Bu çalışma Sağlık (AR-49419, DD), Müsküler Distrofi Derneği (DD) ve NIH eğitim bursu T90DK70105 (CH) Ulusal Enstitüleri ile hibe tarafından desteklenmiştir.

1. EDL kas Ex vivo kasılma ve Pasif Özelliklerinin Değerlendirilmesi EDL kasının kasılma ve pasif özellikleri in vitro kas testi sisteminde Aurora Bilimsel kullanarak ex vivo olarak ölçülür. Malzeme ve ekipman için Tablo 1&#39;e bakınız. 1.1 Ekipmanın hazırlanması <ol><li> Su ceketi doku banyosuna oxytube sabitleyerek doku-organ banyosuna birleştirin. Kas montaj aparatı monte banyo takın. Oxytube için gaz hattı bağlayın. Su ceketi doku banyosuna su sirkülasyon hatları sabitleyin ve banyo drenaj içine iğne vana yerleştirin. </li><li> Dolaşan su-banyosu ile kapatın ve 30 ° C&#39;de 7 sıcaklığını ayarlamak. 95% 5 PSI (inç kare başına pound) O 2 -5% CO 2 oxytube akmasına izin verin. Ringer tamponu ile banyo doldurun. En azından için tampon dengelemekOxytube valfi ile sürekli bir gaz akışı ile 10 dk. </li><li> (Uyarıcı, dual-mode kolu sistemi ve sinyal arayüzü) aletleri açın. Üreticinin talimatlarına göre dinamik kas kontrolü (DMC) yazılımı yükleyin. </li></ol> 1.2 EDL kasının diseksiyonu Bütün hayvan çalışmaları Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylanmalıdır. <ol><li> 2.5 ul / anestezik kokteyl (malzeme bölümüne bakınız) g vücut ağırlığı intraperitoneal enjeksiyonu ile fare uyuştur. Cerrahi prosedür boyunca, sedasyon derinliği ayak tutam yaparak kontrol edildi. Anestezi altında hayvan tutmak için gerektiğinde ilk anestetik dozunun% 10 oranında bir ek yönetilmektedir. Arka bacak Tıraş. Bir ısıtma yastığı üzerinde fare koyarak diseksiyon prosedür ° C önce 37 vücut sıcaklığı koruyun. Vücut sıcaklığı sürekli olarak, rektal temperat ölçülmesi ile izlenirtermal prob kullanılarak ure. </li><li> Diseksiyon kurulu (Şekil 1) üzerinde fare sırtüstü konumlandırın. Bacak cilt soyun arka bacak kasları ortaya çıkarmak. Iki terzi pimleri, grasilis kas ayak diğeri kullanarak Sylgard blok bacak sabitleyin. 37 iç vücut ısısını korumak için fare vücut üstünde bir ısı lambası yerleştirin ° C. Sürekli Ringer tamponu ile açıkta kalan tüm kasları superfuse. Bir vakum hattı sayesinde aşırı tampon boşaltın. </li><li> Distal TA tendon ve ayak doğru cilt diseksiyon bir stereomikroskop altında ekstansör ligaman Açığa. Yavaşça TA kası örten fasya çıkarın. Distal TA tendonun serbest ekstansör bağ kesin. </li><li> Distal TA tendonu kesin ve TA kas kalkmasına kullanabilirsiniz. Dikkatlice proksimal eki de TA kas kaldırın. TA kas damar rüptürü nedeniyle kanama absorbe EDL kasının yanında Ringer tampon batırılmış pamuk ince bir parça yerleştirin. Aşırı tampon ve kan temizlemek için vakum hattı kullanın. </li><li> Distal EDL kasının kas tendon bileşkesine (MTJ) (Şekil 2) bir ekmek ipek sütür kullanarak bir döngü düğüm tarafından izlenen bir çift kare knot kravat. Proksimal EDL kasının açığa biseps femoris kasının distal kısmına bir kesi olun. Proksimal EDL tendon MTJ de knot aynı seti (Şekil 2) tekrarlayın. Aynı sütür hattı kullanarak bir çift kare düğüm ile proksimal veya distal knot birine kol kanca takın. Kalan sütür hattı kesti. </li><li> Proksimal sütür düğümü üstün proksimal EDS tendonu kesin. Kanca ile EDL kasının yukarı kaldırın ve kas altında damar kesti. Arka bacak arasından EDL kasının çıkarmak için distal sütür düğümü aşağı distal EDS tendonu kesin. Ringer tampon batırılmış bir parça pamuk ile maruz arka bacak örtün. </li><li> Kol için kanca takın. Dikey olarak kas hizalamaiki elektrot arasında. Sabit yazılan distal sütür hattı sabitleyin. Daldırın Ringer tampon kas dokusu banyo yukarı kaldırın. Iki ince / kaba çeviri aşama kullanılarak 1.0 g istirahat gerilim ayarlayın ve kas en azından 10 dakika için denge sağlaması için izin verir. </li></ol> 1.3 EDL kasının kasılma ve pasif özellikleri Ölçüm Aşağıdaki ölçümler her biri için yazılım DMC içinde parametrelerini ayarlamak için Tablo 2 kullanın. Dinamik kas analizi (DMA) yazılımını kullanarak verileri analiz edin. 1.3.1 EDL kasının kasılma özelliklerinin ölçülmesi <ol><li> Kas 8 stabilize etmek dışında 60 sn ile 150 Hz&#39;de EDL kasının üç kez teşvik. </li><li> Optimal uzunluğu (Lo) belirlemek için farklı dinlenme gerilimleri EDL kasının teşvik. Optimum uzunluğu kas maksimum kasılan gerginliği geliştirir hangi uzunluğudur. Ile kas izin2 dakika dinlenin. </li><li> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın. Tek seğirme stimülasyon az kas kuvveti ölçün. Mutlak seğirme kuvveti (Pt), pik gerilimi (TPT) ve Pt yarısından gevşeme zamanı (½ RT) için zaman belirleyin. Kas 2 dk dinlendirilir. </li><li> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın. Farklı stimülasyon frekansları (50, 80, 100, 120, 150 ve 200 Hz) üretilen tetanik kas kuvveti ölçün. Kas kuvveti maksimal ulaştığında mutlak maksimal tetanik kas kuvveti (Po) belirleyin. TPT ve ½ Po 9 RT ölçün. </li><li> Kas 5 dk dinlendirilir. Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın. Çevrimleri arasında 2 dk dinlenme ile eksantrik kasılmalar 10 döngüleri uygulayın. Eksentrik her döngüden sonra Po göreli gücü kaybını hesaplayınız. </li><li> Cihazdan EDL kasının ayırın ve dikiş yerinde tendonlar kesilir. Kas ıslak ağırlık belirleyin ve kas kesit alanı (CSA) hesaplamak6,10. </li></ol> 1.3.2 EDL kasının pasif özelliklerinin ölçülmesi <ol><li> Kontralateral EDL kasının inceleyin ve Bölüm 1.2 &#39;de açıklandığı gibi cihazla birleştiriniz, 2 ila 7 adım. </li><li> Kas 10% Lo bir artış ile% 160 Lo gergin bir altı adım germe protokolü Konu EDL kasının. Gerilme-deformasyon profili 6. Çözümle. </li><li> 10% Lo germe ve kas tutarak sonra aşağıdaki süreler de stres gevşeme oranı (SRR) ölçerek EDL kasının viskoz özelliği Değerlendirin: zirveden 0.1s sonrası pik (puan), 0.1 0.2s için 0,2 ila 0,5 s pp dan 0.5 &#39;dan 1S ppm&#39;e ve 1 ila 1.5s pp için pp, </li><li> Fare anestezi altında iken Çalışmanın sonunda, servikal dislokasyon ve / veya dekapitasyon ile fare ötenazi. Cihazdan EDL kasının ayırın ve dikiş yerinde tendonlar kesilir. Kas ıslak ağırlık belirleyin ve kas çapraz se hesaplamakctional alanı (CSA) 6, 10. </li></ol> 2. Yerinde TA Kası Kontraktil Özelliklerinin Değerlendirilmesi TA kasının kasılma özelliklerinin yerinde kas testi sisteminde Aurora Bilimsel kullanılarak ölçülür. Malzeme ve ekipman için Tablo 1&#39;e bakınız. 2.1 Ekipmanın hazırlanması <ol><li> 37 termo-kontrollü hayvan sahne kadar ısıtın ° C dolaşan su banyosu kullanılarak. </li><li> (Uyarıcı, dual-mode kolu sistemi ve sinyal arayüzü) aletleri açın. Üreticinin talimatlarına göre DMC yazılımı yükleyin. </li></ol> Yerinde kuvvet ölçümü için TA kas 2.2 hazırlanması <ol><li> Fare anestetize, arka bacak ve tıraş Bölüm 1.2 &#39;de 3 ila adım 1 de tarif edildiği gibi TA kas maruz. </li><li> Patella ligament USI etrafında bir çift kare düğüm Kravatng bir ekmek ipek sütür. Distal TA kas MTJ (Şekil 2) bir döngü düğüm tarafından izlenen bir çift kare düğüm Kravat, aynı sütür hattı kullanılarak distal TA tendon düğüm bir ~ 10 mm döngü bırakarak başka bir çift kare düğüm. Döngü tarafındaki ikinci çift kare düğüm yerleştirin. </li><li> Arka bacak arasından işaretçilerine çıkarın ve hayvan eğilimli konumlandırmak. Biseps femoris kas Açığa. Siyatik sinir ortaya orta hatta bir kesi olun. Siyatik sinirin proksimal ucunun etrafında bir çift kare düğüm Kravat. Sütür hatlarının bir tarafı Trim ve düğüm üstün sinirlerini kesti. Yavaşça, dikiş hattı kullanarak diz doğru siyatik sinir çekin ve özgür çevreleyen bağ dokusu ~ uzunluğu 5 mm temizleyin. Bu işlem sırasında sinir germek ve sürekli zil tamponu ile sinir superfuse etmeyin. </li><li> Olarak 3&#39;e kadar olan adımları 1 &#39;de tarif kontralateral TA kas hazırlayın. Ri bir parça ile maruz arka bacak biri Kapaknger tampon pamuk ıslatılır. Sürekli önceden ısıtılmış (37 ° C) Ringer tampon ile arka bacaklarda hem superfuse. Bir vakum hattı sayesinde aşırı tampon çıkarın. </li><li> Hayvan platformda eğilimli hayvan yerleştirin. Hayvan platforma diz kelepçe tutucu takın ve patella ligament dikiş hatları kullanarak çift kare knot ile metal pin her iki diz sabitleyin. Terzi işaretçilerine kullanarak Sylgard blokta iki ayak Pin. Termo-kontrollü sahneye hayvan platformu sabitleyin. 37 ° C &#39;de hayvansal iç vücut ısısını korumak için ısı lambası konumu </li><li> Hayvan platforma elektrot tutucu sabitleyin ve sütür hattı kullanarak elektrot üzerinde siyatik sinir yatıyordu. Uzaklıkta arka bacak kaslarından elektrodu tutun. MTJ dikiş yerinde örtünmeyen arka ekstremite distal TA tendonu kesin. Kol kanca distal TA tendon dikiş döngü takın. Sıcak bir Ringer tampon batırılmış pamuk ile maruz arka bacak kası örtün. </li></ol><ol><li> DMC yazılım parametrelerini ayarlamak için Tablo 2 kullanın. TA kas kasılma özelliklerini belirlemek için Bölüm 1.3.1 &#39;de tarif edilen aynı protokol takip edin. DMA yazılımını kullanarak verileri analiz edin. </li><li> Kasılma özelliği ölçüm yapıldıktan sonra, tesviye kol kanca distal TA tendon dikiş döngü ayırın. TA kas çıkarın. Kas ıslak ağırlık belirleyin ve CSA 10 hesaplayabilirsiniz. </li><li> 1-3 Yukarıda açıklanan aşamalara göre kontralateral TA kas kasılma özelliklerini ölçün. Çalışmanın sonunda, kurumsal kurallarına göre fare Euthanize. </li></ol>

<ol>
	<li>Huijing, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscle+as+a+collagen+fiber+reinforced+composite:+a+review+of+force+transmission+in+muscle+and+whole+limb.">Muscle as a collagen fiber reinforced composite: a review of force transmission in muscle and whole limb.</a> J. Biomech. 32, 329-345 (1999).</li><li>Moss, R. L., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastic+and+viscous+properties+of+resting+frog+skeletal+muscle.">Elastic and viscous properties of resting frog skeletal muscle.</a> Biophys. J. 17, 213-228 (1977).</li><li>Hoffman, E. P., Brown, R. H., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin:+the+protein+product+of+the+Duchenne+muscular+dystrophy+locus.">Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus.</a> Cell. 51, 919-928 (1987).</li><li>Petrof, B. J., Shrager, J. B., Stedman, H. H., Kelly, A. M., Sweeney, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dystrophin+protects+the+sarcolemma+from+stresses+developed+during+muscle+contraction.">Dystrophin protects the sarcolemma from stresses developed during muscle contraction.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 90, 3710-3714 (1993).</li><li>Pastoret, C., Sebille, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mdx+mice+show+progressive+weakness+and+muscle+deterioration+with+age.">mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age.</a> J. Neurol. Sci. 129, 97-105 (1995).</li><li>Hakim, C. H., Grange, R. W., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+passive+mechanical+properties+of+the+extensor+digitorum+longus+muscle+are+compromised+in+2-+to+20-mo-old+mdx+mice.">The passive mechanical properties of the extensor digitorum longus muscle are compromised in 2- to 20-mo-old mdx mice.</a> J. Appl. Physiol. 110, 1656-1663 (2011).</li><li>Segal, S. S., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature-dependent+physiological+stability+of+rat+skeletal+muscle+in+vitro.">Temperature-dependent physiological stability of rat skeletal muscle in vitro.</a> Am. J. Physiol. 248, 265-270 (1985).</li><li>Grange, R. W., Gainer, T. G., Marschner, K. M., Talmadge, R. J., Stull, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast-twitch+skeletal+muscles+of+dystrophic+mouse+pups+are+resistant+to+injury+from+acute+mechanical+stress.">Fast-twitch skeletal muscles of dystrophic mouse pups are resistant to injury from acute mechanical stress.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283, 1090-1101 (2002).</li><li>Hakim, C. H., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+differences+in+contractile+and+passive+properties+of+mdx+extensor+digitorum+longus+muscle.">Gender differences in contractile and passive properties of mdx extensor digitorum longus muscle.</a> Muscle Nerve. 45, 250-256 (2012).</li><li>Hakim, C. H., Li, D., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+murine+skeletal+muscle+function+for+muscle+gene+therapy.">Monitoring murine skeletal muscle function for muscle gene therapy.</a> Methods Mol. Biol. 709, 75-89 (2011).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Bu protokol, kontraktil ve pasif özellikleri EDL kasının ve TA kas kasılma özelliklerini ölçmek için fizyolojik testler gösterdik. Kas fizyolojisi çalışmalarında önemli bir endişe hedef kas oksijenasyonu olduğunu. Ringer tampon oksijen difüzyon in vitro assay bir de kas merkezine ulaşmak olmayabilir, çünkü büyük kaslar (örneğin TA kas gibi), in situ yaklaşım tercih edilmektedir. Yerinde bir yaklaşım olarak normal kan temini ve hipoksi ile ilişkili rahatsız etmez yapay etkilerinden kaçınılır. EDS, kas fizyolojisi içine alan en yaygın olarak kullanılan kas biridir. Tüm kas yeterli oksijen dolayı kas boyutunun küçük in vitro sistemde de elde edilebilir. Bundan başka, in vitro sistem içinde kapalı bir iyon konsantrasyonu (Ca2 +, Na + ve K +) işlemek için çevre ve kimyasal içerirOptimal kas gücü üretimi için gerekli olan kalori (ATP ve glikoz). Bu kuvvet üretimi bu değişkenlerin etkisini incelemek için büyük bir fırsat sunuyor. Ekstremite kas kasılma ve pasif özellikleri doğru ölçülmesi iskelet kası fonksiyonu çalışma için çok önemlidir. Bu özelliklerin Karakteristik değişiklikler genellikle çeşitli kas hastalıklarından diğerlerinden ayıran olarak kabul edilmektedir. Bu parametrelerde değişiklikler de deneysel bir tedavinin etkili olup olmadığını belirlemek için önemli göstergelerdir.

<table border="1"><tbody><tr><td> Malzeme </td><td> Üretici </td><td></td><td> Özellikler ve yorumlar </td></tr><tr><td> Doku-organ banyosu </td><td> Radnoti LLC, CA, USA </td><td></td><td> Su-ceket doku banyosu (Cat # 158351-LL), Oksijen dağıtıcı boru (Cat # 160192), Luer kapak (Cat # 120722) </td></tr><tr><td> Su banyosu Sirkülasyon </td><td> Fisher Scientific, Waltham, MA, USA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Gaz karışımı </td><td> Airgas Ulusal, Charlotte, NC, ABD </td><td></td><td> % 95 O 2 ve% 5 CO 2 </td></tr><tr><td> In vitro kas fonksiyonu testi tertibatta </td><td> Aurora Bilimsel, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Sistemi uyarıcısı (Model # 701A), çift modlu bir kaldıraç sistemi (Model # 300C veya 305C), bir sinyal arayüz (Model # 604B) ve bir test ap oluşurparatus (Model # 800A) dikey doku organ banyosuna monte etmek </td></tr><tr><td> In vitro kas fonksiyonu testi yazılımında </td><td></td><td></td><td> Dinamik kas kontrolü (DMC) yazılım ve dinamik kas kontrolü veri analizi (DMA) yazılımı </td></tr><tr><td> % 0.9 NaCl içinde karıştırılır Fare anestezi kokteyl </td><td> Kurumsal düzenlemeler bakın </td><td></td><td> Ketamin (25 mg / ml) ve ksilazin (2.5 mg / ml) ve Acepromazine (0.5 mg / ml). Cerrahi prosedür boyunca, başlangıç ​​dozunun% 10 ek anestezi altında hayvan tutmak için gerekli olabilir. </td></tr><tr><td> Sylgard </td><td> Dünya Precision Instrument </td><td> Cat # SYLG184 </td><td></td></tr><tr><td> Bir ısmarlama pleksiglas diseksiyon kurulu </td><td> Tasarlanmış evde </td><td></td><td> Şekil 1 &#39;e bakınız </td></tr><tr><td> Isıtma lambası </td><td> Tensör Aydınlatma Firma,Boston, MA, ABD </td><td></td><td> Diseksiyon sırasında fare sıcak tutmak için 15 Watt lamba </td></tr><tr><td> Ringer Tampon </td><td> Kimyasallar Fisher Scientific, Waltham, MA, ABD satın alınan </td><td></td><td> MM Kompozisyon: 1.2 NaH 2 PO 4 (Cat # S369), 1 MgSO4 (Cat # M63), 4.83 KCl (Cat # P217), 137 NaCl (Cat # 217), 24 NaHCO 3 (Cat # S233), 2 CaCl2 (Cat # C79) ve 10 glikoz (Cat # D16). Bireysel kimyasallar çözülür ve yukarıda listelenen sipariş karıştırabilirsiniz. 4 ° C&#39;de depolayın </td></tr><tr><td> Stereo diseksiyon mikroskobu </td><td> Nikon, Melville, NY, ABD </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Diseksiyon araçları </td><td> Güzel Bilim Araçları, Foster City, CA, USA </td><td></td><td> Kaba forseps, kaba makas, ince forseps (Düz ve 45 ° açı) </td></tr><tr><td> # 4-0 Örgülü ipek sütür </td><td> SofSilk USSC Sularda, Norwalk, CT, ABD </td><td> Cat # SP116 </td><td></td></tr><tr><td> Bir ısmarlama paslanmaz çelik kanca </td><td> Küçük Parçalar, Inc </td><td></td><td> 2&#39;&#39; kuvvet dönüştürücü 305C veya 2.5 için uzun S / S 304V (0.18&#39;&#39; çap)&#39;&#39; dönüştürücü 300C için uzun S / S 304V (0.012&#39;&#39; çap) (Cat # ASTM A313) </td></tr><tr><td> Yerinde kas fonksiyonunu test sisteminde </td><td> Aurora Bilimsel, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Sistemi (809B, in situ fare aygıtı içinde) bir uyarıcı (Model # 701B), çift modlu bir kaldıraç sistemi (Model # 305C), bir sinyal arayüz (Model # 604A) ve bir termo kontrollü ayaklıklar aparatı (Model # 809A oluşur ) </td></tr><tr><td> In vitro kas fonksiyonu testi yazılımında </td><td> Aurora Bilimsel, Aurora, ON, Kanada </td><td></td><td> Dinamik kas kontrolü (DMC) yazılım ve dinamik kas kontrolü veri analizi (DMA) yazılımı </td></tr><tr><td> Bir ısmarlama TA tahlil hayvan platformu </td><td> Tasarlanmış evde </td><td></td><td> Şekil 2 &#39;ye bakınız </td></tr><tr><td> Bir ısmarlama paslanmaz çelik kanca </td><td> Küçük Parçalar, Inc </td><td> Cat # ASTM A313 </td><td> 0.5&#39;&#39; Uzun S / S 304V (0.18&#39;&#39; çap) </td></tr><tr><td> Ismarlama 25G platin elektrot </td><td> Chalgren Enterprises, Gilroy, CA </td><td></td><td> İki 24G elektrik tellerine Lehim iki 0.016&#39;&#39; kalınlığında platin telleri </td></tr></tbody></table> Tablo 1. Malzemeler ve ekipmanlar.

evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice

Vücut hareketleri özellikle iskelet kası mekanik fonksiyon tarafından sağlanmaktadır. İskelet kası intramüsküler bağ dokular tarafından kılıfa myofibers sayısız demetleri oluşur. Her bir myofiber myofiber uzunluğu boyunca uzunlamasına çalışır çok miyofibril içerir. Miyofibril kas kasılma cihaz olup, sarkomerlerin olarak bilinen tekrar eden birimler kontraktil oluşmaktadır. Bir sarkomer ünitesi Z diskleri ve titin protein tarafından aralıklı aktin ve miyozin filamentleri içerir. İskelet kası mekanik fonksiyon kas kasılma ve pasif özellikleri ile tanımlanır. Kasılma özelliği kas kasılması, kas gevşeme bölgesinin kuvvet kuşak ve bir zaman süresi esnasında oluşan kuvvet miktarını karakterize etmek için kullanılır. Kas kasılması (örneğin aktin ve miyozin filamentler, kalsiyum homeostazı, ATP / ADP oranı, vb arasındaki etkileşim gibi) etkileyen her türlü faktörü kontraktil prope etkilerrties. Pasif özelliklere daralma yokluğunda kas elastik ve yapışkan özellikleri (sertlik ve viskozite) bakın. Bu özellikler, 1-2 (özellikle kolajen) hücre dışı ve hücre içi yapısal bileşenleri (örneğin, titin gibi) ve bağ dokusu ile tespit edilir. Kasılma ve pasif özellikleri kas fonksiyonu birbirinden ayrılamayan iki yönü vardır. Örneğin, dirsek fleksiyon üst kolun arka bölme içinde üst kol ve kas pasif kolunun ön bölme içinde kaslarının kasılmasına ile gerçekleştirilir. Gerçekten kas fonksiyonu anlamak için, hem de kasılma ve pasif özellikleri incelenmelidir. Kas kasılma ve / veya pasif mekanik özellikler genellikle kas hastalıklarında da başkaları vardır. Buna iyi bir örnek Duchenne müsküler distrofi (DMD), distrofin eksikliği 3 ile oluşan hastalık israf ciddi bir kastır. Distrofin bir sitoskeletal prote olduğunuBu kas kasılması 4 sırasında kas hücresi zarı (sarcolemma) dengeler. Distrofinin yokluğunda, sarcolemma kuvvet aktarımı sırasında oluşturulan makaslama kuvveti ile zarar görmüş. Yırtılma Bu membran kas hücre ölümü ve kontraktil makine kaybına yol açan bir zincir reaksiyon başlatır. Bunun bir sonucu olarak, kas kuvveti azalır ve ölü myofibers fibrotik doku 5 ile değiştirilir. Bu daha sonra değişiklik kas sertliği 6 artırır. Bu değişikliklerin ortaya konması hastalığın ilerlemesini değerlendirmek ve yeni gen / hücre / farmakolojik müdahalelerin tedavi etkinliğini belirlemek için önemli bir kılavuz sağlar. Burada, ekstansör digitorum longus (EDL) kas ve tibialis anterior (TA) kas kasılma özelliklerinin hem kasılma ve pasif mekanik özelliklerini değerlendirmek için iki yöntem sunar.

Aşağıdaki sonuçlar önceki raporlarımızda 6,9 bir temsilidir. Veriler ortalama ortalama ± standart hata olarak sunulmuştur. Tablo 3. Normal BL10 ve yaşı 4 ila 6 ayda distrofin eksikliği (mdx) farelerde EDL kasının morfometrik özelliklerini gösterir. Şekil 4 temsili kasılma ve pasif özelliklerini gösterir BL10 ve mdx fareler EDL kasının. EDS kasının kasılma özelliklerini spesifik (mutlak CSA bölünmüş kuvvet) seyirme kuvvet (Şekil 4A), belirli bir maksimum kuvvet tetanik (Şekil 4B), TPT ve yarım maksimum mutlak tetanik kuvvet RT dahil olmak üzere, aşağıdaki terimler ile tanımlanır (Şekil 4C, D). TPT ve ½ RT de mutlak kasılan kuvveti hesaplamak mümkündür. Stres-gerilme profili (Şekil 4E) ve SRR (Şekil 4F) birEDL kasının pasif özelliklerini tanımlamak için kullanılır yeniden. Distrofin yokluğu EDL kasının 6,9 kasılma ve pasif özellikleri üzerinde önemli bir etkisi vardır. Belirli seğirme ve tetanik güçleri önemli ölçüde mdx EDL kasının azalır. ½ RT mdx EDL kasının daha yavaş iken TPT çok daha hızlıdır. Stres-gerilme profili bu sertliği belirgin mdx EDL kasının artış olduğunu göstermektedir. Sonrası yüksek gerilimleri daha hızlı düşüş ise mdx EDL kasının da tepe stres ulaşmadan önce bir ölçüde çok daha yüksek direnç kuvveti (pasif stres) vermektedir. Ayrıca, SRR BL10 EDL kasının kıyasla mdx EDL kasının anlamlı derecede yüksek bulunmuştur. İstatistiksel analiz İki grup arasında istatistiksel anlamlılık Student t-testi ile analiz edilmiştir. Ler içinBirden gruplar arasında tatistical önemi, Tek yönlü veya Bonferroni post hoc analizi takiben iki-yönlü ANOVA analizi SAS yazılımı (SAS Institute Inc, Cary, NC) kullanmanız önerilir. Fark durumunda p &lt;0.05 anlamlı olarak kabul edilmektedir. Tablo 1. Malzemeler ve ekipmanlar. <table border="1"><tbody><tr><td class="jove_content_small"> Deney </td><td class="jove_content_small"> Dinlenme gerginlik (gram) </td><td class="jove_content_small"> Darbe frekansı (Hz) </td><td class="jove_content_small"> Puls genişliği (ms) </td><td class="jove_content_small"> Stimülasyon süresi (ms) </td><td class="jove_content_small"> Streç uzunluğu </td><td class="jove_content_small"> Streç süresi (ms) </td><td class="jove_content_small"> Streç oranı </td><td class="jove_content_small"> Yorumlar </td></tr><tr><td colspan="9"> 1. EDL kasının ex vivo kasılma ve pasif özelliklerin değerlendirilmesi </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.1 EDL kasının kasılma özelliklerinin ölçülmesi </td></tr><tr><td> 1. Isınmak </td><td> 1.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Her uyaran arasındaki 60 saniye boyunca kas dinlendirin. Bunlar ön tetanik kasılmalar sonraki ölçümler için kas stabilize. </td></tr><tr><td> 2. Optimal kas uzunluğu (Lo) </td><td> 0.5, 1.0, 1.5 ve 2.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Kas Her uyaran arasındaki 30 saniye dinlenmek için izin verin. Bir dijital kumpas kullanılarak kas optimum uzunluğunu ölçün. </td></tr><tr><td> 3. Tek twitch kuvveti (Pt) </td><td> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 4. Tetanik kas kuvveti </td><td> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın </td><td> 50, 80, 100, 120, 150 ve 200 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Kas her uyaran arasında 1 dakika dinlenmek için izin verin. Maksimal mutlak tetanik kuvvet (Po) oluşturmak frekansı belirleyin. </td></tr><tr><td> 5. Eksantrik kasılma </td><td> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın </td><td> Maksimum tetanik kuvvet (Po) üretir frekansı kullanın </td><td> 0.2 </td><td> 700 </td><td> % 10 Lo </td><td> stimülasyon süresinin son 200 ms </td><td> 0.5 Lo / sn </td><td> Çevrimleri arasında 2 dk dinlenme ile 10 döngü için eksentrik tekrarlayın. </td></tr><tr><td> 6. EDL kasının CSA </td&gt; <td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (kas kütlesi (g) / [1.06 g / cm 3 x (Lo x 0.44)]. 1.06 g / cm 3 kas yoğunluğu ve 0.44 oranı Lo EDL kas lif uzunluğu. </td></tr><tr><td colspan="9"> 1.3.2 EDL kasının pasif özelliklerinin ölçülmesi </td></tr><tr><td> 1. Altı adım protokolü germe </td><td> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın </td><td></td><td></td><td></td><td> % 10 Lo </td><td></td><td> 2 cm / sn &#39; </td><td> % 160 Lo ulaşıldığında kadar Lo% 10 bir artış ile germe protokolü tekrarlayın. Streç döngüleri arasındaki alow 1,5 sn. </td></tr><tr><td> 2. SRR </td><td> Lo dinlenme gerginliğini ayarlayın </td><td></td><td></td><td></td><td> % 10 Lo </td><td></td><td> 2 cm / sn &#39; </td><td> SSR t gerilme farkı bölünmesiyle hesaplanırime bir zaman dilimi içinde iki zaman nokta arasında geçen. </td></tr><tr><td colspan="9"> 2.3 TA kas kasılma özelliklerinin ölçülmesi </td></tr><tr><td> 1. Isınmak </td><td> 4.0 </td><td> 150 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Her uyaran arasındaki 60 saniye boyunca kas dinlendirin. </td></tr><tr><td> 2. Optimal kas uzunluğu (Lo) </td><td> 3.0, 4.0, 5.0, 6.0 ve 7.0 </td><td> 1 </td><td> 0.2 </td><td> 300 </td><td></td><td></td><td></td><td> Kas Her uyaran arasındaki 30 saniye dinlenmek için izin verin. Bir dijital kumpas kullanılarak kas optimum uzunluğunu ölçün. </td></tr><tr><td> 3. TA kas CSA </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td><td> CSA = (kas kütlesi (g) / [1.06 g / cm 3 x (Lo x 0.6)]. 0.6 Lo ra TA kas lif uzunluğutio. </td></tr></tbody></table> Tablo 2. EDL ve TA kasların mekanik özelliklerinin değerlendirilmesi için Parametreler. <table border="1"><tbody><tr><td> Zorlanma </td><td> Yaş (ay) </td><td> Vücut ağırlığı (g) </td><td> EDS ağırlığı (mg) </td><td> EDL Lo (mm) </td><td> EDS, CSA (mm2) </td></tr><tr><td> BL10 </td><td> 6 </td><td> 32.03 ± 0.57 </td><td> 13.90 ± 0.77 </td><td> 14.09 ± 0.04 </td><td> 2.12 ± 0.12 </td></tr><tr><td> mdx </td><td> 6 </td><td> 35.44 ± 0.42 * </td><td> 16.73 ± 0.42 * </td><td> 13.93 ± 0.05 * </td><td> 2.57 ± 0.07 * </td></tr></tbody></table> Tablo 3. MD EDL kas morfometrik özellikleri. * Değerinex fareler arasında BL10 fareler yaştaki önemli ölçüde farklı olduğunu. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1.jpg" alt="Şekil 1" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig1highres.jpg" fo:content-width="5.5in"/> Şekil 1. Ismarlama fare diseksiyon kurulu şematik diyagramı. Diseksiyon kurulu bir ½ inç kalınlığında pleksiglas malzemeden yapılmış ve kurumsal dükkanında imal edilmiştir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig1large.jpg" target="_blank">büyük bir rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2.jpg" alt="Şekil 2," fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig2highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Şekil 2. MTJ bir döngü düğüm tarafından izlenen bir çift kare düğüm bağlama aşamalarını gösteren dijital görüntüler bir dizi. Asterisk,EDL kasının; Ok, EDL kasının distal tendon. <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3.jpg" alt="Şekil 3" fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig3highres.jpg" fo:content-width="6in"/> /&gt; Şekil 3,. Yerinde TA kas fonksiyonu tayininde için ısmarlama platformu şematik diyagramı. Pleksiglas hayvan platformu ve paslanmaz çelik diz tutucu in situ fare aygıtı içinde 809B üzerine monte edilmek üzere tasarlanmıştır. * Paslanmaz çelik çubuk (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, OR); #, Evrensel elektrot tutucu (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, OR); §, elektrot eki çubuk (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, OR); **, Sylgard blok. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50183/50183fig3large.jpg" target="_blank">büyük bir rakam görmek için buraya tıklayın</a> . <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4.jpg" alt="Şekil 4," fo:src="/files/ftp_upload/50183/50183fig4highres.jpg" fo:content-width="4in"/> /&gt; Şekil 4. EDL kasının kasılma ve pasif özellikleri Temsilcisi sonuçları. EDL kasının kasılma özellikleri Belirli bir seğirme kuvveti (A), spesifik tetanik kuvvet (B), tepe noktası gerilimi (C) ve yarı gevşeme süresi (D) için süre ile karakterize edilir. EDS kas pasif özellikleri gerilme şekil profil (E) ve SSC ile değerlendirilir. *, MDX farelerden alınan BL10 fareler yaş grubundaki önemli ölçüde farklıdır.

Watch this Scientific Journal Video about Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice at JoVE.com

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Ekstremite kas kasılma ve pasif mekanik özelliklerinde değişimler kas hastalıkları için önemli belirteçler vardır. Bu yazıda murin ekstansör digitorum longus ve tibialis anterior kaslar bu özellikleri ölçmek için fizyolojik testler anlatılmaktadır.

Ekstansör digitorum longus kas ve kas Fonksiyonunun Değerlendirilmesi<em&gt; Ex vivo</em&gt; Ve tibialis anterior kas<em&gt; Yerinde</em&gt; Farelerde

Body  movements are mainly provided by mechanical function of skeletal muscle. Skeletal  muscle is composed of numerous bundles of myofibers that are ...

evaluation-muscle-function-extensor-digitorum-longus-muscle-ex-vivo

Research

JoVE Journal

Biology

Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

42.1K Görüntüleme.  University of Missouri. Ekstremite kas kasılma ve pasif mekanik özelliklerinde değişimler kas hastalıkları için önemli belirteçler vardır. Bu yazıda murin ekstansör digitorum longus ve tibialis anterior kaslar bu özellikleri ölçmek için fizyolojik testler anlatılmaktadır.

Video: Evaluation of Muscle Function of the Extensor Digitorum Longus Muscle Ex vivo and Tibialis Anterior Muscle In situ in Mice

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

İzole İskelet Kası Myo-mekanik Analizi

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Tıp

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

Uygulamaları<em&gt; İn Vivo</em&gt; Doku değerlendirilmesi için Rat Tibialis Anterior Fonksiyonel Test İskelet Kası Onarım Engineered

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Biyomühendislik

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional afferent fibers monitor other characteristics of the muscle environment, including metabolite buildup, temperature, and nociceptive stimuli. Overall, abnormal activation of sensory neurons can lead to movement disorders or chronic pain syndromes. We describe the isolation of the extensor digitorum longus (EDL) muscle and nerve for in vitro study of stretch-evoked afferent responses in the adult mouse. Sensory activity is recorded from the nerve with a suction electrode and individual afferents can be analyzed using spike sorting software. In vitro preparations allow for well controlled studies on sensory afferents without the potential confounds of anesthesia or altered muscle perfusion. Here we describe a protocol to identify and test the response of muscle spindle afferents to stretch. Importantly, this preparation also supports the study of other subtypes of muscle afferents, response properties following drug application and the incorporation of powerful genetic approaches and disease models in mice.

An In Vitro Adult Mouse Muscle-nerve Preparation for Studying the Firing Properties of Muscle Afferents

Muscle sensory neurons are involved in proprioceptor signaling and also report on metabolic state and injury related events. We describe an adult mouse in vitro muscle-nerve preparation for studies on stretch-activated muscle afferents.

Bir<em&gt; İn Vitro</emKas afferentlerin tahrik Properties incelenmesi için&gt; Yetişkin Fare kas-sinir Hazırlık

Muscle sensory neurons innervating muscle spindles and Golgi tendon organs encode length and force changes essential to proprioception. Additional ...

Nörobilim

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Fare kas iskelet morfoloji ve Fiber türü kompozisyon yarı otomatik analizi

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, fatigability, and recovery after fatigue can be obtained to assess specific aspects of the excitation-contraction coupling (ECC) process such as excitability, contractile machinery and Ca2+ handling ability. This method removes the nerve and blood supply and focuses on the isolated skeletal muscle itself. We routinely use this method to identify genetic components that alter the contractile property of skeletal muscle though modulating Ca2+ signaling pathways. Here, we describe a newly identified skeletal muscle phenotype, i.e., mechanic alternans, as an example of the various and rich information that can be obtained using the in vitro muscle contractility assay. Combination of this assay with single cell assays, genetic approaches and biochemistry assays can provide important insights into the mechanisms of ECC in skeletal muscle.

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

We describe a method to directly measure muscle force, muscle power, contractile kinetics and fatigability of isolated skeletal muscles in an in vitro system using field stimulation. Valuable information on Ca2+ handling properties and contractile machinery of the muscle can be obtained using different stimulating protocols.

İzole İskelet Kaslar Kasılma, çabuk yorulma ve Alternans Ex Vivo Değerlendirilmesi

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Biyoloji

Isometric and Eccentric Force Generation Assessment of Skeletal Muscles Isolated from Murine Models of Muscular Dystrophies

Critical to the evaluation of potential therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological assessments of muscle function. Because many pre-clinical trials rely on mouse models for these diseases, isolated muscle function has become one of the standards for Go/NoGo decisions in moving drug candidates forward into patients. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus (EDL) and diaphragm muscles for functional testing, which are the predominant muscles utilized for these studies. The EDL muscle geometry is ideal for isolated muscle preparations, with two easily accessible tendons, and a small size that can be supported by superfusion in a bath. The diaphragm exhibits profound progressive pathology in dystrophic animals, and can serve as a platform for evaluating many potential therapies countering fibrosis, and promoting myofiber stability. Protocols for routine testing, including isometric and eccentric contractions, will be shown. Isometric force provides assessment of strength, and eccentric contractions help to evaluate sarcolemma stability, which is disrupted in many types of muscular dystrophies. Comparisons of the expected results between muscles from wildtype and dystrophic muscles will also be provided. These measures can complement morphological and biochemical measurements of tissue homeostasis, as well as whole animal assessments of muscle function.

Muscle function measurements contribute to the evaluation of potential therapeutics for muscle pathology, as well as to the determination of mechanisms underlying physiology of this tissue. We will demonstrate the preparation of the extensor digitorum longus and diaphragm muscles for functional testing. Protocols for isometric and eccentric contractions will be shown, as well as differences in results between dystrophic muscles, representing a pathological state, and wildtype muscles.

İskelet Kası İzometrik ve Eksantrik Kuvvet Oluşturma Değerlendirme İzole Müsküler Distrofisi arasında murin Models

Critical to the evaluation of potential  therapeutics for muscular disease are sensitive and reproducible physiological  assessments of muscle function. ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

Non-invaziv Dorsiflexor kas fonksiyonu farelerde değerlendirilmesi

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle mass and strength in healthy individuals and in patient populations. There is a need for precision rehabilitation tools to test the safety and effectiveness of PRT to maintain and/or restore muscle mass and strength in preclinical studies on small and large animal models. The PRT methodology and device described in this article can be used to perform dosage-adjusted resistance training (DART). The DART device can be used as a standalone dynamometer to objectively assess the concentric contractile torque generated by the ankle dorsiflexors in mice or can be added to a pre-existing isokinetic dynamometry system. The DART device can be fabricated with a standard 3D printer based on the instructions and open-source 3D print files provided in this work. The article also describes the workflow for a study to compare contraction-induced muscle damage caused by a single bout of DART to muscle damage caused by a comparable bout of isometric contractions (ISOM) in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy type 2B/R2 (BLAJ mice). The data from eight BLAJ mice (four animals for each condition) suggest that less than 10% of the tibialis anterior (TA) muscle was damaged from a single bout of DART or ISOM, with DART being less damaging than ISOM.

The present protocol describes a unique technique called dosage-adjusted resistance training (DART), which can be incorporated into precision rehabilitation studies performed in small animals, such as mice.

Kas hasarı riski azaltılmış farelerde dozaj ayarlı direnç eğitimi

Progressive resistance training (PRT), which involves performing muscle contractions against progressively greater external loads, can increase muscle ...

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been reported that skeletal muscle may increase the extraction of glucose from the blood by up to 50-fold during exercise compared to resting conditions. The increase in muscle glucose uptake during exercise and insulin stimulation is dependent on the translocation of glucose transporter 4 (GLUT4) from intracellular compartments to the muscle cell surface membrane, as well as phosphorylation of glucose to glucose-6-phosphate by hexokinase II. Isolation and incubation of mouse muscles such as m. soleus and m. extensor digitorum longus (EDL) is an appropriate ex vivo model to study the effects of insulin and electrically-induced contraction (a model for exercise) on glucose uptake in mature skeletal muscle. Thus, the ex vivo model permits evaluation of muscle insulin sensitivity and makes it possible to match muscle force production during contraction ensuring uniform recruitment of muscle fibers during measurements of muscle glucose uptake. Moreover, the described model is suitable for pharmacological compound testing that may have an impact on muscle insulin sensitivity or may be of help when trying to delineate the regulatory complexity of skeletal muscle glucose uptake.
Here we describe and provide a detailed protocol on how to measure insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated soleus and EDL muscle preparations from mice using radiolabeled [3H]2-deoxy-D-glucose and [14C]mannitol as an extracellular marker. This allows accurate assessment of glucose uptake in mature skeletal muscle in the absence of confounding factors that may interfere in the intact animal model. In addition, we provide information on metabolic viability of incubated mouse skeletal muscle suggesting that the method&#160;applied possesses some caveats under certain conditions when studying muscle energy metabolism.

Intact regulation of muscle glucose uptake is important for maintaining whole body glucose homeostasis. This protocol presents assessment of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle when delineating the impact of various physiological interventions on whole body glucose metabolism.

Farelerden İzole ve İnkübe Olgun İskelet Kasında İnsülin ve Kasılma ile Uyarılmış Glikoz Alımının Ölçülmesi

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

In vivo Measurement of Knee Extensor Muscle Function in Mice

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the clinic and the research laboratory, maximal muscular strength is widely measured longitudinally in humans, with knee extensor musculature the most reported functional outcome. Pathology of the knee extensor muscle complex is well documented in aging, orthopedic injury, disease, and disuse; knee extensor strength is closely related to functional capacity and injury risk, underscoring the importance of reliable measurement of knee extensor strength. Repeatable, in vivo assessment of knee extensor strength in pre-clinical rodent studies offers valuable functional endpoints for studies exploring osteoarthritis or knee injury. We report an in vivo and non-invasive protocol to repeatedly measure isometric peak tetanic torque of the knee extensors in mice across time. We demonstrate consistency using this novel method to measure knee extensor strength with repeated assessment in multiple mice producing similar results.

Quantification of knee extensor maximal strength is imperative to understand functional adaptations to aging, disease, injury, and rehabilitation. We present a novel method to repeatedly measure in vivo knee extension isometric peak tetanic torque.

Farelerde Diz Ekstensör Kas fonksiyonunun in vivo ölçümü

Skeletal muscle plasticity in response to countless conditions and stimuli mediates concurrent functional adaptation, both negative and positive. In the ...

Ekstansör digitorum longus kas ve kas Fonksiyonunun Değerlendirilmesi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler