, N. S., Johnson, S. M., Williams, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+PDMS+microfluidic+chamber+for+controlling+brain+slice+microenvironment.">Multilayer PDMS microfluidic chamber for controlling brain slice microenvironment.</a> Lab on a Chip. 7, 842-849 (2007).</li><li>Walker, G. M., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+passive+pumping+method+for+microfluidic+devices.">A passive pumping method for microfluidic devices.</a> Lab on a Chip. 2, 131-134 (2002).</li></ol>

Yazarlar, farklı alanlarda biyoloji göstermiştir mikroakışkan teknoloji içeren işbirlikleri açıktır.

Mevcut macroscale veya microscale beyin dilim perfüzyon odaları nörotransmitterlerin beyin dilimleri maruz sağlar uzaysal çözünürlük açısından sınırlıdır. Burada gösterilen mikroakışkan cihaz teknolojisi basit bioMEMS teknikleri kullanarak bu sınırlama üstesinden gelir. Bu basitlik mikroakışkan cihazın imalat ve mevcut elektrofizyoloji kurulumları ile entegre kolaylığı göstermiştir cihaz teknolojisi yaygın uygulama izin vereceği tahmin edilmektedir. Daha önce mümkün olmayan ilginç deneyler mevcut mikroak...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>RC-26GPL</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0236</td>
<td>Low Profile Large Bath RC-26GLP Recording Chamber</td>
</tr>
<tr>
<td>SHD-26GH/10</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0253</td>
<td>Stainless steel slice hold-down for RC-26G, 1.0 mm thread spacing </td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS (polydimethylsiloxane)</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>Sylgard 184</td>
<td>Silicone Elastomer Kit</td>
</tr>
<tr>
<td>Plasma Preen-II 862</td>
<td>Tool</td>
<td>Plasmatic Systems, Inc.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Microwave plasma system</td>
</tr>
<tr>
<td>Model P-1</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0277</td>
<td>Series 20 Plain Platform, Model P-1</td>
</tr>
<tr>
<td>SA-NIK</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0291</td>
<td>Adapter for Nikon Diaphot/TE200/TE2000, SA-NIK</td>
</tr>
<tr>
<td>Oxygenated, heated ACSF (Artificial cerebro-spinal fluid)</td>
<td>Reagent</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Exact composition will vary with application</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

brain slice stimulation using a microfluidic network and standard perfusion chamber

Biz mevcut elektrofizyoloji kurulumları kolaylıkla entegre edilebilir bir iki düzey mikroakışkan cihazın imalat göstermiştir. Iki düzey mikroakışkan bir cihaz, iki adımlı standart litografi süreci 1 karşı negatif kullanılarak imal edilir. Ilk seviye her iki ucunda, giriş ve çıkış delikleri ile mikro içerir. Ikinci düzey, kanal uzunluğu ortasında bulunur ve kanal genişliği ile birlikte merkezli microscale yuvarlak delikler bulunur. Pasif pompalama yöntemi giriş limanından çıkış noktası 2 sıvıları pompalamak için kullanılır. Mikroakışkan cihaz off-the-raf perfüzyon odaları ile entegre ve elektrofizyoloji kurulum ile sorunsuz entegrasyon sağlar. Sıvıları yoluyla giriş çıkış portları doğru mikro port akış tanıtıldı ve aynı zamanda perfüzyon banyo içine mikro üstünde bulunan dairesel açıklıklar yoluyla kaçmak. Böylece perfüzyon odasının banyosuna yerleştirilir ve mikroakışkan cihaz üzerinde beyin dilim alt yüzeyi farklı nörotransmitterlerin maruz kalabilir. Mikroakışkan cihaz ve malzemelerin şeffaf doğası microscale kalınlığı [cam lamel ve PDMS (polidimetilsiloksan)] mikroakışkan cihaz beyin dilim mikroskopi izin yapmak için kullanılır. Mikroakışkan cihaz, beynin dilim mikroçevrelerde tanıtıldı kimyasal uyaranlara modülasyonu (hem mekansal ve zamansal) sağlar.

Watch this Scientific Journal Video about Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber at JoVE.com

Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

Biz farklı nörotransmitterlerin iyi kontrollü bir şekilde bir beyin dilim microscale yüzeyleri açığa çıkarmak için standart elektrofizyoloji kurulumları ile entegre edilebilir basit bir mikroakışkan cihaz imalatı göstermektedir.

Beyin Dilim Uyarım mikroakışkan Ağ ve Standart Perfüzyon Odası

We have demonstrated the fabrication of a two-level microfluidic device that can be easily integrated with existing electrophysiology setups. The ...

brain-slice-stimulation-using-microfluidic-network-standard-perfusion

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K Görüntüleme.  University of Illinois, Chicago. Biz farklı nörotransmitterlerin iyi kontrollü bir şekilde bir beyin dilim microscale yüzeyleri açığa çıkarmak için standart elektrofizyoloji kurulumları ile entegre edilebilir basit bir mikroakışkan cihaz imalatı göstermektedir.

Video: Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Nöron Soma ve Aksonlar compartmentalization mikroakışkan Aygıt Fabrikasyon

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Biyoloji

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

Mikroakışkan Aygıt compartmentalization E18 Kortikal Rat Nöronlar hazırlanması

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously ...

CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

CD4 + T-Lenfosit Yakalama HIV için Disposable mikroakışkan Chip

Cell Capture Using a Microfluidic Device

Hücre Yakalama mikroakışkan Cihaz Kullanımı

Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

Nöral Kök Hücre Motilite değerlendirilmesi Agaroz Jel tabanlı mikroakışkan Cihaz Kullanımı

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Trypsinizing and Subculturing Mammalian Cells

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in cell death. The first step in subculturing is to detach cells from the surface of the primary culture vessel by trypsinization or mechanical means. The resultant cell suspension is then subdivided, or reseeded, into fresh cultures. Secondary cultures are checked for growth and fed periodically, and may be subsequently subcultured to produce tertiary cultures. The time between passaging of cells varies with the cell line and depends on the growth rate.

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. This video will demonstrate a procedure for subculturing both adherent and suspension cells.

Memeli Hücreleri Trypsinizing ve alt kültüre

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in ...

The Microfluidic Probe: Operation and Use for Localized Surface Processing

Microfluidic devices allow assays to be performed using minute amounts of sample and have recently been used to control the microenvironment of cells. Microfluidics is commonly associated with closed microchannels which limit their use to samples that can be introduced, and cultured in the case of cells, within a confined volume. On the other hand, micropipetting system have been used to locally perfuse cells and surfaces, notably using push-pull setups where one pipette acts as source and the other one as sink, but the confinement of the flow is difficult in three dimensions. Furthermore, pipettes are fragile and difficult to position and hence are used in static configuration only. 
The microfluidic probe (MFP) circumvents the constraints imposed by the construction of closed microfluidic channels and instead of enclosing the sample into the microfluidic system, the microfluidic flow can be directly delivered onto the sample, and scanned across the sample, using the MFP. . The injection and aspiration openings are located within a few tens of micrometers of one another so that a microjet injected into the gap is confined by the hydrodynamic forces of the surrounding liquid and entirely aspirated back into the other opening. The microjet can be flushed across the substrate surface and provides a precise tool for localized deposition/delivery of reagents which can be used over large areas by scanning the probe across the surface. 
In this video we present the microfluidic probe1 (MFP). We explain in detail how to assemble the MFP, mount it atop an inverted microscope, and align it relative to the substrate surface, and finally show how to use it to process a substrate surface immersed in a buffer.

In this video we present the microfluidic probe1 (MFP). We explain in detail how to assemble the MFP, mount it atop an inverted microscope, and align it relative to the substrate surface, and finally show how to use it to process a substrate surface immersed in a buffer solution.

Mikroakışkan Probe: Çalışma ve Yerelleştirilmiş Yüzey İşleme için kullanın

Microfluidic devices allow assays to be performed using minute amounts of sample and have recently been used to control the microenvironment of cells. ...

Platelet Adhesion and Aggregation Under Flow using Microfluidic Flow Cells

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions. Extracellular proteins, collagen I or von Willebrand factor are deposited within the microfluidic channel using active perfusion with a pneumatic pump. The matrix proteins are then washed with buffer and blocked to prepare the microfluidic channel for platelet interactions. Whole blood labeled with fluorescent dye is perfused through the channel at various flow rates in order to achieve platelet activation and aggregation. Inhibitors of platelet aggregation can be added prior to the flow cell experiment to generate IC50 dose response data.

The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions.

Mikroakışkan Akış Hücreler kullanarak Akış altında Trombosit Yapışma ve toplama

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion ...

Mapping the After-effects of Theta Burst Stimulation on the Human Auditory Cortex with Functional Imaging

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent progress, the functional properties and lateralization of the human auditory cortex are far from being fully understood. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a non-invasive technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses, and represents a unique method of exploring plasticity and connectivity. It has only recently begun to be applied to understand auditory cortical function 2. 
An important issue in using TMS is that the physiological consequences of the stimulation are difficult to establish. Although many TMS studies make the implicit assumption that the area targeted by the coil is the area affected, this need not be the case, particularly for complex cognitive functions which depend on interactions across many brain regions 3. One solution to this problem is to combine TMS with functional Magnetic resonance imaging (fMRI). The idea here is that fMRI will provide an index of changes in brain activity associated with TMS. Thus, fMRI would give an independent means of assessing which areas are affected by TMS and how they are modulated 4. In addition, fMRI allows the assessment of functional connectivity, which represents a measure of the temporal coupling between distant regions. It can thus be useful not only to measure the net activity modulation induced by TMS in given locations, but also the degree to which the network properties are affected by TMS, via any observed changes in functional connectivity.
Different approaches exist to combine TMS and functional imaging according to the temporal order of the methods. Functional MRI can be applied before, during, after, or both before and after TMS. Recently, some studies interleaved TMS and fMRI in order to provide online mapping of the functional changes induced by TMS 5-7. However, this online combination has many technical problems, including the static artifacts resulting from the presence of the TMS coil in the scanner room, or the effects of TMS pulses on the process of MR image formation. But more importantly, the loud acoustic noise induced by TMS (increased compared with standard use because of the resonance of the scanner bore) and the increased TMS coil vibrations (caused by the strong mechanical forces due to the static magnetic field of the MR scanner) constitute a crucial problem when studying auditory processing. 
This is one reason why fMRI was carried out before and after TMS in the present study. Similar approaches have been used to target the motor cortex 8,9, premotor cortex 10, primary somatosensory cortex 11,12 and language-related areas 13, but so far no combined TMS-fMRI study has investigated the auditory cortex. The purpose of this article is to provide details concerning the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools to investigate auditory processing. 
Previously we showed that repetitive TMS (rTMS) at high and low frequencies (resp. 10 Hz and 1 Hz) applied over the auditory cortex modulated response time (RT) in a melody discrimination task 2. We also showed that RT modulation was correlated with functional connectivity in the auditory network assessed using fMRI: the higher the functional connectivity between left and right auditory cortices during task performance, the higher the facilitatory effect (i.e. decreased RT) observed with rTMS. However those findings were mainly correlational, as fMRI was performed before rTMS. Here, fMRI was carried out before and immediately after TMS to provide direct measures of the functional organization of the auditory cortex, and more specifically of the plastic reorganization of the auditory neural network occurring after the neural intervention provided by TMS. 
Combined fMRI and TMS applied over the auditory cortex should enable a better understanding of brain mechanisms of auditory processing, providing physiological information about functional effects of TMS. This knowledge could be useful for many cognitive neuroscience applications, as well as for optimizing therapeutic applications of TMS, particularly in auditory-related disorders.

Auditory processing is the basis of speech and music-related processing. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) has been used successfully to study cognitive, sensory and motor systems but has rarely been applied to audition. Here we investigated TMS combined with functional Magnetic Resonance Imaging to understand the functional organization of auditory cortex.

Theta sonrası etkileri Haritalama Fonksiyonel Görüntüleme ile İnsan İşitsel korteks üzerine Stimülasyon Burst

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent ...

Mechanical Stimulation of Chondrocyte-agarose Hydrogels

Articular cartilage suffers from a limited repair capacity when damaged by mechanical insult or degraded by disease, such as osteoarthritis. To remedy this deficiency, several medical interventions have been developed. One such method is to resurface the damaged area with tissue-engineered cartilage; however, the engineered tissue typically lacks the biochemical properties and durability of native cartilage, questioning its long-term survivability. This limits the application of cartilage tissue engineering to the repair of small focal defects, relying on the surrounding tissue to protect the implanted material. To improve the properties of the developed tissue, mechanical stimulation is a popular method utilized to enhance the synthesis of cartilaginous extracellular matrix as well as the resultant mechanical properties of the engineered tissue. Mechanical stimulation applies forces to the tissue constructs analogous to those experienced in vivo. This is based on the premise that the mechanical environment, in part, regulates the development and maintenance of native tissue1,2. The most commonly applied form of mechanical stimulation in cartilage tissue engineering is dynamic compression at physiologic strains of approximately 5-20% at a frequency of 1 Hz1,3. Several studies have investigated the effects of dynamic compression and have shown it to have a positive effect on chondrocyte metabolism and biosynthesis, ultimately affecting the functional properties of the developed tissue4-8. In this paper, we illustrate the method to mechanically stimulate chondrocyte-agarose hydrogel constructs under dynamic compression and analyze changes in biosynthesis through biochemical and radioisotope assays. This method can also be readily modified to assess any potentially induced changes in cellular response as a result of mechanical stimuli.

The biosynthesis of cartilaginous extracellular matrix by chondrocytes can be affected by application of mechanical stimuli. This method describes the technique of applying dynamic compressive strains to chondrocytes encapsulated in 3D constructs and the evaluation of induced changes in chondrocyte metabolism.

Kondrosit-agaroz Hidrojeller mekanik stimülasyonu

Articular cartilage suffers from a limited repair capacity when damaged by mechanical insult or degraded by disease, such as osteoarthritis. To remedy ...