Yazarlar, küçük hayvan ultrason görüntüleme platformu kullanımı konusundaki talimatlar için tümör hücre hatları ve Ben deeley viral iletimini gerçekleştirmek için Eliana Beraldi kabul etmek istiyorum. Bu proje Alman Vakfı Sistemi tarafından desteklenmiştir (DFG; JA 2117/1-1: 1), Kanada Kanser Topluluğu Araştırma Enstitüsü ve Vancouver Kıyı Sağlığı Araştırma Enstitüsü&#39;nden bir mentored Hekim Bilimci Ödülü. Ultrason görüntüleme platformu Yenilik Kanada Vakfı tarafından finanse edildi.

Bütün hayvan prosedürleri Hayvan Bakımı Kanada Konseyi (CCAC) esaslarına göre gerçekleştirilmiştir. Protokol British Columbia Üniversitesi Hayvan Bakım Komitesi (: A10-0192 Protokol Numarası) tarafından onaylanmıştır. 1.. Hücre Hatları hazırlanması <ol><li> DNA parmak izi 7 ile ilgili insan mesane kanseri hücre çizgilerinin kimliğini teyit edin. </li><li> Biyolüminesans ile ksenograft tümörlerinin büyüme analizi için, ateş böceği lusiferaz geni taşıyan bir 3 lentiviral yapısı ile transfekte hücre çizgileri. </li><li> Çözülme ve nemlendirilmiş bir% 5 CO2 atmosferinde 37 ° C&#39;de% 10 fetal sığır serumu (FBS) ihtiva eden Dulbecco&#39;nun modifiye edilmiş Eagle ortamı içinde mevcut olan hücre çizgileri (DMEM) genişletmek. Passage hücreler en az 3&#39;lü ama 3 ay aşan kültür kez kaçının. </li></ol> 2. Hücre Süspansiyonunun Hazırlanması <ol><li> Matrigel çözülme. C&#39;nin altında tutunJelin artan viskozite önlemek için, 4 ° C. </li><li> % 70 bir izdiham hücreleri Trypsinize ve normal büyüme ortamında askıya. </li><li> Bir hemositometreyle veya otomatik hücre sayıcı ile hücre sayısını. </li><li> 200 x g, 5 dakika boyunca hücre süspansiyonu dönerler. Süpernatant kaldırmak. </li><li> (8-15 x 10 6 / ml) kullanılan hücre hattı bağlıdır ve arzu edilen büyüme kinetikleri olan arzu edilen hücre konsantrasyonu elde etmek amacıyla, DMEM (% 10 FBS) ve Matrigel (1:1 oranında) uygun hacim. Tümör hücre süspansiyonu enjekte edilen hacim 40 ul olacak. </li><li> Yukarı ve aşağı pipetleme (P1000) ile iyice karıştırın, süspansiyon hava kabarcıkları oluşturarak kaçının. </li></ol> 3. Hayvanların hazırlanması Not: nedeniyle Adım 4.7 &#39;de transüretral kateterizasyon için potansiyel ihtiyaca, dişi farelerde, bu hayvan modelinde tercih edilen cinsiyet bulunmaktadır. <ol><li> Evi fareler, kurumsal ve ulusal hayvan bakımı gu göreidelines. Fareler ile ilgili tüm deneyler için etik kurul onay almak. </li><li> % 3 izofluran / oksijen karışımı ile fareler anestezi. Hayvanların uygun anesthetization (ayak tutam örneğin tepkisizlik) onaylayın. </li></ol> 4. Deneysel Setup <ol><li> Düz sert bir plastik malzemeden [Şekil 2] &#39;e sahip her türlü mesane stabilizasyon kesin. Dikkatle kayışı incelemek ve farelere uygulamadan önce herhangi bir keskin kenarları kaldırmak. </li><li> Vital bulguların sürekli izlenmesi ile küçük hayvan görüntüleme platformu [Şekil 1 I] ısıtılmış görüntüleme masasına hayvana binmek. [Şekil 1 III] bir lastik bant ile alt ekstremite düzeltmek. </li><li> % 2 klorheksidin glukonat ile karın dezenfekte ve steril ucu pamuklu cildinizi silin. </li><li> Mesane stabilizasyon askısı ile mesaneyi [Şekil 2 II] hareketsiz. Böylece, bir kaçırmaAdım 5.6 &#39;içi enjeksiyon sırasında mesanenin kaçınılacaktır. </li><li> Alt karın steril ultrason jeli uygulayın. </li><li> Yavaş yavaş ultrason scanhead (frekansı 40 MHz) cilde [Şekil 1, IV] (45-70 ° &#39;lik bir açı ile uzunlamasına kafatası) yaklaşımı ve ultrason ekrandaki mesane [Şekil 3, I] görselleştirmek. </li><li> Mesane boş ise, bir 24 transüretral G angiocatheter boyunca 50 ul steril, ılık fosfat tamponlu tuzlu su (PBS) ile doldurun. </li></ol> 5. Mesane Duvar Katmanlar Ayırma <ol><li> PBS ile doldurulur ve bir 30 G bağlı bir 1.0 ml şırınga takın, ¾ iğne şırınga kelepçeye (öne doğru yönlendirilmiş konik). </li><li> 30-45 ° &#39;lik açı sadece kasık kemiği üzerinde deriye doğru iğne (ultrason scanhead uzunlamasına eksenine göre 80-90 ° [Şekil 1]) yerleştirin. </li><li> Iğne Algılamaultrason ekranında. </li><li> Yavaş yavaş deri ve karın duvarı kasları [Şekil 3 II] delebilir. </li><li> (Şimdi posteriora yönetti) iğne 180 ° eğim çevirin. </li><li> Mukozayı penetre olmadan mesane duvarının içine iğne ucu takın, [Şekil 3 III] </li><li> Yavaş yavaş yapay alanı [Şekil 3, IV] oluşturmak için kas tabakası ve mukoza arasındaki PBS 50 ul enjekte edilir. Not: mukoza yanlışlıkla adımı 5.6 esnasında delikli ise, yavaş yavaş iğneyi geri çekin ve mukoza tabakası iğne ucu üzerinde geri çevirdi sonra PBS 50 ul enjekte. </li><li> Iğneyi. </li></ol> 6. Mesane Kanseri Hücreleri İntramural Aşılama <ol><li> Bir 30 G ile (Matrigel içinde süspansiyon haline getirilmiş kanser hücreleri ile dolu), ikinci bir 1.0 ml şırınga takın, ¾ şırınga kelepçeye iğne. </li><li> Aynı için iğne ucu kılavuzAdımda 5.7 oluşturulan PBS dolu uzay. </li><li> Bu boşluk içine hücre süspansiyonu 40 ul enjekte [3 V ve VI Şekil]. </li><li> Iğneyi. </li></ol> 7. Post-girişimsel Destekleyici Bakım <ol><li> Görüntüleme platformdan fareyi ayırın. </li><li> Anestezi kurtarma sırasında sürekli gözetim altında bir sıcak ve rahat bir ortamda hayvan tutun. </li><li> Bilinç kazanmak ve normal ambulasyonu çıkıldıktan sonra, evde kafes geri hayvan. </li></ol>

<ol>
	<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+orthotopic+models+for+bladder+cancer+research.">Mouse orthotopic models for bladder cancer research.</a> BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).</li><li>Kubota, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+models+of+human+cancer+xenografted+in+the+nude+mouse:+the+importance+of+orthotopic+transplantation.">Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation.</a> J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).</li><li>Hadaschik, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumour+inoculation+and+bioluminescence+imaging.">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).</li><li>Kang, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Bladder+Tumor+Model+and+the+Evaluation+of+Intravesical+saRNA+Treatment.">An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment.</a> J. Vis. Exp. (65), (2012).</li><li>Dobek, G. L., Godbey, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Orthotopic+Model+of+Murine+Bladder+Cancer.">An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer.</a> J. Vis. Exp. (48), (2011).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Bladder+Wall+Injection.">Mouse Bladder Wall Injection.</a> J. Vis. Exp. (53), (2011).</li><li>Xiao, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+novel+transplantable+orthotopic+rat+bladder+transitional+cell+tumour+model.">Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model.</a> Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).</li><li>Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodistribution+and+phototoxicity+of+5-aminolevulinic+acid-induced+PpIX+in+an+orthotopic+rat+bladder+tumor+model.">Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model.</a> J. Urol. 153, 802-806 (1995).</li><li>J&#228;ger, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hiding+in+plain+view:+Genetic+profiling+reveals+decades+old+cross-contamination+of+bladder+cancer+cell+line+KU7+with+HeLa.">Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa.</a> J. Urol. (13), (2013).</li><li>Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravesical+liposome-mediated+interleukin-2+gene+therapy+in+orthotopic+murine+bladder+cancer+model.">Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model.</a> Gene Ther. 7, 844-851 (2000).</li><li>Dinney, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice.">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).</li><li>Black, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validating+bladder+cancer+xenograft+bioluminescence+with+magnetic+resonance+imaging:+the+significance+of+hypoxia+and+necrosis.">Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis.</a> BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).</li></ol>

Bu video-makale için açık erişim FUJIFILM VisualSonics, Inc tarafından desteklenmektedir

Kanser tedavisinde hemen hemen tüm büyük gelişmeler klinik deneyler başlamadan önce, hayvan modellerinde test gerektirir. Kanser hayvan modelleri ve in vivo tümör biyolojisi okumak için araştırmacılar sağlayacak gerekli araçlardır. Ortotopik ksenogref modelleri 1,2 altın standart kalır ve (hücre hatlarının seçimi açısından) en esneklik sunuyor ve en pratik yarar var devam ediyor. Gösterilen prosedür doğrultusunda% 100 bir teknik başarı oranı ile üç farklı hücre çizgilerinin ultrason eşliğinde yapılan enjeksiyon ile ksenograft tümörlerinin önceden belirlenmiş gönder US et al. 12 tarafından tarif edilen ortotopik bir model bir minimal invaziv bir modifikasyonudur. Sürekli izlem sırasında, farelerin% 98 tümör hacminde sürekli bir artış göstermiştir. Minimal invaziv tekniği yaparak biz intramural modelin mevcut sınırlamaları ele başardık. Respe yanındahayvan refahı cting, bu prosedürün azaltılmış invazivliği da cerrahi komplikasyonların sayısını azaltarak in vivo deneylerin tekrarlanabilirliği katkıda bulunmaktadır. Oldukça abdominal laparotomi ve yara kapatılması için ilgili gereksinimini önlemek için etkili zaman. Biz (1.6 ±) 3.4 dk önemli hayvan başına işlem süresini azaltmak için başardık. Ancak, bizim yeni yaklaşımın baş avantajı doğruluğu. Yüksek çözünürlüklü ultrason bize mesane duvarının mukozasının altında tuzlu enjeksiyon yarattığı boşluk görüntülemenizi sağlar. Bu enjeksiyon, bir ilk adım, ikinci bir aşamada, tümör hücre enjeksiyonu kolaylaştırır ve tümör hücre dökülme riskini en aza indirir. Bu iğne yerleştirme görselleştirmek mümkün değildir ve enjeksiyon tam derinliği ilişkin belirsizlik unsuru her zaman vardır laparotomi sonra içi enjeksiyon tekniği ile tezat. Ayrıca, katı ön duvara mesane tümör hücrelerinin aşılanmasını olarak, tümör Büyümeposterior mesane duvarına h önlenir. Daha sonra üreter deliklerinin yakınında tümör büyüme nedeniyle obstrüktif komplikasyon oranı son derece nadirdir. Bu Ekteki etkisi daha uzun büyüme ve tedavi süreleri sağlar. Ultrason eşliğinde tümör aşılama ana sınırlama yeterli teknik donanım için ihtiyaç vardır. Bu nedenle, bu prosedürün performans olası insan kanserinin hayvan modellerinde uzmanlaşmış merkezlerine sınırlandırılacaktır. Bu, yeni bir hayvan modelleme uzmanlığı ile bu kurum ve grupların dışında araştırma grupları arasında işbirliğini teşvik etmelidir. Ultrason görüntüleme ve bazı el becerisi ile aşinalık bağımlı olmasına rağmen, bu model yetkili talimat altında öğrenmek kolaydır. Prosedüründe önemli bir adım tuzlu su ile mesane duvarı yapay bir uzay submukozal yaratılmasıdır. Bu uzay perforasyon o olmadan oluşturulduktan sonramukoza tabakası f, birkaç dakika boyunca sabit kalır. Tümör hücrelerini aşılamak için bu boşluk içine ikinci bir iğne kılavuz oldukça basittir. Submukozal alanın oluşturulması sırasında ana komplikasyon mesane lümenine iğne perforasyonudur. Submukozal alanı yaratılması, ancak hala mümkün. İğne mesane duvarı içine yavaş yavaş geri gereken ve tuzlu mukoza tabakası iğnenin ucu üzerinde döndürür sadece zaman enjekte edilir. Bu manevra sonra, submukozal alan daha az kararlı olduğunu (tuzlu su, 30-60 saniye içinde mesane lümenine dışarı çıkar) ve tümör hücrelerinin enjeksiyonu hızlı bir şekilde yapılması gerekir. Mesane lümenine tümör hücrelerinin dökülme mukoza delinmesi ile bu gibi durumlarda ortaya çıkabilir. Intramural uzaydan tümör hücrelerinin kaybı takibinde azalan tümör hacmine yol olsa da, herhangi bir intravezikal tümör alımını gözlenmiştir hiç. Başka potansiyel complication enjeksiyon kanalı boyunca periton boşluğuna tümör hücrelerinin dökülme olan. Bu 50 hayvanlarda, sadece bir intraperitoneal tümör hücresi yayılmasını görülmektedir ve bu ilk girişimleri birinde meydana geldi. Biz, çok büyük bir tümör hücresi süspansiyonu hacminin enjeksiyon için bu özellik. Bu 50-40 ul gelen hacmini azaltarak başka periton dökülmesine neden olduğu gerçeği ile desteklenmiştir. Kemirgen kadavradan mesane kanseri xenograftlarının Bu minimal invaziv aşılama eşit araştırmacı ve hayvanları hem de yararlanarak, mevcut &quot;intramural modeli&quot; yenilikçi bir modifikasyonunu temsil eder. Bu modelin avantajı, böyle bir minimal invazif şekilde ortotopik yabancı doku nakli yapılan tümör oluşturmak amacıyla, böbrek, prostat, karaciğer gibi diğer organlara adaptasyonunun ediyoruz.

Kanser araştırma tümör biyolojisi anlayışımızı derinleştirmek amacıyla hasta tümörlerden türetilmiş hücre hatları kullanılarak, insan kanserinin hayvan modellerinde bağlıdır. Farklı tedavi stratejileri çerçevesinde canlılarda büyüme analizi için, sıçan kadavradan mesane kanseri modelleri referans standardı 1,2 kalır. Bağışıklığı baskılanmış farelerin (ksenogref modeli) insan mesane kanser hücrelerinin aşılama intravezikal damlatılması üzerinde mesane duvarına (&quot;intravezikal modeli&quot;) 3,4,5 veya direkt enjeksiyon (&quot;intramural model&quot;) 6,7 dayanır. Her iki teknik de sıçanlarda 8,9 yapılabilir. Intravezikal sonra yeni tedavi maddeleri daha sonra intravezikal damlatılması için uygun olan mesane ürotelyal yüzeyinde tümörlerin oluşumuna neden olmaktadır. Bununla birlikte, bu yöntem ile verildiği zaman güvenilir olan tümörijenik hücre çizgilerinin sayısının sınırlı olduğud Bu hücre hatları, KU7 biri, son zamanlarda HeLa 4,10 olduğu gösterilmiştir. Intravezikal de zaman nedeniyle gerekli kalma kere alıcıdır ve bu sık sık idrar, üreter ve renal pelvis 11 dahil olmak üzere, üriner sistem bitişik elemanlar, tümör büyümesini uyarmaktadır. Ayrıca, instillasyon genellikle üreterler mesane girin mesane katında tümör büyümesine yol açar, ve bu üst üriner sistem tıkanıklığı ve eşlik eden böbrek yetmezliğine neden olabilir. Sistemik tedaviler için uygun olan birincil invaziv mesane kanseri ksenograftları mesane duvarı 12 içine, tümör hücrelerinin direkt enjeksiyonu ile oluşturulur. Çok sayıda hücre çizgileri, bu modelde, yeterli büyümeye rağmen, herhangi bir sınırlamaya insizyon 13 için ihtiyaç ilişkin modelin invaziv olan. Modeli nedeniyle de hassas kas duvara hücreler enjekte teknik zorluk öğrenmek için zordurmesane. Farelerde ortotopik primer invaziv mesane kanseri zenograftlarını kurmak için yeni bir yaklaşım &quot;intramural modeli&quot; varolan eksikliklerin giderilmesi amacıyla kliniğimizde geliştirilmiştir. Biz başarıyla kurulmuş invaziv modelini değiştirmek için bu yeni tekniğin sonuçlanan ön mesane duvarına mesane kanseri hücrelerinin perkütan, ultrason rehberliğinde enjeksiyon optimize başardık. Ayrıca, biz potansiyel &quot;intramural modeli&quot; doğruluk ve tekrarlanabilirlik gelişmiş var.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<colgroup>
		<col span="4" />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine gluconate (2%)</td>
			<td>Aplicare</td>
			<td>82-319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:64px;">Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium (DMEM)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3008101</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:64px;">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3007103</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Matrigel</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">356234</td>
			<td style="width:64px;">Keep between 2-4&#8304;C</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:64px;">Baxter Corporation</td>
			<td style="width:64px;">402-069-02</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:64px;">Trypsin (0.25%)</td>
			<td style="width:64px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:64px;">SH3004202</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Syringe (1ml)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">309659</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Hypodermic needle (30G; &#190; inch)</td>
			<td style="width:64px;">Kendall</td>
			<td align="right" style="width:64px;">830340</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">Angiocatheter (24G)</td>
			<td style="width:64px;">BD Bioscience</td>
			<td align="right" style="width:64px;">381112</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">Vevo 770 small animal imaging platform</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:64px;">RMV 706 ultrasound scanhead</td>
			<td style="width:64px;">VisualSonics</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:64px;">IVIS Lumina III</td>
			<td style="width:64px;">&#160;Caliper Life Science</td>
			<td style="width:64px;"></td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimally invasive establishment of murine orthotopic bladder xenografts

Ortotopik mesane kanseri ksenograftları in vivo moleküler, hücresel manipülasyonlar ve yeni tedavi ajanları araştırmak için altın standarttır. Uygun hücre hatları intravezikal damlatma (kasa invaziv olmayan büyüme model) ya da mesane duvara içi enjeksiyon ile (invaziv büyüme model) ile aşılanır. Her iki prosedür, karmaşık ve oldukça zaman alıcıdır. Ayrıca, yüzeysel modeli tümörijenik şu instilasyon olan hücre hatları eksikliği nedeniyle eksiklikleri vardır. İçi enjeksiyonu, diğer taraftan, prosedürün invaziv ve ana fare için ilişkili morbidite nedeniyle zor edilir. Akılda bu eksiklikleri ile, biz kadavradan mesane kanseri zenograftlarını oluşturmak için minimal invaziv bir yaklaşım geliştirmek için önceki yöntemleri değiştirilmiş. Ultrason eşliğinde başarıyla mesane kanseri hücre hatları UM-UC1, UM-UC3 ve UM-perkütan aşılama gerçekleştirdik50 atimik çıplak içine UC13. Biz bu yaklaşımı, etkili, kesin ve güvenli bir zaman olduğunu göstermek mümkün olmuştur. Bu teknik ile, ilk olarak bir boşluk PBS ile mesane mukoza altında oluşturulur, ve tümör hücreleri, daha sonra ikinci bir aşamada bu alana enjekte edilir. Tümör büyümesi, biyolüminesans görüntüleme ve ultrason ile düzenli aralıklarla izlenir. Ortalama tümör hacimleri çalışma süresi boyunca bizim 50 farelerin biri ama tüm giderek artmıştır. Bizim kurum olarak, minimal invaziv, hızlı ve son derece hassas bir şekilde mesane kanseri ksenogref aşılanmasını sağlayan bu yeni yaklaşım, geleneksel modeli yerini aldı.

<html> Üç farklı tümör hücre çizgileri (UM-UC1 luc, UM-UC3 ve luc UM-UC13 luc) İntramural enjeksiyon üç gün üst üste ultrason eşliğinde 50 hayvanlara uygulandı. Aşılama verimli gerçekleştirildi (süresi 5.7 dakika / hayvan ortalama) ve herhangi bir intra-ya da post-girişimsel komplikasyonlar ile ilişkili değildi. Tümör büyümesinin izlenmesi ultrason görüntüleme ve biyolüminesans ile gerçekleştirildi. 3. gün bir tümör 50 hayvanların ön mesane [Şekil 4, I] &#39;de ultrason ile tespit edilebilir. Farelerin% 98 takip dönemi boyunca sabit tümör büyüme gösterdi [Şekil 4 ve 5]. UM-UC3 luc&#39;un Aşılama sonrası, bir fare periton tümör yayılmasını ve ikinci bir hayvan [Tablo 1] gündüz 7. sonra involuted tümör geliştirdi. Bu, bu yeni teknik ile aşılanmış farelerin ilk grup oldu. nt &quot;&gt; fareler gün # 24 # 28 öldürüldü, ve 37. sırasıyla UM-UC3 Luc, UM-uc1 Luc ve UM-UC13 Luc, aşılama sonra. Xenograftlarında tümörleri hematoksilen ve eosin üzerinde toplandı ve incelendi (H &amp; E ) bölümler. Tüm tümörler kas invaziv ve bazı perivezikal yağ içine sızmış, ama komşu organlara invazyonu [Şekil 6. I]. UM-UC13 luc tümörü taşıyan farelerin% 60 ve UM-UC3 Luc taşıyan farelerin% 20 gözlendi tümörler boyama [Şekil 6 II] H &amp; E tarafından teyit edildi retroperitoneal lenf nodu metastazı geliştirdi. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig1.jpg" /> Şekil 1. Görüntü ve deney düzeneği şematik. Fare ısıtılmış ameliyat masasında (I) üzerine monte edilir ve &lt;(anestezi altında tutulanstrong&gt; II)% 3 izofluran / oksijen karışımı ile. Alt ekstremite, bir lastik bant (III) ile sabitlenir. Derinin (45-70 ° &#39;lik bir açı ile kafatası uzunlamasına hizalama) ultrason scanhead (IV) yaklaşan sonra, mesane (V) ultrason ekranında görüntülenmiştir. Bir 30 G iğne (VI) ile bir şırınga 30-45 ° &#39;lik bir açı (ultrason scanhead uzunlamasına eksenine göre 80-90 ° olarak) olarak cilde yönlendirilmektedir. <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig2.jpg" /> Şekil 2. Mesane immobilizasyon. Ölçüler ve mesane sabitleme kayışı (I) oluşturmak için çizim kayış alt karın eklenmiş ve mesane (II) immobilize edilir. Böylece bir kaçırma<html> içi enjeksiyon sırasında mesane önlenir. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig3.jpg" /> Şekil 3,. Ultrason ekran (I) ile ilgili en mesane tümör hücrelerinin İçi aşılama. Görselleştirme. Deri ve karın duvarı kasları perforasyonu (II). Mukoza nüfuz olmayan mesane duvara iğne ekleme (III). Kas tabakası ve yavaş enjeksiyondan sonra mukoza arasındaki PBS (50 ul), (IV). Intramural yapay oluşturulan alana (V, VI) Matrigel&#39;de asılı tümör hücreleri. 1123fig4.jpg &quot;/&gt; Şekil 4. . Ultrasonla takibi ultrason ile sürekli takip tümör hacminde önemli artış gösterdi (I: gün içerisinde 3. II: Gün # 7, III: gün # 13). <img alt="Şekil 5," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig5.jpg" /> Şekil 5,. Biyolüminesans ile takip biyolüminesans ile. Sürekli izlem çalışma süresi boyunca parlaklığından sürekli artış gösterdi. <img alt="Şekil 6," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51123/51123fig6.jpg" /> Şekil 6,. Ksenogreft tümör ve lenf nodu metastazı Histoloji. Temsili xenograftlarının tu arasında toto H &amp; E bölümünde<html> mor komşu organlara (I) içine işgali olmadan kas içine invaziv büyüme göstererek. UM-UC13 luc tümörü taşıyan farelerin% 60 ve UM-UC3 luc tümörleri sunulan retroperitoneal lenf nodu metastazı (II) taşıyan farelerin% 20. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="320"><colgroup><col span="5" /></colgroup><tbody><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Aşılanmış hücre çizgisi </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> UM-UC1 luc </td><td style="width:64px;"> UM-UC3 luc </td><td style="width:64px;"> UM-UC13 luc </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> Farelerin sayısı </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 20 </td><td style="width:64px;"> 15 </td><td style="width:64px;"> 15 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Enjekte edilen hacim, uL </td>idth: 64px; &quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> 40 </td><td style="width:64px;"> 50 </td><td style="width:64px;"> 50 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Hücre sayısı, mutlak </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3.6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 6 x 10 5 </td><td style="width:64px;"> 5,5 x 10 5 </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Hayvan başına zaman, dak </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 3.4 (± 1.6) </td><td style="width:64px;"> 7.7 (± 3.7) </td><td style="width:64px;"> 6.8 (2.9 ±) </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Tümör insidansı </td><td style="width:64px;"></td><td colspan="3" style="width:192px;"> 49 (% 98) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"></td><td style="width:64px;"&gt; </td><td style="width:64px;"> , 20 (% 100) </td><td style="width:64px;"> 14 (% 93) </td><td style="width:64px;"> 15 (% 100) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Lenf nodu metastazı </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 0 </td><td style="width:64px;"> 3 (% 20) </td><td style="width:64px;"> 9 (% 60) </td></tr><tr height="81"><td height="81" style="height:81px;width:64px;"> Takip (gün) </td><td style="width:64px;"></td><td style="width:64px;"> 28 </td><td style="width:64px;"> 22 [tedaviden önce] </td><td style="width:64px;"> 28 [tedaviden önce] </td></tr><tr height="61"><td height="61" style="height:61px;width:64px;"> Tümör hacmi (uL) </td><td style="width:64px;"> 4 gün </td><td style="width:64px;"> 11.6 (± 1.3) </td><td style="width:64px;"> 12.5 (± 1.7) </td><td style="width:64px;"> 14.4 (± 1.3) </td></tr><tr height="20"><td height="61" rowaçıklıklı = &quot;2&quot; style = &quot;height: 61px; width: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> ucu </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 394,6 (72,4 ±) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 288,7 (66,1 ±) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 78.3 (13.4 ±) </td></tr><tr height="41"><td height="41" style="height:41px;width:64px;"> takip </td></tr><tr height="56"><td height="100" rowspan="2" style="height:100px;width:64px;"> Tümör lüminesans (fotonlar / sn) </td><td rowspan="2" style="width:64px;"> 4 gün </td><td style="width:64px;"> 4.6 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 2.0 x 10 8 </td><td style="width:64px;"> 5,8 x 10 8 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> (9.4 x 10 7 ±) </td><td style="width:64px;"> (3.7 x 10 7 ±) </td><td style="width:64px;"> (1.3 x 10 ± 8) </td></tr><tr height="23"><td height="67" rowspan="2"style = &quot;height: 67px; width: 64px;&quot;&gt; </td><td style="width:64px;"> ucu </td><td style="width:64px;"> 1.9 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1.4 x 10 10 </td><td style="width:64px;"> 1.5 x 10 10 </td></tr><tr height="44"><td height="44" style="height:44px;width:64px;"> takip </td><td style="width:64px;"> (4.0 x 10 9 ±) </td><td style="width:64px;"> (2.3 x 10 9 ±) </td><td style="width:64px;"> (1.9 x 10 9 ±) </td></tr></tbody></table> Tablo 1. Ultrason eşliğinde tümör hücresi enjeksiyonu - prosedürü ve sonuçları.

Watch this Scientific Journal Video about Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts at JoVE.com

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Birincil invaziv kadavradan mesane kanseri zenograftlarını aşılamak için kurulan teknik laparotomi ve mesane seferberlik gerektirir. Bu prosedür, fareler üzerinde önemli morbidite uğratan teknik açıdan zor ve zaman alıcıdır. Bu nedenle perkütan yaklaşım ultrason rehberlik kullanarak, yüksek hassasiyet geliştirdi.

Kemirgen Ortotopik Mesane ksenogratflarının Minimal İnvaziv kurulması

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

minimally-invasive-establishment-murine-orthotopic-bladder

Research

JoVE Journal

Medicine

15.8K Görüntüleme.  University of British Columbia.  Birincil invaziv kadavradan mesane kanseri zenograftlarını aşılamak için kurulan teknik laparotomi ve mesane seferberlik gerektirir. Bu prosedür, fareler üzerinde önemli morbidite uğratan teknik açıdan zor ve zaman alıcıdır. Bu nedenle perkütan yaklaşım ultrason rehberlik kullanarak, yüksek hassasiyet geliştirdi. 

Video: Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Murin Mesane Kanseri bir Ortotopik Model

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Tıp

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Bir Ortotopik Mesane Tümörü Model ve intravezikal Sarna Tedavisinin Değerlendirilmesi

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Gene Teslim Çalışmaları Ortotopik Mesane Kanseri Modeli

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models. To model WHO grades III and IV malignant gliomas in transplantation assays, human tumor cells are xenografted into an orthotopic site, the brain, of immunocompromised mice. In contrast to secondary xenografts that utilize cultured tumor cells, human glioma cells are dissociated from resected specimens and transplanted without prior passage in tissue culture to generate primary xenografts. The procedure in this report details tumor sample preparation, intracranial transplantation into immunocompromised mice, monitoring for tumor engraftment and tumor harvesting for subsequent passage into recipient animals or analysis. Tumor cell preparation requires 2 hr and surgical procedure requires 20 min/animal.

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models.

Primer Ortotopik Glioma Xenografts Infiltratif Büyüme ve İsocitrat Dehidrogenaz I Mutasyonu Rekapitulate

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Etkinliğinin Değerlendirilmesi<em&gt; H. pylori</emOrtotopik Fare Modelinde Mesane Kanseri Tedavisinde Terapötik Aracı Olarak&gt; Protein HP-NAP

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...

Encapsulation Thermogenic Preadipocytes for Transplantation into Adipose Tissue Depots

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular weight metabolites in tissues of the treated host to achieve long-term survival. The semipermeable membrane allows engrafted encapsulated cells to avoid rejection by the immune system. The encapsulation procedure was designed to enable a controlled release of bioactive compounds, such as insulin, other hormones, and cytokines. Here we describe a method for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production and energy dissipation (thermogenesis) in the intra-abdominal adipose tissue of obese mice. Encapsulation of thermogenic catabolic cells may be potentially applicable to the prevention and treatment of obesity and type 2 diabetes. Another potential application of catabolic cells may include detoxification from alcohols or other toxic metabolites and environmental pollutants.

Here, we present a protocol for encapsulation of catabolic cells, which consume lipids for heat production in intra-abdominal adipose tissue and increase energy dissipation in obese mice.

Yağ Dokusu Depolarında içine Nakli Enkapsülasyon termojenik Preadipositler

Cell encapsulation was developed to entrap viable cells within semi-permeable membranes. The engrafted encapsulated cells can exchange low molecular ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Farelerde Minimal İnvaziv Enine Aort Konstrüksiyon

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

An Anatomical Study of Nerves at Risk During Minimally Invasive Hallux Valgus Surgery

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional orientation and localization of structures that are not directly visible to the surgeon. This is especially critical for structures at risk like nerves or blood vessels. Optimization of the handling of cadaveric material and the combination of multiple techniques compensate for the limited availability of adequate specimens. The described protocol combines anatomical plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to help localize relevant structures, such as nerves, arteries, veins and to correctly position the portals during MIS procedures. Depiction of these structures in anatomy textbooks can differ from what is encountered in the surgical field; and for this reason, new anatomical studies with a surgical orientation are needed. However, this is a complex, time-consuming technique requiring specific training. The anatomical references described with the so-called 'clock method' provide the surgeon with an easy and reproducible system to locate the path of the nerves at risk in Hallux Valgus MIS procedures. This model can be extrapolated to many other minimally invasive surgical procedures.

Minimally invasive surgical (MIS) procedures rely on anatomical references to localize structures not directly visible to the surgeon. This manuscript describes a combined method of plane-by-plane dissection and sectional anatomy of fresh-frozen specimens to locate the structures at risk during MIS procedures.

Minimal invaziv Hallux Valgus ameliyat sırasında Risk altında sinirler anatomik bir çalışma

The growing popularity of minimally invasive surgical (MIS) procedures makes it necessary that new anatomical references arise, to aid in tridimensional ...

Electromagnetic Navigation Transthoracic Nodule Localization for Minimally Invasive Thoracic Surgery

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or excision. Many of these nodules are identified and excised via minimally invasive thoracic surgery; however, subcentimeter and subsolid nodules are frequently difficult to identify intra-operatively. This can be mitigated by the use of electromagnetic transthoracic needle localization. This protocol delineates the step-by-step process of electromagnetic localization from the pre-operative period to the postoperative period and is an adaptation of the electromagnetically guided percutaneous biopsy previously described by Arias et al. Pre-operative steps include obtaining a same day CT followed by the generation of a three-dimensional virtual map of the lung. From this map, the target lesion(s) and an entry site are chosen. In the operating room, the virtual reconstruction of the lung is then calibrated with the patient and the electromagnetic navigation platform. The patient is then sedated, intubated, and placed in the lateral decubitus position. Using a sterile technique and visualization from multiple views, the needle is inserted into the chest wall at the prechosen skin entry site and driven down to the target lesion. Dye is then injected into the lesion and, then, continuously during needle withdrawal, creating a tract for visualization intra-operatively. This method has many potential benefits when compared to the CT-guided localization, including a decreased radiation exposure and decreased time between the dye injection and the surgery. Dye diffusion from the pathway occurs over time, thereby limiting intra-operative nodule identification. By decreasing the time to surgery, there is a decrease in wait time for the patient, and less time for dye diffusion to occur, resulting in an improvement in nodule localization. When compared to electromagnetic bronchoscopy, airway architecture is no longer a limitation as the target nodule is accessed via a transparenchymal approach. Details of this procedure are described in a step-by-step fashion.

Presented here is a protocol for lung nodule localization using dye marking via electromagnetically navigated transthoracic needle access. The technique described here can be accomplished in the peri-operative period to optimize nodule localization and to successful resection when performing minimally invasive thoracic surgery.

Minimal İnvaziv Göğüs Cerrahisinde Elektromanyetik Navigasyon Transtorasik Nodül Lokalizasyonu

The increased use of chest computed tomography (CT) has led to an increased detection of pulmonary nodules requiring diagnostic evaluation and/or ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Rekonstrüktif Mikrocerrahide İskemi-Reperfüzyon Hasarı Nın İnceleştirilmesinde Klinik Öncesi Sıçan Modeli

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...