NSF hibe 0920060, NIH hibe DC004395, NHMRC hibe 1.009.482, Bilim ve Tıp Araştırmaları NSW ve Garnett Passe ve Rodney Williams Memorial Foundation tarafından desteklenmektedir.

1. Kafalığı Genel Bakış <ol><li> Özel-yerleşik kafa yazılan birleştirmek için, bir haç oluşturacak şekilde paslanmaz çelik çubuk &quot;a 3/32 açılan bir delik içine dik paslanmaz çelik rulo-pin&quot; 1/16 yerleştirin. Kafa-sonrası dikey parçanın yaklaşık 20 mm ile 15 mm kadar çapraz yatay parçanın olmalıdır. Bir # 1-72 vida kabul dikey çubuğun bir ucundan dokunun. (Şekil 1). </li><li> Cerrahi ve kayıt sırasında, baş-sonrası bir # 1-72 vida (Şekil 2) ile özel-yerleşik pirinç veya alüminyum montaj çubuğu sabitlenir. Montaj çubuğunun uzun bir parça yaklaşık 90 mm uzunluğunda ve geniş 5-10 mm olmalıdır. Kafa-sonrası 45 derece açılıdır uzun bar kapalı bir 15 mm uzatma bir oluk kesme sığar. Montaj çubuğunun altında küçük bir oyuk içine baş dönmesi, baş-sonrası yuvalanmış olan lentolar önlemek için. </li><li> De montaj çubuğu sonra ısmarlama alüminyum montaj blokuna bağlık (Şekil 3). Yerleştirme bloğu yaklaşık 30 mm x 30 mm x 25 mm. Bu, bağlantı bloğundan kafası-sonrası pozisyonu doğru orta hat boyunca ve bregma yerleştirilmiş olabilir böylece bir mikromanipülatör eklenir. Yerleştirme bloğu vidalar ile donatılmış iki parçadan oluşur. Blok bir cut-out montaj çubuğunda kaydırın ve vidaları ile sabitlenmelidir sağlar. Montaj çubuğu tablosu yüzeye paraleldir. Kayıt sırasında, özel bir stereotaksik frame (Şekil 4) çubuğu sabitleyin. Stereotax cerrahisi sırasında yerleştirme bloğu ile aynı konumda çubuğu monte etmek için tasarlanmıştır. Bu düzenleme, fare her zaman deneysel oturumlar boyunca stereotaksik çerçeveye uyumlu olacağını garanti eder. </li><li> 45 ° C&#39;de yaklaşık 1 mm eğilmiş olan, yaklaşık 5 mm uzunluğunda bir tungsten çubuk (çapı 0,010 &quot;) kesilir. Bu çubuğu yerde pimi (Şekil 1) olarak görev yapar. </li></ol> 2. Stereotaksik AlKraniyotomi için ignment Not: Tüm işlemler aşağıdaki standart aseptik cerrahi teknikler takip özetlenen ve Washington Eyalet Üniversitesi Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi ve Garvan Enstitüsü Hayvan Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır. <ol><li> % 5 izofluran ile bir indüksiyon odasında koyarak fare uyutmak. Kuyruk ve / veya ayak tutam bir reaksiyon olmaması hayvan tam anestezi olmasını sağlar. </li><li> Bir fare adaptörü (Stoelting) ile donatılmış bir kemirgen stereotaksik çerçeve içinde fare yerleştirin. Fareyi doğru şekilde yönlendirmek için, ısırık çubuğunun delik içinde diş yerleştirin ve rahat bu yüzden burun kelepçe sıkın. Gibi düz mümkün snack bar ve burun kıskacı içinde fare yerleştirin. Farenin burnunun üzerinde lateks eldiven parçası yapılmış bir yüz maskesi yerleştirin ve farenin solunum hızı yaklaşık 1 nefes / sn kadar% 5 izofluran tutun. 1.5 izofluran çevirin -% 2.0. T ile baş sabitleyindiye kulak çubukları Delmeyiniz kulak zarının için dikkatli olmak. Barlar snug olabilir ama kulak kanalları içine daha derine nüfuz olmamalıdır. </li><li> Farenin altında bir ısıtma yastığı yerleştirin. </li><li> Kurumasını önlemek için göz oftalmik merhem uygulayın. </li><li> Kadar küçük bir tıraş makinesi ya da ince noktası makasla göz kulak arasından kafa derisi Tıraş. </li><li> Temizleyin ve alkol izledi klor-hexidine (veya betadin) fırçalama 3 kez tekrar durulama silerek derisi sterilize edin. </li><li> Kafatasının üst üzerinde cilt kaldırmak için başın arkasından gözleri orta hat boyunca bir kesi yapmak. </li><li> Bistüri ile kesi kenarları periost kazıyın. Gerektiğinde (deneysel hedef bağlı olarak), dikkatle kas kanama en aza indirmek için fasiküller boyunca gözyaşı sağlayan, forseps ile boyun arkasındaki kas geri çekin. Nem en aza indirmek ve kafatası üzerinde hareket gelen cilt önlemek için kafa derisi altına doku gelfoam uygulayın. </li><li> Pamuk uçlu aplikatör ile kafatası yüzeyi kafatası yerlerinden görselleştirme artırmak için izopropil alkol ile ıslatılmış kuru. </li><li> Standart stereotaksik koordinatları 13 kafatası hizalayın. Elektrot tutucu bir ince noktası probu yerleştirin ve stereotaksik mikromanipülatör ekleyin. Bir bilenmiş metal çubuk bu amaçla (Şekil 5) için de çalışıyor. </li><li> Kafatası üzerinde bregma (Şekil 5A) ve Lambda (Şekil 5B) tanımlamak için noktasını kullanın. Her konum için lateral-medial koordinat fazla 50 mikron tarafından farklı olduğunu kontrol, bu noktalar arasında geri ve ileri-prob taşıyın. Dikkatli yanal baş ve kulak-bar değişen ve kulak çubukları retightening, kulak çubukları sökerek gerektiği gibi kafa konumlandırın. </li><li> Her yerde dorsal-ventral yüksekliği en fazla 50 mikron göre değişir doğrulayın. Burun-kelepçe yüksekliğini ayarlayın, hangi, kulak çubukları ekseni etrafında kafatası dönecektirkafatası gerekirse sahaya düzleştirmekti. Kulak çubuğunun yüksekliği de ayarlanması gerekebilir. </li><li> Bregma göre ilgi hedefin (Şekil 5C) koordinatlarını tanımlamak için bir Atlas 13 kullanabilir. Hedefin üzerinde kafatası işaretleyin (örneğin, bir &quot;X&quot; veya bir kare nokta dört köşe Türkiye mürekkep kullanın) kraniotomi (Şekil 5D) yapılacaktır nerede. </li></ol> 3. Head-sonrası ve Zemin Pin Kurulum <ol><li> Kafatası temizlemek için etch jel kullanın. Yüzey (10 sn) üzerinden etch jel fırçalayın ve yaymak için aplikatör kullanın. Su ile yıkayın ve tamamen kurulayın. Aplikatör kullanılarak kafatası yüzeye diş çimento astar uygulayın. Yeni aplikatör ile yapıştırıcı sürün. UV ışık-gun (1 döngü) ile yapıştırıcı Cure. </li><li> Hedef siteye distal toprak pimi için bir konum seçin. Dikkatle zemin p kısa sonu için sadece yeterince geniş bir # 65 miniblade neşter ucunu kullanarak kafatasında küçük bir delik delikgirmek ve meninksler üzerine dinlenmek için. Bu bregma ve (Şekil 6A) baş-sonrası gelecekte uzak bakacak şekilde toprak pimi odaklı olmalıdır. </li><li> Montaj çubuğuna baş sonrası emniyete ve engellemek ve mikromanipülatör iliştirin. Üç boyutlu mikromanipülatör hareket ettirerek, sadece kafatası (Şekil 6B) dokunmadan, bregma üzerine kafa sonrası konumlandırmak. Baş-post tabanı kafatası üzerinde düz durmalıdır. </li><li> Diseksiyon problar kullanarak, baş-posta ve toprak pimi (Şekil 6C) etrafında diş çimento az miktarda uygulayın. Kafatası ile iyi temas sağlamak için çimento bastırın. Not: Çok fazla çimento kullanmayın ya da eşit sertleşmesine bulamayabilirsiniz. UV ışık-gun (çoklu açılardan 3-4 siklus) ile çimento Cure. </li><li> Çimento ikinci aşamasında uygulayın ve kafa-sonrası etrafında temel oluşturmak ve baş-post oluklara (Şekil 6D) kapsamaktadır. </li></ol> 4. Kraniotomi <ol><li> Kısmen astar tarafından gizlenmiş olacaktır kraniotomi referans işareti, bulun. Bu site etrafında x 3 mm kare 3 mm işaretlemek ve hassasiyeti azaltmak ve kanamayı en aza indirmek için lidokain bir damla uygulamak için # 65 neşter kullanın. </li><li> (Şekil 7A) kemik yoluyla ve beyin içine kesmemeye dikkat ederek, meydanın her tarafı (10 gibi) birden fazla puan olun. </li><li> Kemik flep gevşek olduktan sonra, (Şekil 7B) duramater zedelemeden, onu gözetlemek neşter ucu kullanın. </li><li> Kemik mum ile kaplayın. </li></ol> 5.. Post-cerrahi <ol><li> Gaz anestezi kapatın ve stereotaksik çerçeve fare çıkarın. </li><li> Yara yerinde hissi törpülemeye maruz kalan deri çevresinde Lidokain merhem uygulamak için bir pamuk uçlu bir aplikatör kullanın. Maruz kalan cilde Neosporin uygulamak için başka bir pamuk uçlu bir aplikatör kullanın. Ketoprofen (bireysel IACUC veteriner hekim tercihine göre 5 mg / kg IM veya IP) olarak enjekteBir ameliyat sonrası analjezik. Fare genellikle yukarı olması ve gaz bırakma dakika içinde hareket edecektir. </li><li> Sıcak bir kafes ve monitör yer fare, bu hayvan barınağı dönmek için hazır olana kadar. </li><li> Bu ameliyat kurtarıldı sonra hayvan günde en az bir kez kontrol edilmelidir. Kötü beslenme ve / veya içme ve dikkatsiz davranışlar bekleyin. Ağrı şüpheleniliyorsa, hafifletilebilir kadar her 24 saatte bir (aynı doz sonrası cerrahi sonunda gibi) ketoprofen sağlar. Lidokain yerel hayvan kaşıma ise yara uygulanan veya rahatsızlık belirtileri gösteriyor olabilir. Hayvanlar, genellikle komplikasyon veya ağrı olmadan ameliyatın. </li></ol> 6. Kayıt ve Boya Enjeksiyon <ol><li> Kayıtları için fare kullanmadan önce baş-son ameliyattan sonra en az bir gün bekleyin. </li><li> Bir köpük-frenlenmesinin cihazı koyun fare fare vücuduna şekillendirdi. Fare zaten böylece kendi kaygıyı azalttığı, bu cihaz için adapte edilmiştir. Tipik adaptasyonuameliyat ve deneyler için önceden sütten sonra ve yaklaşık bir hafta süreyle her gün fare işlemek için, 1-5 dakika için köpük cihazda fare yerleştirin. Stereotaksik frame (Şekil 4) cihazı Askıya. </li><li> Artık stereotaksik çerçevenin (Şekil 4) sabitlenir montaj çubuğu, baş-sonrası güvenli. </li><li> Künt 22-gauge derialtı iğne ucu ile sonlandırılmış bir tel ile toprak pimi bağlanın. </li><li> Kraniotomi üzerinde kemik mum çıkarın. Bir miniblade neşter ucunu kullanarak gerekirse dura çıkarın. </li><li> Uygun stereotaksik yere elektrot Sürücü ve (Şekil 8) kaydetmeye başlarsınız. Sadece elektrofizyolojik için, elektrotların farklı kullanılabilir. Elektrotun tercih gerekli kayıtların konumu ve türüne bağlıdır. Uyanık fare kayıtları için elektrodun seçimi bir araştırmacı, bir anestezi fare kullandığı gibi aynı olacaktır. Kombine elektrofizyolojik kayıtlar içinboya / izleyici enjeksiyonları, mikropipet elektrot 10 kullanılır. Mikropipet bunun iontophoretically elektrofizyolojik deneyler sonunda enjekte edilebilir, böylece tercih edilen boya / izleyici ile doldurulur. Multibarrel elektrotlar farmakolojik manipülasyonlar yapılabilir, böylece de kullanılabilir. Multibarrel elektrod bir tek kayıt mikropipet (Şekil 8) üzerine monte edilir. Bu teknikler literatüründe standart ve anestezi karşı uyanık kayıtları için farklı değildir. </li><li> Kayıtlar 3-4 ardışık gün içinde 4-5 saat yapılabilir. </li><li> Kayıt oturumu sonunda, boya / izleyici enjekte edilebilir. Beyinde herhangi bir ağrı reseptörleri olduğundan, beyin içine boya veya izleyicinin iyontoforetik enjeksiyon rahatsızlığa neden düşüktür. Enjeksiyon yapılacak olan bölgenin elektrofizyolojik tepkisi özellikleri karakterize edilir kez Ancak, hayvan izofluran f ile anestezi olabilirveya enjeksiyon. Bu, herhangi bir potansiyel istenmeyen duyumlar ortadan kaldıracaktır. Boya / izleyici mikropipet zaten olduğundan, aktif ve toprak uçları iontophoretically boya / izleyici enjekte etmek için mevcut jeneratör elektrofizyolojik kayıt kurulumdan değiştirilebilir. Elektrot boya / izleyici için uygun protokol kullanın. Headpost kısıtlama ve vücudu kısıtlama gelen hayvan çıkarın ve ev kafese döner. </li><li> Deney sonunda ötenazi ve enjeksiyon ve etiketleme kurtarmak için doku işleme için uygun protokol izleyin. </li></ol> 7. Temsilcisi Sonuçlar Kafa-sonrası başarılı bir şekilde monte deneyci birden gün boyunca bir unanesthetized, uyanık fareden tek ve multiunit yanıtları kaydetmenize olanak verir. Bağlama sistemi beynindeki nöronlar, tek stabil elektrofizyolojik sağlar. Tek bir birim ve güçlü tepkiler t Mükemmel izolasyono uyaran fare aşağı kollikulus (; 9B Şekil, günde iki Şekil 9A, günde bir), örneğin birden fazla gün boyunca aynı beyin yapısından kaydedilebilir. İyi bir kafa sonrası kurulumu sayesinde, her fare sürekli stereotaksik cihazları ve özellikle beyin çekirdeklerinin güvenilir lokalizasyonu sonucu fare stereotaksik atlas, 13 hizalanır. Bu güvenilir lokalizasyonu birden fazla kayıt gün sonra özel yapıları içine boyalar ve izleyiciler enjeksiyonu sağlar. Örneğin, işitsel beyin sapı işitsel Ortabeyin gelen projeksiyonlar azalan değerlendirmek için, elektrofizyolojik olarak enjeksiyon yerinde nöronal yanıt özelliklerini belirleme sonra fareyi aşağı kollikulus (Şekil 10A) enjekte edilebilir dekstran amin (kromajen görselleştirilmiştir kullanarak diaminobenzidin) biyotinile (Şekil. 10A, bir nöron 51 kHz frekans ile en iyi kaydedilmiştir) ve doku işlenmesinden sonra, birkontrlateral dorsal koklear nükleus içinde nterograde etiketleme ve görselleştirmişti (Şekil 10B) işlenmiştir olabilir. Yüksek çözünürlükte fotomikrografı da anterogradely etiketli aksonlar ve terminaller (Şekil 10C) görüntülemek için elde edilebilir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig1.jpg" /> Şekil 1.. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig2.jpg" /> Şekil 2. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig3.jpg" /> Şekil 3. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig4.jpg" /> Şekil 4. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/3755/3755fig5.jpg" /> Şekil 5. <img alt="Şekil 6" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig6.jpg" /> <sTrong&gt; Şekil 6. <img alt="Şekil 7" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig7.jpg" /> Şekil 7. <img alt="Şekil 8" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig8.jpg" /> Şekil 8. <img alt="Şekil 9" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig9.jpg" /> Şekil 9. <img alt="Şekil 10" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig10.jpg" /> 10 Şekil.

<ol>
	<li>Evans, E. F., Nelson, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+single+neurones+in+the+cochlear+nucleus+of+the+cat+as+a+function+of+their+location+and+the+anaesthetic+state.">The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state.</a> Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).</li><li>Joris, P. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+classes+in+the+dorsal+cochlear+nucleus+and+its+output+tract+in+the+chloralose-anesthetized+cat.">Response classes in the dorsal cochlear nucleus and its output tract in the chloralose-anesthetized cat.</a> J. Neurosci. 18, 3955-3966 (1998).</li><li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+change+the+excitation/inhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus.">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> J. Neurosci. 25, 5903-5914 (2005).</li><li>Young, E. D., Brownell, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+tones+and+noise+of+single+cells+in+dorsal+cochlear+nucleus+of+unanesthetized+cats.">Responses to tones and noise of single cells in dorsal cochlear nucleus of unanesthetized cats.</a> J. Neurophysiol. 39, 282-300 (1976).</li><li>Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+properties+of+neurons+in+two+parts+of+the+primary+motor+cortex+of+the+awake+rat.">Contrasting properties of neurons in two parts of the primary motor cortex of the awake rat.</a> Brain Res. , 333-3173 (1985).</li><li>Westby, G. W., Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+floating+microwire+technique+for+multichannel+chronic+neural+recording+and+stimulation+in+the+awake+freely+moving+rat.">A floating microwire technique for multichannel chronic neural recording and stimulation in the awake freely moving rat.</a> J. Neurosci. Methods. 76, 123-133 (1997).</li><li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+neurons+sensitive+to+combinations+of+information-bearing+elements+of+biosonar+signals+in+the+mustache+bat.">Cortical neurons sensitive to combinations of information-bearing elements of biosonar signals in the mustache bat.</a> Science. 200, 778-781 (1978).</li><li>O'Neill, W. E., Suga, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target+range-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat.">Target range-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 69-73 (1979).</li><li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harmonic-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat.">Harmonic-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 270-274 (1979).</li><li>Portfors, C. V., Felix, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2nd+Spectral+integration+in+the+inferior+colliculus+of+the+CBA/CaJ+mouse.">2nd Spectral integration in the inferior colliculus of the CBA/CaJ mouse.</a> Neuroscience. , 136-1159 (2005).</li><li>Felix, R. A., Portfors, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory,+inhibitory+and+facilitatory+frequency+response+areas+in+the+inferior+colliculus+of+hearing+impaired+mice.">Excitatory, inhibitory and facilitatory frequency response areas in the inferior colliculus of hearing impaired mice.</a> Hear Res. 228, 212-229 (2007).</li><li>Portfors, C. V., Jonson, K. G., Roberts, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over-representation+of+species-specific+vocalizations+in+the+awake+mouse+inferior+colliculus.">Over-representation of species-specific vocalizations in the awake mouse inferior colliculus.</a> Neuroscience. 162, 486-500 (2009).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li></ol>

Biz ifşa hiçbir şey yok.

Fare elektrofizyolojik ve nöroanatomik deneyler için kafa sonrası koltuk sisteminin avantajı deneyler anestetik ilaçlara bağlı olası cevabı kirliliği ortadan kaldırarak, unanesthetized, uyanık fare ile yapılabilir olmasıdır. Buna ek olarak, bir kümesini daha verimli bir hayvan kullanım için izin vermek için birden çok gün boyunca kullanılabilir. Kafa-sonrası için en bileşenleri off-the-raf mevcuttur. Sadece baş-sonrası ve montaj aparatları ısmarlama olduğu, inş...

<table border="1"><tbody><tr><td> Isim </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> Diş çimento önce kafatası temizlik için Etch jel </td><td> Henry Schein </td><td> 101-5396 </td><td> 1.2 ml şırınga ile 12/pk </td></tr><tr><td> Diş çimento için astar </td><td> Kerr Optibond&#39;un </td><td> 25881 </td><td> 8 mL şişe </td></tr><tr><td> Diş çimento Yapıştırıcı </td><td> Kerr Optibond&#39;un </td><td> 25882 </td><td> 8 mL şişe </td></tr><tr><td> Diş çimento Aplikatörler </td><td> Kerr Optibond&#39;un </td><td> 24680 </td><td> 200/pk </td></tr><tr><td> Diş Çimento </td><td> Karizma, Heraeus Kulzer </td><td> 66000085 </td><td> 4GM Şırınga Dolum </td></tr><tr><td> Tungsten Rod (Ground Pin) </td><td> AM Sistemleri </td&gt; <td> 717200 </td><td> 0.010 &quot;çaplı </td></tr><tr><td> Ekonomi UV Kür Işık </td><td> Henry Schein </td><td> CU-80 </td><td></td></tr><tr><td> Head-sonrası </td><td> In-house Dahili </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Montaj çubuğu </td><td> In-house Dahili </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Yerleştirme bloğu </td><td> In-house Dahili </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Stereotaksik Çerçeve </td><td> David Kopf Aletleri </td><td> 902 </td><td></td></tr><tr><td> Fare ve Yenidoğan Rat Adaptör </td><td> Stoelting </td><td> 51625 </td><td></td></tr><tr><td> İzotermal Pad Deltaphase </td><td> Braintree Scientific, Inc </td><td> 39DP </td><td></td></tr></tbody></table>

preparation of an awake mouse for recording neural responses and injecting tracers

Biliyorsunuz anestezi, beynin çeşitli bölgelerinde nöral cevabı özelliklerini değiştirir olduğu bilinmektedir. 13. Işitme sistemi olarak, eşik, frekans özgüllük ve inhibitör sidebands dahil olmak üzere beyin sapı nöronları temel yanıtı özellikleri anestezi altında 1-2 belirgin şekilde değişmiş. Bu gözlemler fizyolojistleri anestezi kirletici etkisi olmayan tek nöronlardan kaydetmek için yollar aramaya sevk etti. Bir sonuç beyin sapı tamamen Ortabeyin 4 seviyesinde transeksiyon bir decerebrate hazırlanması, idi. Bu hazırlık sakıncaları müthiş bir ameliyat, ön beyin gelen projeksiyonlar inen ortadan kaldırılması ve orta beyin yukarıdaki yapıları incelemek için duyusal stimülasyon kullanmak için bir yetersizlik vardır. Farklı bir stratejiye hayvan uyanık ve / veya 5,6 davranışlar ise tek nöronlar ve multiunit kümelerden kaydetmek için kronik elektrod dizileri implant olmuştur </sup&gt;. Bu teknikler Bununla beraber ilk elektrofizyolojik bir beyin yapısını karakterize sonra izleyici boya enjekte ile uyumlu değildir. Tek nöronlardan gelen elektrofizyolojik yanıt özellikleri kaydederken anestezi ile nöral yanıt özelliklerinin değişmesini önlemek için, biz uzun fare 10-12 yarasalar 7-9 kullanılan bir kafalık tekniği adapte var. Bu yöntemi kullanarak, biz unanesthetized farenin birkaç gün içinde elektrofizyolojik yapabiliyoruz. Kayıt seansları sonunda, biz sonra elektrot pozisyonları ve kayıt siteleri yeniden ya ve kayıt lokus gelen yolları tespit edilebilir, böylece bir izleyici enjekte etmek için bir boya enjekte edebilir. Bu yöntem kullanımı anestezi olmadan birden fazla gün boyunca iyi izole tek nöron kayıtları için izin verir.

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers at JoVE.com

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

Nöronal yanıtların Elektrofizyolojik karakterizasyonu beyin fonksiyonu anlamak için ve yol izleme için boyaların yerleştirme yönlendirmek için önemlidir. Bununla birlikte, birçok çalışma anestetize hayvanlarda gerçekleştirilir. Anestezi olmadan beyin fonksiyonu anlamak için, nöronal yanıtı özellikleri kaydetmek ve uyanık fare boya enjekte etmek için bir yöntem geliştirdi.

Sinir Yanıtları Kayıt ve Tarayıcıları enjekte için bir Awake Fare hazırlanması

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

preparation-an-awake-mouse-for-recording-neural-responses-injecting

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.3K Görüntüleme.  Johns Hopkins University. Nöronal yanıtların Elektrofizyolojik karakterizasyonu beyin fonksiyonu anlamak için ve yol izleme için boyaların yerleştirme yönlendirmek için önemlidir. Bununla birlikte, birçok çalışma anestetize hayvanlarda gerçekleştirilir. Anestezi olmadan beyin fonksiyonu anlamak için, nöronal yanıtı özellikleri kaydetmek ve uyanık fare boya enjekte etmek için bir yöntem geliştirdi.

Video: Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Hava-faz Electroolfactogram Kayıt Fare Koku Duyu Nöronlar analizi Yanıtları

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Nörobilim

Whole Cell Recording from an Organotypic Slice Preparation of Neocortex

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex. Because of the lack of specific pharmacological agents for these channels, we have taken a genetic approach to manipulating channel expression. We use an organotypic culture preparation (16) in order to maintain cell morphology and the laminar pattern of cortex. We typically isolate acute neocortical slices at postnatal days 8-10 and maintain the slices in culture for 3-7 days. This allows us to study neurons at a similar age to those in our work with acute slices and minimizes the development of exuberant excitatory connections in the slice. We record from visually-identified pyramidal neurons in layers II/III or V using infrared illumination (IR-) and differential interference contrast microscopy (DIC) with whole cell patch clamp in current- or voltage-clamp. We use biolistic (Gene gun) transfection of wild type or mutant potassium channel DNA to manipulate expression of the channels to study their function. The transfected cells are easily identified by epifluorescence microscopy after co-transfection with cDNA for green fluorescent protein (GFP). We compare recordings of transfected cells to adjacent, untransfected neurons in the same layer from the same slice.

This is a protocol to prepare and maintain a neocortical slice preparation in organotypic culture for the purpose of making electrical recordings from pyramidal neurons.

Neokorteks bir Organotipik Dilim Hazırlık Tüm Hücre Kaydı

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex.  Because of the ...

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. Here we present a visualized experimental and methodological protocol to directly visualize microregional tissue hypoxia and to infer perivascular oxygen gradients in the mouse cortex. It is based on the non-linear relationship between nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) endogenous fluorescence intensity and oxygen partial pressure in the tissue, where observed tissue NADH fluorescence abruptly increases at tissue oxygen levels below 10 mmHg1. We use two-photon excitation at 740 nm which allows for concurrent excitation of intrinsic NADH tissue fluorescence and blood plasma contrasted with Texas-Red dextran. The advantages of this method over existing approaches include the following: it takes advantage of an intrinsic tissue signal and can be performed using standard two-photon in vivo imaging equipment; it permits continuous monitoring in the whole field of view with a depth resolution of ~50 &mu;m. We demonstrate that brain tissue areas furthest from cerebral blood vessels correspond to vulnerable watershed areas which are the first to become functionally hypoxic following a decline in vascular oxygen supply. This method allows one to image microregional cortical oxygenation and is therefore useful for examining the role of inadequate or restricted tissue oxygen supply in neurovascular diseases and stroke.

Here we describe a method to directly visualize microregional tissue hypoxia in the mouse cortex in vivo. It is based on concurrent two-photon imaging of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and the cortical microcirculation. This method is useful for high resolution analysis of tissue oxygen supply.

Endojen NADH Floresans iki-foton Imaging tarafından Fare Serebral Korteks olarak Microregional Hipoksi Algılama

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Tüm Dağı Muscle Analizi ile tekrarlanabilir Fare Siyatik Sinir Ezilme ve Rejenerasyon daha sonraki Değerlendirme

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

Sinir Devre Kaydı bir Bozulmamış Hamamböceği Sinir Sistemi

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Uyanık Farelerde Nöroaktif Maddelerin Microiontophoretic Uygulaması ile birlikte Nöronal Faaliyet dışı Kaydı

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

Kayıt ve Stimülasyon Uygulamaları için Yüksek İletişim-Yoğunluk Fabrikasyon, Düz Arayüz Sinir Elektrotlar

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bir geliştirilmiş çoklu tetrot hiper motor yapımı fareler davranışlar içinde büyük ölçekli sinirsel kayıt için

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

Gerilim duyarlı boya kullanarak beyin dilimleri geniş alan tek foton optik kayıt

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...