Yazarlar Electromaterials Bilim Mükemmeliyet Merkezi aracılığıyla Avustralya Araştırma Konseyi destek için minnettarım.

Protokol La Trobe Üniversitesi&#39;nden (09-28P) ve RMIT Üniversitesi Hayvan Etik komite (1315) tarafından onaylanmıştır. 1.. Elektrot hazırlanması ve ön in vitro Test <ol><li> Elektrot kaplama biriktirme çözümler hazırlayın; örnek olarak 10 mM 3,4-etilendioksitiyofen (EDOT) ve 0.1 M sodyum para-toluen sülfonat (Na 2 PTS) poli-3 ,4-etilendioksitiyofen-PTS (PEDOT-PTS) oluşturur. </li><li> Bir potansiyostatla için elektrot dizisi bağlayın. </li><li> Dikkatle çökeltme çözeltisinin içine elektrot dizisi yerleştirin ve yerine kelepçe. </li><li> Çökeltme çözeltisinin içine bir platin örgü karşı elektrot ve Ag / AgCl referans elektrot yerleştirin ve bir potansiyostatla bağlanın. </li><li> İstenilen elektrotların üzerine potansiyostat, mevduat kaplamalar kullanma. Çökelme koşulları (potansiyel, akım ve zaman) arzu edilen kaplamalar bağlı olarak değişir. PEDOT-PTS kaplamalar için, uygulanan bir pote15, 30, 45, veya 60 saniye boyunca 1 V ntial kullanılmıştır. Dört elektrot dizisinde bir şaşırtmalı bir konfigürasyonla, kaplamanın (Şekil 1) ile kaplanmalıdır. </li><li> Çökeltme çözeltisinden elektrot dizisi çıkarın ve yavaşça iyonu giderilmiş su ile durulama. </li><li> Arzu edildiği gibi başka bir malzeme ile kaplama prosedürü tekrarlayın. </li><li> In vitro test çözeltisi (iyonu giderilmiş su içinde 0.3 M di-sodyum fosfat (Na 2 HPO 4)) hazırlayın. </li><li> Bir potansiyostatla için elektrot dizisi bağlayın. </li><li> Dikkatle test çözeltisi içine elektrot dizisi yerleştirin ve yerine kelepçe. </li><li> Test çözeltisi içine bir platin örgü karşı elektrot ve Ag / AgCl referans elektrot yerleştirin ve bir potansiyostatla bağlanın. </li><li> Potansiyostatı ile, sıralı elektrokimyasal empedans spektroskopisi (EIS) gerçekleştirmek ve voltametri (1 çevrim, potansiyel aralığı 0 (potansiyel 0 V, genlik 10 mV, frekans aralığı 10-100,000 Hz ofset)0,8 V -0.8 için, tarama hızı 100 mV / tüm elektrotlar üzerinde sn.) Denenmemiş elektrotlar açık devre potansiyelinde tutulur ve 1 saniyelik bir sessizlik süresi her testte arasında kullanılır. Hepsi 32 elektrotlar 1 saat tam olarak test oturumu için çözeltisi ile temas içindedir. </li><li> Test çözeltisinden elektrot dizisi çıkarın ve yavaşça, iyonu giderilmiş su ile durulama. </li><li> Optik mikroskopi gibi herhangi bir başka arzu edilen analizler yapın. </li><li> Elektrot yüzeylerinin hasar ve bozulmasını önlemek için kuru bir koruyucu kap saklayın sondalar. </li></ol> 2. Elektrot İmplantasyon <ol><li> Sıçan tartılır. </li><li> (Damıtılmış su içinde a / h, 1.3 g / kg ip% 20) nonrecovery anestezi için üretan enjekte edilir. </li><li> Bir ayak tutam çekilme refleksi için test tarafından anestezi başlangıcını sağlamak. Anestezi yeterli değilse, üretan ek doz (0.3 g / kg ip) verilmesi gerekir. </li><li> Göz yağlayıcı, ve sonra An başını tıraşsimal. </li><li> Sıcakkanlı bir plaka üzerinde yüzükoyun pozisyonda hayvan koyun ve bir rektal prob (37.5 ° C) takın. </li><li> Stereotaksik çerçeve içinde yaklaşık olarak beklenen son pozisyona bir kulak çubuğu yerleştirin ve dış akustik meatus kulak çubuğu yerleştirmek için hayvan ayarlayın. </li><li> Kontralateral dış akustik meatus içine ikinci kulak çubuğunu hizalayın. Diş tutucu ile hizalamak için kulak çubukları hayvan Shift. </li><li> Rat-diş forseps kullanarak, hayvanın çenesini açmak diş tutucu üzerinde üst kesici dişler kanca ve yerinde burun kelepçe. </li><li> Yaklaşık 1 orta hat sağında mm ve 10 mm rostral gelen lambda 10 mm kaudal için, kafa derisinde bir kesik oluşturma. </li><li> % 20 hidrojen peroksit çözeltisi ve bir gazlı bez kullanarak parietal ve interparietal kemikleri açığa kesiden cilt ve yanal kas geri çekin, maruz kemik yüzeyini fırçalayın. </li><li> Yaklaşık bir delik açın3 mm mümkün lambda ve orta hatta yakın olarak interparietal kemik 2 ve kemik fişi çıkarın. Steril tuzlu su kullanarak, elektrot zarar verebilecek herhangi kemik tozu veya parçalarını çıkarmak için delik yıkayın. </li><li> Küt küt makas kullanarak, boynun ense altında incelemek ve bir boşluk oluşturun. , Pamuk bir Ag / AgCl kaplanmış tel tuzlu su ile doyurulması ve daha sonra da bunu boşluğa referans elektrot yerleştirin. </li><li> Bir iğne ucu kullanılarak sagital düzlemde dura mater bir kesi yapmak. </li><li> Elektrot manipülatör için elektrot dizisi takın ve 19 ° rostro-kaudal açı ile açılış üzerinde kendi konumunu ayarlamak. El ile aşağı doğru colliculus beyin içine elektroda yaklaşık 2 mm yerleştirin. </li><li> Sol içi boş kulak çubuğuna hoparlörü takın. </li><li> Emin amplifikatör açıktır. Sonra kayıt odasına sızdırmazlık önce hayvan anestezi doğrulayın. </li></ol> 3.In vivo Test <ol><li> Beyaz gürültü patlamaları, (Gauss dağıtılan gürültü, 1-44 kHz; 10 msn yükselme-düşme zamanı) sunun ve her elektrot üzerindeki etkinliğini izlemek. Patlamaları teslim edilmelidir hangi maksimum hızı bir patlama her 200 msn. </li><li> Akustik olarak oluşturulan aktivitesi (elektrot kayıt aktivitesinin sayısı ve pozisyonu elektrot ya da elektrot yerleştirme tasarımı ile değişebilir), her şaft 3 en uzak elektrot kaydedilir kadar motorlu mikro sürücüsü kullanarak, yavaşça elektrot dizisi yerleştirin. </li><li> 50 msn beyaz gürültü patlamaları (Gauss dağıtılan gürültü, 1-44 kHz; 10 msn yükselme-düşme zamanı) 300 tekrarları kullanarak akustik uyarma protokolünü uygulayın 70 dB 1 sn tekrarlama oranı, ve (her elektrotta multiunit etkinliklerini kaydetmek 24.4 kHz örnekleme hızı). </li><li> Yavaşça th daha uzak elektrot olarak kabaca aynı konumda her elektrot yerleştirmek için elektrot dizisine IC içine başka bir 200 μ m takıne ilk kayıt konumu. </li><li> Akustik stimülasyon ve nöral kayıt protokolü tekrarlayın. </li><li> 200 μ m adımlarla elektrot dizisi ekleyerek ve tüm elektrotlar en az 3 pozisyon (genel genellikle 8-12 elektrot konumları) gelen akustik tahrik aktivite kaydedilmiş kadar akustik stimülasyon ve nöral kayıt protokolü gerçekleştirerek devam edin. </li><li> 200 μ m adımda elektrot dizisi geri çekin ve ilk elektrot dizisi konum elde edilene kadar akustik uyarımı ve nöral kayıt protokolü performans devam etmektedir. </li><li> Dikkatlice elle elektrot dizisi çekin. </li><li> Sodyum pentobarbitonun aşırı dozda enjekte (Lethobarb; 200 mg / kg ip) hayvan euthanize. </li><li> Yavaşça damıtılmış su ile elektrot dizisi yıkayın. Daha sonra kuru bir koruyucu kap içinde depolamak probları elektrot yüzeylerinin hasar ve bozulmasını önlemek için. </li></ol> 4. Vit post-implantasyonro Test <ol><li> Yavaşça bir kontaminasyonu temizlemek için damıtılmış su ile elektrot dizisi yıkayın. </li><li> Bir potansiyostatla için elektrot dizisi bağlayın. </li><li> Dikkatle test çözeltisi içine elektrot dizisi yerleştirin ve yerine kelepçe. </li><li> Test çözeltisi içine bir platin örgü karşı elektrot ve Ag / AgCl referans elektrot yerleştirin ve potansiyostatla bağlanın. </li><li> Potansiyostatı ile, sıralı elektrokimyasal empedans spektroskopisi (EIS) gerçekleştirmek (potansiyel 0 ofset V, genlik 10 mV, frekans aralığı 10-100,000 Hz) ve voltametri (1 çevrim, potansiyel aralığı 0.8 -0.8 V, tarama hızı 100 mV / sn ) Tüm elektrotlar üzerinde. Denenmemiş elektrotlar açık devre potansiyelinde tutulur ve 1 saniyelik bir sessizlik süresi her testte arasında kullanılır. Hepsi 32 elektrotlar 1 saat tam olarak test oturumu için çözeltisi ile temas içindedir. </li><li> Test çözeltisinden elektrot dizisi çıkarın ve yavaşça, iyonu giderilmiş su ile durulama. </li><li> P24 saat için enzimatik bir temizleme çözeltisi içine elektrot dizisi dantel. </li><li> Çözeltiden elektrot dizisi çıkarın ve damıtılmış su ile yıkayın. </li><li> Bir potansiyostatla için elektrot dizisi bağlayın. </li><li> Dikkatle test çözeltisi içine elektrot dizisi yerleştirin ve yerine kelepçe. </li><li> Test çözeltisi içine bir platin örgü karşı elektrot ve Ag / AgCl referans elektrot yerleştirin ve potansiyostatla bağlanın. </li><li> Potansiyostatı ile, sıralı elektrokimyasal empedans spektroskopisi (EIS) gerçekleştirmek (potansiyel 0 ofset V, genlik 10 mV, frekans aralığı 10-100,000 Hz) ve voltametri (1 çevrim, potansiyel aralığı 0.8 -0.8 V, tarama hızı 100 mV / sn ) Tüm elektrotlar üzerinde. Denenmemiş elektrotlar açık devre potansiyelinde tutulur ve 1 saniyelik bir sessizlik süresi her testte arasında kullanılır. Hepsi 32 elektrotlar 1 saat tam olarak test oturumu için çözeltisi ile temas içindedir. </li><li> Test çözeltisinden elektrot dizisi çıkarın vehafifçe deiyonize su ile durulayın. </li><li> Elektrot yüzeylerinin hasar ve bozulmasını önlemek için kuru bir koruyucu kap saklayın sondalar. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Bu protokol, tek bir hayvan içinde sinir kayıt elektrot kaplamaların karşılaştırılması için bir yöntem sağlamaktadır. Kullanılan elektrot tasarımı benzer bir ölçekte boyutları ile, bir sıçan alt colliculus (IC) içine implantasyon için idealdir. Örneğin saplar arasında daha fazla bir alan olarak bu elektrot varyasyonları uzun sap ve elektrotlar arasında daha büyük bir adım sap uçlarına kafatası baz ile temas edeceği riskini artıran ise her sap, aynı zamanda, sıçan IC olmak önleyece...

Nöral protez ve implantları, Parkinson hastalığı, epilepsi ve duyu kaybı, 1,2 bozuklukların tedavisi kontrol araştırmaları için artan bir biçimde kullanılmaktadır. Kimyasal ve beynin elektrik bileşimi her ikisi de ölçülmesi ve / veya kontrol eden tüm sinir implantlar için temel oluşturur. Ancak, bu nöral doku yan etkileri 3 azaltmak için anormal halde sadece bir tedavi uygulanması önemlidir. Örneğin, epilepsi tedavisi için derin beyin uyarıcıları sadece nöbet sırasında beyindeki bir elektrik darbe uygulamak gerekir. Bazı yan etkiler distoni, bellek, oryantasyon bozukluğu, bilişsel işlev bozukluğu, kaynaklı halüsinasyonlar, depresyon ya da anti-depresyon 3,4 kaybı olabilir. Birçok cihaz, kapalı bir döngü sistemi elektriksel aktivite kayıt ve anormal bir durum tespit edildiğinde uyarımı tetiklemek için bu nedenle gereklidir. Kayıt elektrotları da pro kontrol etmek için kullanılırsthetic cihazlar. Bu en doğru tetikleme ve cihaz kontrolü sağlamak için mümkün olan en yüksek sinyal-gürültü oranına sahip hedef sinir aktivite kayıt için çok önemlidir. Daha güvenilir veri daha az gerekli olan deneklerde elde elde edilebilir, olarak büyük bir sinyal-gürültü oranı, aynı zamanda araştırma uygulamaları için yüksek ölçüde istenebilecektir. Bu da sinir uyarımı ve kayıt ile ilgili mekanizmaların ve yolların büyük bir anlayış sağlayacaktır. Bir sinir implant beyin içine yerleştirildikten sonra, bir bağışıklık tepkisi, 5,6 tetiklenir. Cevabın zaman süreci genellikle her biri farklı biyolojik süreçlerin 7 kapsayan akut ve kronik fazlar ayrılmıştır. Immün yanıt gibi implant malzemeler 8&#39;in bir glial yara izi veya kimyasal bozulma kapsülleme ile hedef nöronlardan elektrotların izolasyonu olarak implantın performansı üzerinde dramatik etkilere sahip olabilir.Bu bir kayıt elektrot sinyal-gürültü oranı ve bir uyarıcı elektrot güç çıkışı, ve başarısızlık 9 elektrot kurşun azaltabilir. Implant tasarımı ve malzemelerin dikkatli seçimi implant ömrü boyunca başarısızlığı önlemek için gereklidir. Farklı malzemeler ve implant tasarımı çok sinir kayıt için sinyal-gürültü oranı ve implant kararlılığını artırmak için son zamanlarda geliştirilmiştir. Elektrot malzemeler platin, iridyum, tungsten, iridyum oksit, tantalum oksit, grafen, karbon nanotupler, iletken polimerler katkılı ve daha yakın zamanda hidrojeller dahil ettik. Yüzey test malzemeleri de silikon, silikon oksit, silikon nitrit, ipek, Teflon, poliimid, ve silikon içerir. Çeşitli değişiklikler, aynı zamanda, elektrot elektrokimyasal, plazma ve optik teknikleri kullanarak laminin, nörotrofinler, ya da kendi kendini monte tek katmanlar ve kaplamalar kullanılarak tedavi olarak, araştırılmıştır. İmplant tasarımgenellikle bir izolasyon probunun ucu ya da elektrotlar delici veya korteks yüzey implantlar için bir 2-boyutlu bir dizide bir gövdenin kenarı boyunca veya elektrotlar ile 3 boyutlu -, 2 - s 1 olabilir. Ne olursa olsun elektrot tasarım veya malzeme, önceki literatür genellikle diğer implant yapıların referans olmadan yeni implantın performansını göstermiştir. Bu özelliklerinin sistematik bir değerlendirmesini engeller. Bu protokol, analitik ve elektrofizyolojik teknikler yolu ile bir dizi farklı bir elektrot malzemeleri karşılaştırmak için bir yöntem sağlar. Polimer kaplama (polipirol (altı primer Ppy) ve poli-3 ,4-etilendioksitiyofen (PEDOT) sülfat ile katkılı (SO 4) ya da para-toluen sülfonat (PTS)) ve 4 iletken 4 farklı katkılı kıyasla yakın zamanda yayınlanan bir makale dayanmaktadır Farklı kaplama kalınlığı 10. Bu makalede, bir 45 saniye birikim zamanla bir malzeme, PEDOT-PTS bulunduküçük arka plan gürültü ile ve bu parametreler elektrot empedansı bağlı olduğu en yüksek sinyal-gürültü oranı ve başak sayısı vardı. PEDOT-PTS de diğer katkılı iletken polimerlerin ve çıplak iridyum elektrotlara kıyasla üstün akut biyo görüntülenir. Protokol kritik parametreler belirlenmiştir ve daha fazla sinir kayıt elektrotları performansını artırmak için kullanılmak üzere sinyal-gürültü oranı ve stabilite kontrol sağlar.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Yeni malzemeler ve nöral implantlar için tasarımlar genellikle performansı bir gösteri ile ancak diğer implant özelliklerine değinmeden, ayrı ayrı test edilir. Bu, özel bir uygulama için optimum ve en önemli performans parametreleri dayalı yeni malzemelerin geliştirilmesi gibi belirli bir implant rasyonel bir seçim engellemektedir. Bu makalede, in vitro ve nöral kayıt elektrot vivo test için bir protokol geliştirir. Elektrokimyasal ve elektrofizyolojik test için önerilen parametreler tartışılan önemli adımlar ve olası sorunlar ile belgelenmiştir. Bu yöntem ortadan kaldırır ya da basit in vivo test paradigmaların, elektrot / nöron mesafe ve hayvan modelleri arasında özellikle varyasyonları mevcut birçok sistematik hataların etkisini azaltır. Sonuç, in vitro ve bu empedansına si olarak vivo tepkiler, kritik arasında güçlü bir korelasyongnal-gürültü oranı. Bu protokol, kolayca diğer elektrot malzeme ve tasarımları test etmek için uyarlanabilir. In vitro teknikleri daha önemli performans göstergelerini belirlemek için başka tahribatsız yöntemle açılabilir. Işitsel yolu cerrahi yaklaşım için kullanılan prensipler diğer nöral bölgeler veya dokuya değiştirilebilir.

Bu deneysel protokol için kullanılan tipik bir elektrot dizisi, Şekil 1 &#39;de gösterilmiştir. 413 μ m 2, nominal geometrik alanı ve 200 μ m zift ile 4 Shanks 32 iridyum elektrotlar bulunmaktadır. Dizisinde her ikinci elektrod 1-4 etiketlenmiş dört farklı elektrot kaplamalar, biri ile kaplanmıştır. Kaplama malzemeleri dikkatli, kimyasal, mekanik ve elektrokimyasal özellikleri için seçilmiştir. Daha önce belirtildiği gibi 10 büyük mevcut vey...

Watch this Scientific Journal Video about A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes at JoVE.com

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Farklı elektrot kaplamalar elektrokimyasal, kimyasal ve mekanik özellikleri değişiklikler yoluyla sinir kayıt performansını etkileyebilir. In vitro elektrot karşılaştırması, ancak in vivo yanıt karşılaştırılması tipik olarak elektrot / nöron mesafede ve hayvanlar arasında farklılıklar ile komplike nispeten basittir. Bu makalede, nöral kayıt elektrotları karşılaştırmak için sağlam bir yöntem sağlar.

Sinir Kayıt Elekrtotların Sistematik Elektrokimyasal ve Elektrofizyolojik Değerlendirme için Bir Yöntem

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Görüntüleme.  La Trobe University.  Farklı elektrot kaplamalar elektrokimyasal, kimyasal ve mekanik özellikleri değişiklikler yoluyla sinir kayıt performansını etkileyebilir. In vitro elektrot karşılaştırması, ancak in vivo yanıt karşılaştırılması tipik olarak elektrot / nöron mesafede ve hayvanlar arasında farklılıklar ile komplike nispeten basittir. Bu makalede, nöral kayıt elektrotları karşılaştırmak için sağlam bir yöntem sağlar. 

Video: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Tek Birim Faaliyet ve elektrokortikografik Sinyalleri Kayıt için Kronik Sinir Elektrotların Cerrahi İmplantasyonu

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Nörobilim

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Tüm Dağı Muscle Analizi ile tekrarlanabilir Fare Siyatik Sinir Ezilme ve Rejenerasyon daha sonraki Değerlendirme

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Sinir Yanıtları Kayıt ve Tarayıcıları enjekte için bir Awake Fare hazırlanması

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Larva Zebra balığı olarak önbeyin Elektrofizyolojik Kaydı

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve Suprakiazmatik Nucleus Nöronlar Kalsiyum Görüntüleme

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Sağlam Yetişkin Zebra balığı Beyin Elektrofizyolojik Kayıt

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Uyanık Farelerde Nöroaktif Maddelerin Microiontophoretic Uygulaması ile birlikte Nöronal Faaliyet dışı Kaydı

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

Kayıt ve Stimülasyon Uygulamaları için Yüksek İletişim-Yoğunluk Fabrikasyon, Düz Arayüz Sinir Elektrotlar

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

Lezyonlar karakterize ve küçük hayvan beyinlerinde elektrot bulmak için bir mikro-CT-esaslı Yöntem

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...