Biz kafa plaka tasarımı için Dr Maiken Nedergaard (Rochester Üniversitesi Tıp Fakültesi) teşekkür ederim. Iş SD (R01DA026325 ve P30AI078498 ve KK (DANA vakıf Beyin ve Immunoimaging programı, Amerikan Kalp Derneği 0635595T ve ALS Derneği [# 1112)] için vakıf bursları) ile NIH tarafından desteklenen ödül olmuştur.

1. Görüntüleme için hayvan hazırlanması Not: Biz yetişkin C57BL fare kullanın. Farklı transgenik suşları araştırma sorusu bağlı olarak kullanılabilir. Mikrovasküler cerrahi ve pulse oksimetre beyaz kürk fareler (örneğin FVB suşu) de kolaylaşır. <ol><li> Tezgahında cerrahi sitesi hazırlayın. Tüm cerrahi aletler% 70 etanol ile otoklav veya dezenfekte edilmesi gerekir. </li><li> Bir rektal prob takın ve sürekli işlem boyunca hayvanın vücut ısısını ölçmek </li><li> Başlangıçta% 5 izofluran kullanılarak, fare uyuşturmak. 15-30 s, hayvan hareket değilken, bir ısıtma yastığı (37 ° C) üzerine yerleştirin ve izofluran% 1.3-1.5) içeren havanın sürekli teslim için bir yüz maskesi uygulayın. Hayvan bir ağrı uyaran (örneğin kuyruk tutam) yanıt vermiyor emin olun. </li><li> Kuru havaya maruz kalmayı önlemek için, farenin gözleri kapatmak için yapay gözyaşı jeli kullanın. </li><li> Bir elektrik ustura kullanarak, saç f kaldırmakrom baş ve hem de uyluk. 2 dakika uyluk saç çıkartıcı (örneğin Nair) uygulayın ve ardından kalan saç kaldırmak için dikkatlice silin. Bu, uyluk oksimetri için kullanılacaktır. </li><li> Bir 10% povidon-iyot solüsyonu ve% 70 etanol ile kafa derisi dezenfekte. </li></ol> 2. Açık kafatası kafatası pencere hazırlanması <ol><li> Kafatasına kaudal 5 mm başlayarak, makasla saçlı bir kesi yapmak ve bir santimetre ilerlemek. Kafatası açığa taraf için cilt taşıyın. </li><li> Kafatasının üst membranlar kaldırmak için kafatasının üst% 10 demir klorür çözümü uygulayın. Fazla solüsyonun dindiriniz ve 45 ° açı # 5 cımbız ile uzak membranlar kazıyın. Bu baş plakası güvenli bir şekilde (adımları # 4-6) kafatası eklenebilir sağlamak amacıyla, dikkatle sitesi hazırlamak için önemlidir. </li><li> Bir diseksiyon mikroskobu kullanarak, ilgi alanlarını belirlemek. Kraniyal sütürler kaçınılmalıdır unutmayın, çünkü kafatası cBir bu doğrultuda unpredictably bölünürler. </li><li> Kafası plakanın penceresi (Şekil 1) kenarlarında hızlı yapıştırıcı ince bir tabaka (örneğin Locktite 454) uygulayın. Ilgi alanı penceresinde maruz kaldığı şekilde kafası plakası yerleştirin. Kafa plaka üzerinde hafif bir basınç uygulayın. Hızla tutkalın polimerize etmek diş çimento küçük bir miktar geçerlidir. Tutkal polimerize ederken 10 saniye tutun. </li><li> Kafa plakası ve kafatası mühürlemek için pencerenin kenarları hızlı tutkal küçük bir miktar geçerlidir. Diseksiyon kapsamında hayvan sahibine kafa plaka vidalayın. </li><li> 6000 rpm ve bir IRF 005 matkap ayarlanmış Microtorque II matkap kullanarak, kafatası ve kafa plaka tüm ekstra tutkal kaldırın. Aksi Cam örtü eki engel olacağından kafa plaka üzerinde kalan herhangi bir tutkal, çıkarılmalıdır. </li><li> 1000 devirde matkap ayarlayın ve çapı ~ 5 m, kafa plaka penceresi içinde bir daire yaparak kafatası delme başlatmakm. Eğer çok yumuşak kurşun kalem ile çizim sanki ışık süpürme hareketleri kullanın. Basınçlı hava ile kemik tozu almak için her 20-30 saniyede bir delme durdurun. Not: kafa plaka açılış şekli dairesel bir kafa pencere oluşturmak için kolaylaştırır matkap ucu (sol ve sağ elini cerrah için), ek erişim sağlar. Buna ek olarak, iki tek biçimli delikler ilave polarografik ya elektrofizyolojik ölçümler için kafatası penceresi altında beyin doku içine bir Clark-elektrot veya cam elektrot eklemek için gerekli alanı sağlar. </li><li> Delme ilerledikçe, bir yuva merkezinde bozulmadan kafatası etrafında meydana gelir. Inceltilerek kafatası yoluyla poke, ancak bu bile kalınlığı bu yuva yapmak için dikkatli olun. Büyük damar-onlar bozulmaması ve mümkünse, hatta dokunulmaz olmamalıdır çevresinde ekstra dikkatli olun. </li><li> Pencerenin ortasında (&quot;off fiske&quot;) kemik kaldırmak için cımbız # 3 biri &quot;bacak&quot; kullanın. Sunni bir damlapenceresinde ial beyin omurilik sıvısı (aCSF). </li><li> Hafifçe yumuşak doku kâğıdın bir köşesine (örneğin Kimwipe) kullanarak aCSF silin. Genellikle dura penceresinin kenarı etrafında bir veya daha fazla yerde bozulmuştur. Bu sitelerden birini başlayarak, hafifçe kaldırın ve sonra 45 ° açılı cımbız # 5 kullanarak, beyin yüzeyindeki dura çıkarın. Dura kaldırarak başlamak için adresinden site seçerken, büyük damar bitişik alanlarda kaçının. Kanama oluşursa, aCSF bir damla uygulamak ve durdurmak için küçük kanama için 2-3 dakika bekleyin. </li><li> % 0.07, düşük erime aCSF içinde çözülmüş agaroz) vücut ısısına eritilmiş agaroz getir hazırlayın. Beynin yüzeyinden aCSF fazlalık dindiriniz. Penceresinde agaroz dökün ve bir cam slayt ile kaplayın. Cam ve kafa plaka arasında bir temas kurmaya hafifçe cam basın ve agaroz katı kadar 10-20 saniye bekleyin. </li><li> Cımbız ve yumuşak doku kağıt kullanarak cam kapak aşırı agaroz çıkarın. </li><li> Küçük bir koyuntutkal kafa plakasına cam cam yerinden hızlı tutkal miktarı. Tutkal (Şekil 1) katılaşmaya diş çimento az miktarda uygulayın. </li></ol> 3. İntravenöz enjeksiyon ve kan oksijenlenme izleme Not: Biz rutin intravenöz Texas kırmızı uygulaması yerine kuyruk veni için femoral ven kullanıldı. Femoral ven enjeksiyonu boya güvenli ve tekrarlanabilir bolus enjeksiyonları sağlamak olmasıdır. <ol><li> Kısmen sol uyluk iç ortaya çıkarmak için aşırı hayvan çevirin. Bu pozisyonda hayvan sabitlemek için bant kullanabilir. </li><li> Antiseptik fırçalama ve sonra cilt% 100 etanol de geçerlidir. </li><li> Diz pubis eklemi için medial uyluk boyunca bir kesi yapmak. Cımbız # 5 kullanarak künt diseksiyon ile ayırın yumuşak dokular. </li><li> Texas Red (2.5 mg / ml), 130 ul 1 ml şırınga doldurun. Yeni bir iğne (gösterge 30) takın ve konik uydurarak, 30 ° dikkatlice kıvırın. Iğne wi doldurunth Texas Kırmızı çözüm. </li><li> Bir diseksiyon mikroskobu altında, femoral ven içine iğne takın ve Texas Kırmızı 100 ul enjekte. İğneyi çıkarın ve hafifçe kanamayı durdurmak için gazlı bez ile ven basın. </li><li> 4-0 sütür kullanarak cilt kapatın. </li><li> Kan SpO2 sürekli izlenmesi (yeterli kan oksijenasyonu sağlamak için) sağ uyluk (hangi saç önceden kaldırıldı) üzerinde oksimetre probu yerleştirmek için. </li></ol> 4. İki foton görüntüleme Not: Bir uyarım kaynağı olarak Sa lazer: Biz bir Spectra-Fizik Maitai HP DeepSee femtosaniye Ti ile Olympus Fluoview1000 multiphoton görüntüleme sistemi (dik) kullanın. Görüntüleme için, biz × 10 NA 0.45 (Zeiss C-Apochromat) veya × 25 NA 1.05 (Olympus XLPlan N) su daldırma hedefleri kullanın. Biz 512 bir çözünürlük × 512 piksel piksel 2 ms&#39;den bekleme süresi de 12-bit derinliğinde görüntüleri çekin. NADH ve Texas-Kırmızı-dekstran aynı anda 740 nm&#39;de uyarıldığı ve flor edilirescence bir dikroik ayna / yakın IR-engelleyici filtre kombinasyonu kullanarak ikaz ışık ayrılır (FF665-DI01; FF01-680/SP, Semrock, Rochester, NY, ABD) bir dikroik ayna kullanarak iki kanal ayrılmıştır (505DCXRU, Chroma , Rockingham, VT, ABD), ve bandpass (NADH-Semrock FF460/80Texas-Red-dextran-Semrock FF607/36) süzülür. Amaç sonra ölçülen Lazer güç katmanı I görüntüleme ve katman II görüntüleme için 20-50 mW için 10-20 mW olarak ölçüldü. <ol><li> Mikroskop sahneye cerrahi hazırlanan fare aktarın. Yüksek büyütme iki foton anjiyografi ile kayıt için bir referans haritası olarak kullanmak 4x büyütme ile aydınlık alan aydınlatma kullanılarak kranyal pencere sitenin bir ilk fotoğrafını çekin. </li><li> × 10 büyütmede kullanarak ilgi alanda yakınlaştırma. Kortikal tabakalar halinde bir ilgi alanı seçin I veya II (pial yüzeyinden 150 mikron). Yüksek büyütmede arzu edilirse, x 25 hedefi kullanımı </li><li> (Figu zaman serisi kayıt Başlat) 2 yeniden. Biz görüntü kalitesini artırmak için 3-5 kare ortalama kullanmanızı öneririz. </li><li> Hayvan solunum olduğu hava 50% N2 ekleyerek hipoksemi indüklemek. Bu% 10 O2 seviyesi getirecektir. Oksimetre verileri izleyerek hipoksemi doğrulayın. </li><li> Hipoksemi (örneğin, 30 saniye) ile zaman serisi kaydetmeye devam edin ve normal O2 seviyesi geri yüklendikten sonra. </li><li> , Tespit ölçme ve kan damarları çevresinde hipoksi ve oksijenli doku silindir alanı miktarının tarafından oksijen dağılımının hesaplanması için veri toplamak. </li></ol> 5.. Veri işleme <ol><li> Krogh doku silindir yarıçapı R. Bu kan damarının merkezi ve yüksek NADH floresans tespit edildiğinde hangi sınırı arasındaki mesafe ölçülerek (Şekil 3) elle de yapılabilir belirleyin. </li><li> Alternatif olarak, doku silindirin yarıçapı R hesaplama araştırmacı bağımsız yarı otomatik belirlenmesi ve merkezi blo kullanınek formu daha önce 1 açıklanan ve bu protokol tartışma bölümünde özetlenmiştir od damar r. </li><li> Açık erişim görüntü analiz yazılımı, örneğin ImageJ kullanılarak hipoksi bölgeyi belirlemek. Bunu yapmak için, yükseltilmiş NADH doku floresans ile alanı ölçmek sonra yüksek NADH yoğunluğu alanı delineates bir eşik tanımlamak, NADH sinyal kullanmak ve. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar Şekil 2 geçici hipoksemi (Bu Şekil PDF versiyonu için, seçilen fotoğraflar kullanılmıştır) sırasında NADH / anjiyografi görüntüleri bir video gösterir. Oksijen konsantrasyonu 3 dakika süreyle% 21 den% 10 &#39;e düşürülmüştür edildi. Deneysel hipoksemi Bu düzeyde serebral korteks şiddetli hipoksi ikna etmek için yeterlidir. Hipoksi arteriyel kan kaynağından uzak olan bölgelerde başlangıçta, NADH floresan bir artışa yol açtı. Keskin NADH doku Notkortikal mikro oksijen difüzyon gözlemlenebilir doku sınırları temsil sınırları. Şekil 3 içinde görüntü serebral damarları çevreleyen oksijen difüzyon sınırların geometrisi gösterir. Bu, daha önce tarif edildiği gibi 1, bu sınırların gelen silindir çapı Krogh anlamak için mümkündür. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3466/3466fig1.jpg" /> Şekil 1. Görüntüleme için hazırlanan kraniyal pencere ile (A) Fare. (B) baş plaka boyutları. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3466/3466fig2.jpg" /> Şekil 2. Endojen NADH yeşil floresan yaklaşık 50 um pial yüzeyinin altında, kranial pencereden iki foton görüntüleme ile görüntülendi. Kan damarları Texas Red dekstran görselleştirilmiştir. Solunan havadaki oksijen 3 dk süreyle% 10 düşürüldü, sonra% 21 için restore edildi. Ölçek çubuğu: 50μm. &lt;img alt = &quot;Şekil 3&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/3466/3466fig3.jpg&quot; /&gt; Şekil 3. NADH floresans sınırları Geometri. Sarı anahat fonksiyonel hipoksi sınırı gösterir; mavi daireler tahmin oksijenli (Krogh) silindir göstermektedir. Mavi çizgiler silindir yarıçapları gösteriyor; numaraları mikrometre olarak yarıçapları gösteriyor.

<ol>
	<li>Kasischke, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+NADH+imaging+exposes+boundaries+of+oxygen+diffusion+in+cortical+vascular+supply+regions.">Two-photon NADH imaging exposes boundaries of oxygen diffusion in cortical vascular supply regions.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 31, 68-81 (2011).</li><li>Ndubuizu, O., LaManna, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+tissue+oxygen+concentration+measurements.">Brain tissue oxygen concentration measurements.</a> Antioxid. Redox. Signal. 9, 1207-1219 (2007).</li><li>Sharan, M., Vovenko, E. P., Vadapalli, A., Popel, A. S., Pittman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+and+theoretical+studies+of+oxygen+gradients+in+rat+pial+microvessels.">Experimental and theoretical studies of oxygen gradients in rat pial microvessels.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 28, 1597-1604 (2008).</li><li>Sakadzic, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+high-resolution+measurement+of+partial+pressure+of+oxygen+in+cerebral+vasculature+and+tissue.">Two-photon high-resolution measurement of partial pressure of oxygen in cerebral vasculature and tissue.</a> Nat. Methods. 7, 755-759 (2010).</li><li>Vishwasrao, H. D., Heikal, A. A., Kasischke, K. A., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conformational+dependence+of+intracellular+NADH+on+metabolic+state+revealed+by+associated+fluorescence+anisotropy.">Conformational dependence of intracellular NADH on metabolic state revealed by associated fluorescence anisotropy.</a> J. Biol. Chem. 280, 25119-25126 (2005).</li><li>Kleinfeld, D., Mitra, P. P., Helmchen, F., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluctuations+and+stimulus-induced+changes+in+blood+flow+observed+in+individual+capillaries+in+layers+2+through+4+of+rat+neocortex.">Fluctuations and stimulus-induced changes in blood flow observed in individual capillaries in layers 2 through 4 of rat neocortex.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95, 15741-15746 (1998).</li><li>Brown, W. R., Thore, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review:+cerebral+microvascular+pathology+in+ageing+and+neurodegeneration.">Review: cerebral microvascular pathology in ageing and neurodegeneration.</a> Neuropathol. Appl. Neurobiol. 37, 56-74 (2011).</li><li>de la Torre, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+brain+microcirculation+may+trigger+Alzheimer's+disease.">Impaired brain microcirculation may trigger Alzheimer's disease.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 18, 397-401 (1994).</li><li>Brown, C. E., Boyd, J. D., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+in+vivo+imaging+reveals+balanced+and+branch-specific+remodeling+of+mature+cortical+pyramidal+dendritic+arbors+after+stroke.">Longitudinal in vivo imaging reveals balanced and branch-specific remodeling of mature cortical pyramidal dendritic arbors after stroke.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 30, 783-791 (2010).</li><li>Wilson, D. F., Erecinska, M., Drown, C., Silver, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oxygen+dependence+of+cellular+energy+metabolism.">The oxygen dependence of cellular energy metabolism.</a> Arch. Biochem. Biophys. 195, 485-493 (1979).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Oksijen difüzyon hakkında yüksek uzaysal çözünürlüğü bilgilerin beyindeki kan akışını beyin hücreleri için oksijen sağlamak, ve metabolik talebi karşılamak için nasıl düzenlendiği anlamak için önemlidir. Clark-tarzı cam elektrotlar kullanılarak Geleneksel polarografik oksijen ölçümleri invaziv ve düşük uzaysal çözünürlüğü 2-3 ve önemli (ikinci aralık) tepki süresine sahip. Şimdiye kadar beyin dokusunda pO 2 ölçmek için sadece non-invaziv yöntem heyecanlı prob çürüme oranı oksijen konsantrasyonu 4 orantılıdır fosforesans su verme vardır. Bu yöntem, doğru oksijen konsantrasyonu sağlar, ancak özel bir boya ve bir teknik olarak gelişmiş fosforesans ömrü görüntüleme sistemi gerektirir. Burada, iki flurescence kanalları ile standart bir iki foton görüntüleme sistemi üzerinde yapılabilecek basit, basit bir yaklaşım göstermektedir. Bizim yaklaşımımız içsel bir doku sinyali 5 yararlanırnd sadece kortikal mikrodolaşımında zıt görselleştirme gerektirir. Çünkü fonksiyonel oksijen konsantrasyonu 1 sınırlamaya NADH floresans doğrusal olmayan, esasen ikili artış, içsel NADH floresan tek anlamlı, metabolik sınırlayıcı hipoksi ile yerlerde görülmektedir arttı. Önemli bir ima kortikal mikrodamarlar oksijen difüzyon doku sınırları doğrudan endojen NADH floresans silindirik şeklindeki yoğunluğu değişiklikler gözlenebilir olmasıdır. Bir kan damarı çevreleyen doku oksijenli hacmi tanımlamak silindirik şeklindeki yapılar kavramı Ağustos Krogh tarafından ortaya atıldı ve son zamanlarda deneysel iki-foton NADH görüntüleme 1 kullanarak gözlenmiştir, çünkü Krogh silindir gibi bu yapıların bakın. Krogh silindir görüntüleri görüntü kareleri bir z-yığını alarak 3D toplanabilir. Bunlar delici arteriyoller çevresinde, özellikle belirgin olup münasip wit olanh tükenmiş periarteriolar doku silindir 1,4 kısımdır. Krogh doku silindirin yarıçapı R objektif bir tespiti (Bölüm 5.2) biz silindir merkezi ve Matlab işlevi &quot;improfile&quot; kullanarak dış sınırı arasındaki iyi tanımlanmış bir kesimi içinde radyal piksel yoğunluk değerleri ölçülür sağlamak. Segmentin dış sınır görünür sınır ötesinde bir güvenlik payı ile genişletmek için tercih edilmelidir. Sinyal-gürültü düzeyini geliştirmek için biz 1 ° adımlarda görünür silindir kesimi kapsayacak şekilde gerekli tüm radyal hatları üzerinden averageed. Segmenti içinde çıkan ortalama radyal yoğunluk profili görünür doku sınır R karşılık dik bir artış sergiledi. Biz ortalama radyal yoğunluk profili için bir sigmoid fonksiyonu (örn. Boltzmann fonksiyonu) uyacak ve R bir tanımı olarak dönüm noktası (ayrıca x 0 olarak da bilinir) kullanılır. Karşılık gelen iki-pHoton microangiography (Texas-kırmızı) silindir merkezinde bir tek merkezi damar ve kesiti göstermektedir. Merkezi damar çapı doğrudan r belirlemek için de uygulanabilir. İki foton NADH görüntüleme kortikal microangiography eş zamanlı yüksek çözünürlüklü görüntüleme aynı uzaysal çözünürlüğü sağlar. Bu yöntemin kantitatif uygulama için önemli bir özelliği, p NADH floresans artış 50 3.4 arasında olduğu ölçülmüştür olmasıdır ± 0.6 mm Hg 1 ve 2 microregional doku pO bir fonksiyonu olarak NADH floresans yoğunluğunu matematiksel olarak tarif edilebilir bir sigmoidal fonksiyonu. . Bu tekniğin bir hipoksi (% 10 havadaki oksijen miktarının azalmasıyla tarafından) en savunmasız olduğu beyin alanları belirlemesine olanak sağlar göstermektedir. Biz de oksijen difüzyon basit bir geometrik perivasküler bir yol izler olduğunu göstermektedir. Bir critBu yöntem için ical adım kraniyal pencere hazırlık kalitesidir. Cerrahi maruz bölgeye kan akışını rahatsız etmemek için asgari zararla üretmek gerekir. Bir endişe bir cerrahi tehlikeye hazırlanmasında, pencerenin altında kortekste anlamlı bir deney engellediği bilgisi, başlamak için hipoksik olabilir olmasıdır. İyi hazırlanmış kafa penceresi tüm gemi tiplerinde canlı kan akımı ve kenarlarında belirgin kanama ile bozulmamış büyük ve küçük kan damarları olmalıdır. Normoksik koşullar altında (PaO2 80-100 mmHg, Sp O2% 97-99) beyin dokusunda yüksek NADH floresan ile göze çarpan, parlak doku yamalar olmadan tek tip, homojen NADH floresan sergilemesi gerekir. Bizim yaklaşım temel bir fiziksel kısıtlama derinlemesine nüfuz sınırlıdır. Beyinde mavi-yeşil NADH floresans bu dalga boylarında hemoglobin emilimi ve doku saçılma hızla azalırlar. Hatta yüksek sayısal açıklık ile (örneğin 1.05) suDaldırma amaçları iki-fotonlu NADH görüntüleme anda kortikal tabakalar I ve II ile sınırlıdır. Ya da beyaz cevher yakınlık enerji metabolizmasını olasılıkla gri madde farklı olacaktır, çünkü bu sınırlama bilimsel olarak geçerlidir. Bununla birlikte, bu tabakalar IV-VI ya da beyaz madde yolları veya striatum olarak subkortikal yapılar gibi derin kortikal yapıların incelenmesi olarak vivo 6 fare korteksi açıklanan özel mikromercekten kullanımını gerektirir. Bu tür fonksiyonel hiperemi ve kapiller akı oranlarının tespiti 7 analizi gibi diğer ölçümler ile bir araya geldiğinde oksijen difüzyon sınırları NADH tabanlı ölçümü özellikle yararlı olabilir. Örneğin, bu teknik felç, Alzheimer hastalığı (AD) modellerinde hipoksi canlandırmak için adapte edilebilir. Oksijen difüzyon basit bir geometri bir kapiller yoğunluk de olduğu koşullarda mikrovasküler yatak oksijen gradiyenti tahmin sağlar8 (örneğin, MS 9) artmış ve azalmış kapiller yoğunluğu ile beyin dokusu bölgelere microstrokes nedeniyle hipoksi hasar riski olup olmadığını incelemek. Dokunun hipoksi ve müteakip nöronal ölüm ya da kılcal remodeling 10 arasındaki görüntü yeteneği microregionally ayrıca bir doku microstrokes geometrisi ve boyutu incelemek ve hipoksi oluştuğu doku hacmi belirlemek için olanak sağlar, hem de ilişki. Endojen NADH floresans artışlar akut mitokondriyal disfonksiyon doğrudan sonucu olduğundan Son olarak, bu yöntem sinir enerji metabolizması 11 ve mitokondriyal disfonksiyon için bir proxy için belirli bir muhabir olarak NADH görüntüleme kullanma fırsatı yaratıyor. Sonuç olarak, endojen NADH floresans iki-fotonlu görüntüleme hem normal altında beyinde oksijen ve tüketim anlamak için kullanılabilecek bir basit, talepkar olmayan bir araçtırve patolojik eyalette.

<table border="1"><tbody><tr valign="top"><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar (isteğe bağlı) </td></tr><tr><td> Isıtma pedleri </td><td> Bodi Isı Ötesinde </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Oftalmik merhem (suni gözyaşı) </td><td> Pfizer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Povidon-iyot% 10 çözüm </td><td> Betadine </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ferrik klorür çözeltisi% 10 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Çimento </td><td> Şirket Stoelting </td><td> 51456 </td><td></td></tr><tr><td> Siyanoakrilat 454 </td><td> Loctite&#39;a </td><td></td><td></td></tr><tr><td> aCSF </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 597316 </td><td></td></tr><tr><td> Microtorque II başlık seti </td><td> Pearson </td><td> R14-0002 </td><td></td></tr><tr><td> IRF 007 matkap </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 19008-07 </td><td></td></tr><tr><td> Forseps # 5 </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11295 </td><td></td></tr><tr><td> Forseps # 5/45 </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11251-35 </td><td></td></tr><tr><td> # 0 cam coverslip </td><td> Elektron Mikroskopi Bilimleri </td><td> 63750-01 </td><td></td></tr><tr><td> Photomultiplier tüp </td><td> Hamamatsu </td><td> HC125-02 </td><td></td></tr><tr><td lang="it-IT" xml:lang="it-IT"> Ti: Safir lazer Mai-Tai </td><td> Spectra-Fizik </td><td> &amp;nbsp; </td><td></td></tr></tbody></table>

detection of microregional hypoxia in mouse cerebral cortex by two-photon imaging of endogenous nadh fluorescence

Metabolik talebin yüksek düzeyde çalışabilmesi için beyin yeteneği kan akımı ve doku oksijen difüzyon yoluyla sürekli oksijen kaynağı bağlıdır. Burada doğrudan microregional doku hipoksisi görselleştirmek için ve fare kortekste perivasküler oksijen gradyanlar anlaması için bir görüntülenmiştir deneysel ve metodolojik protokolü sunarız. Bu nikotinamid adenin dinükleotid (NADH) endojen floresans yoğunluğu ve doku NADH floresans aniden 10 mmHg 1&#39;in altına doku oksijen düzeyleri artar gözlenen doku, oksijen kısmi basıncı arasındaki doğrusal olmayan ilişki dayanmaktadır. Biz Texas-Kırmızı dekstran ile kıyasladı içsel NADH doku floresans ve plazma eşzamanlı uyarım sağlayan 740 nm&#39;de iki foton uyarması kullanın. Mevcut yaklaşımlar üzerindeki bu yöntemin avantajlarını aşağıdakileri içerir: bir iç doku sinyali yararlanır ve in vivo im standart iki-fotonlu kullanılarak yapılabilirekipmanı yaşlanma; bu ~ 50 um arasındaki bir derinliğe sahip çözünürlüğü görüş tüm alan sürekli izleme izin verir. Biz serebral kan damarlarından uzak beyin dokusu alanları vasküler oksijen kaynağı yaşanan düşüşün ardından işlevsel hipoksik olmak için ilk olarak hassas sınır alanlarda karşılık göstermektedir. Bu yöntem, görüntü microregional kortikal oksijen bir sağlar ve dolayısıyla nörovasküler hastalıklar ve inme yetersiz veya kısıtlı doku oksijen kaynağının bir rol incelenmesi için yararlıdır.

Watch this Scientific Journal Video about Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence at JoVE.com

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

Burada doğrudan fare kortekste microregional doku hipoksisi görselleştirmek için bir yöntem tarif<em&gt; In vivo</em&gt;. Bu nikotinamid adenin dinükleotid (NADH) ve kortikal mikrodolaşım eşzamanlı iki-fotonlu görüntüleme dayanmaktadır. Bu yöntem, doku oksijen kaynağının, yüksek çözünürlükte analizi için yararlıdır.

Endojen NADH Floresans iki-foton Imaging tarafından Fare Serebral Korteks olarak Microregional Hipoksi Algılama

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

detection-microregional-hypoxia-mouse-cerebral-cortex-two-photon

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.0K Görüntüleme.  University of Rochester Medical Center. Burada doğrudan fare kortekste microregional doku hipoksisi görselleştirmek için bir yöntem tarif In vivo. Bu nikotinamid adenin dinükleotid (NADH) ve kortikal mikrodolaşım eşzamanlı iki-fotonlu görüntüleme dayanmaktadır. Bu yöntem, doku oksijen kaynağının, yüksek çözünürlükte analizi için yararlıdır.

Video: Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

Fare Omurilik İki foton Mikroskop kullanarak in vivo Görüntüleme

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Nörobilim

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

Kortikal Nöronlar In Vivo İki foton Of Görüntüleme Deneyimi bağımlı Moleküler Değişiklikler

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

İki-Foton<em&gt; In vivo</em&gt; Bir inceltilmiş-kafatası Hazırlık kullanarak Fare Cortex dendritik dikenler Görüntüleme

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

Fare Omurilik Hücresel Dynamics İki foton Görüntüleme

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Eşzamanlı İki foton<em&gt; İn Vivo</em&gt; Fare Retrosplenial kortekste sinaptik Girişlerin Görüntüleme ve postsinaptik Hedefler

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Quantification of Cerebral Vascular Architecture using Two-photon Microscopy in a Mouse Model of HIV-induced Neuroinflammation

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic neuroinflammatory state within the central nervous system (CNS), thought to be driven principally by virally-mediated activation of microglia and brain resident macrophages. HIV-1 infection is also accompanied by changes in cerebrovascular blood flow (CBF), raising the possibility that HIV-associated chronic neuroinflammation may lead to changes in CBF and/or in cerebral vascular architecture. To address this question, we have used a mouse model for HIV-induced neuroinflammation, and we have tested whether long-term exposure to this inflammatory environment may damage brain vasculature and result in rarefaction of capillary networks. In this paper we describe a method to quantify changes in cortical capillary density in a mouse model of neuroinflammatory disease (HIV-1 Tat transgenic mice). This generalizable approach employs in vivo two-photon imaging of cortical capillaries through a thin-skull cortical window, as well as ex vivo two-photon imaging of cortical capillaries in mouse brain sections. These procedures produce images and z-stack files of capillary networks, respectively, which can be then subjected to quantitative analysis in order to assess changes in cerebral vascular architecture.

This paper describes a method by which the vascular architecture in the brain can be quantified using in vivo and ex vivo two-photon microscopy.

HIV kaynaklı Nöroinflamasyondan bir Fare Modeli İki foton Mikroskop kullanarak Serebral Vasküler Mimarlık Niceleme

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic ...

Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ fluctuations can occur through a variety of membrane and intracellular mechanisms and play a crucial role in the induction of synaptic plasticity and regulation of dendritic excitability. Hence, the ability to record different types of Ca2+ signals in dendritic branches is valuable for groups studying how dendrites integrate information. The advent of two-photon microscopy has made such studies significantly easier by solving the problems inherent to imaging in live tissue, such as light scattering and photodamage. Moreover, through combination of conventional electrophysiological techniques with two-photon Ca2+ imaging, it is possible to investigate local Ca2+ fluctuations in neuronal dendrites in parallel with recordings of synaptic activity in soma. Here, we describe how to use this method to study the dynamics of local Ca2+ transients (CaTs) in dendrites of GABAergic inhibitory interneurons. The method can be also applied to studying dendritic Ca2+ signaling in different neuronal types in acute brain slices.

We present a method combining whole-cell patch-clamp recordings and two-photon imaging to record Ca2+ transients in neuronal dendrites in acute brain slices.

Nöronal Dendrites beyin dilimleri içinde iki fotonlu kalsiyum görüntüleme

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

Vivo Yenidoğan farelerde kortikal nöronların iki fotonlu görüntüleme

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

Transpupiller İki Foton Fare Retinasının In vivo Görüntülenmesi

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.