This presentation was supported by a Clinical Innovator Award to JLC from the Flight Attendant Medical Research Institute and by the United States Environmental Protection Agency. Although the research described in this article has been funded wholly or in part by the United States Environmental Protection Agency through Cooperative Agreement CR83346301 with the Center for Environmental Medicine, Asthma, and Lung Biology at The University of North Carolina at Chapel Hill, it has not been subjected to the Agency&#8217;s required peer and policy review, and therefore does not necessarily reflect the views of the Agency and no official endorsement should be inferred. Mention of trade names or commercial products does not constitute endorsement or recommendation for use.

Freeze-kırık / Freeze-rölyefler için Biyolojik Örneklerinin 1. Hazırlık <ol><li> 1 saat süre ile 0.1 M fosfat tampon maddesi içinde bir geleneksel sabitleyici EM formülasyon örneğin% 2 glutaraldehid +% 2 paraformaldehid kullanın. Biyolojik dokuların primer fiksasyonu gerçekleştirmek için. NOT: önceden tespit edilmeden örneklerinin bazı türleri dondurmak için istenebilir bir husussa da, genel kan kökenli patojen önlemler numune insan dokusu oluşur uygun tespit mecburi kılmaktadır. </li><li> Birincil tespit sonra, en fazla 1 saat süre ile 0.2 M sukroz ile takviye edilmiş aynı tampon maddesi içinde örnek yıkayın. </li><li> 1 saat daha fazla bilgi için, 0.1 M fosfat tamponu içinde% 25 gliserol içeren bir dondurarak saklama çözeltisi için numune aktarın. </li></ol> Freeze-kırık Advance 2. Donma ve Örneklerinin Depolama <ol><li> Uygun boyutu ve numune için şekil seçin altın veya bakır numune taslakları işleniyor (Şekil 4 </stRong&gt;). </li><li> Iyi dereceli forseps ve / veya bir metal örnek, çubuk üzerine numunenin küçük ebatlı şırınga iğneleri konumun küçük fragmanların kullanılması. <ol><li> , Bir yapışkan için numunenin sıvı içeriğini azaltmak hafifçe filtre kağıdı ile saplama kenarından sıvı alımı ile tutkal karışımı gibi. </li><li> Tek kopyaları için, saplama üzerinde doku bir höyük oluşturmak için küçük ebatlı şırınga iğneleri kullanın. Çift kopyaları için, tam olarak saplama üzerinden başka bir taslaktır ve konumu ters ve bir sandviç (Şekil 5A) oluşturarak örnek yüzeyine hafifçe yerleştirin. İki taslakları arasından dışarı örneği basmayın. </li></ol></li><li> Sıvı nitrojen ile iki izole edilmiş bir Dewar kabı doldurmak. NOT: İlk kap, bir ticari olarak temin edilebilir bir silindir (Şekil 5B) &#39;den gelen propan gazı küçük bir hacim sıvılaştırılması için kullanılan küçük bir kuyu metal içeren bir yazı barındırmaktadır. İkinci gemi için kısa gemi tutma / bölümlenmiş bir depolamaly sıvı azot altında donmuş numuneler sürdürmek. <ol><li> Propan kuyuda yer alan silindir sıkma enjektörü kullanılarak, silindir valfini açmak ve gazın sıvılaştırılması olan ilk kabın kuyunun içine akmasına izin verir. NOT: DİKKAT !! PROPAN İLETİŞİM AÇIK YARALANMA DONMA VEREBİLİR, PATLAYICI OLDUĞU VE BİR boğucudur. Sadece bu tür kullanımı, düşük sıcaklıklara karşı koruyucu giysiler kullanarak, aynı zamanda yabancı tutuĢmayı önlemek için özen ve yeterli havalandırma korumak için sertifikalı bir kimyasal kaputu propan kullanın. </li><li> Mümkün olduğu kadar çabuk, örnek, iyi derecedeki forseps ile bağlayın ve sonra hızlı bir şekilde sıvı azot içinde ikinci tutma aracına (Şekil 5B) aktarmak için bir kaç saniye için birinci kap içinde likid gazın içine dalma al. </li><li> Numuneler dondurulmuş sonra, hazır olana kadar, sıvı azot altında saklamak dondurularak kırılmış bitki aktarmak için kullanılır. Genişletilmiş için daha geniş bir depolama sıvı azot Dewar kabına aktarın taslaklarıistenirse, ancak bakım depolama taslakları çözülme izin vermemek için alınmalıdır. </li></ol></li></ol> Freeze-kırık 3. Operasyon Çalgı ve Numune İşleme <ol><li> Pirinç tutucu ve yükleme odasına numuneleri <ol><li> Bir kitapçık tipi çift çoğaltma numune tutucu içine altın örnek taslakları yükleyin veya sıvı azot altında cihazı kelepçe ve numune odasının (Şekil 6) Pozisyona hazır kadar orada korumak. </li><li> Odası, yüksek vakum (yaklaşık 2 x 10 -6 mbar) elde etti ve kademeli sıvı azot sıcaklığına soğutulmuş edildiğinde, pompa kapatmak odasına havalandırma ve mümkün olduğunca çabuk numune masanın üzerine monte edilmiş numune taslakları konumlandırmak . </li><li> , Pompa açın yüksek vakum yeniden ve mikrotom kol ve bri için örnek tablo -100 ° C sıcaklık ve doğrudan sıvı azot ayarlamak için elektronik sahne ve kol sıcaklık denetimlerini kullanınSıvı azot sıcaklığa ng. </li></ol></li><li> Kırılma sürecidir <ol><li> Sıvı azot sıcaklığında yüksek vakum, -100 ° C &#39;bir sıcaklıkta ve mikrotom kolu sağlanması üzerine, uzaktan böylece numune üzerindeki bağlar örnekleri kırılma çift kopya numune tutucuyu açmak için (dondurularak fracture_movie1.mov). </li><li> Dağlama aşağıdaki kırık yönelik örneklerin durumunda, tıraş mikrotom kolunda bir kelepçede muhafaza edilen bir jilet kullanın (yani, kırılma) aşama 3.2.1 yerine numunelerin yüzeyi (dondurularak etch_movie2.mov). </li><li> Ilave dondurularak gravür adım yapılacak ise, bir kaç dakika için bir yayın çatlak yüzeyler üzerinde soğutuldu mikrotom kolu yerleştirin. NOT: kırık yüzeyinden Bu manevra süblime (yani, aşındırma) su. Bu manevranın etkisi fra ek olarak, su, süblimleştirme yolu ile gerçek hücre yüzeyleri, hücre dışı matris ve / veya molekül yığınları ortaya çıkarmaktırcture zarların lipit ikili tabakasına geçen yüzleri. </li></ol></li><li> Metal gölgeleme ve çoğaltma desteği buharlaşma elektron tabancaları kullanılarak <ol><li> Platin / karbon veya elektron tabancası direnç etkinleştirme ve 30º&#39;lik bir açıdan çatlak yüzeyi üzerinde platin / karbon ince bir tabaka halinde (yaklaşık 2 nm) buharlaşmasına izin verin - 45 °. 20 saniye - Bu, tipik olarak yaklaşık 15 gerektirir. </li><li> Adım 3.3.1 olarak karbon elektron ya da direnç silah etkinleştirin ve yineleme destek vermek için tepeme (90 °) den kırık numune yüzeyine karbon ince bir tabaka buharlaşır. 20 saniye - Bu, tipik olarak yaklaşık 15 gerektirir. </li></ol></li><li> Kopyalarından Alma <ol><li> Çoğaltma gölgelenmesi ve karbon stabilizasyon işleminin tamamlanmasından sonra, vakum pompası devre dışı bölmesinin havalandırılması ve numune aletten sökün. </li><li> Iyi dereceli bir çift forseps kullanarak çift her altın örnek saplama kaldırmakçoğaltma kitapçık / kelepçe ve yavaşça bir nokta plaka (Şekil 7) bir su yüzeyine saplama indirmeden önce birkaç saniye çözülme sağlar. Not: su yüzeyinin üzerine yüzer yapışkan numune materyali içeren karbon / çoğaltma platin. </li><li> Ince tel bir halka ya da ince forseps dereceli ve bir kaç saat için bir% 50 sülfürik asit içinde,% 5 sodyum dikromat ihtiva eden bir başka nokta plakasına transferi ile yapılan geleneksel bir bakır ızgara elektron mikroskobu kullanılarak kopyaları manevra. NOT: Bu banyo kopyadan gerçek biyolojik örnek malzeme sindirir. Tam mukavemeti maddeleri ağartma dikromat / sülfürik asit çözeltisi için ikame edilebilir. </li><li> Sindirim tamamlandığında, temiz su yüzeyine geri çoğaltma aktarmak ve standart bir bakır elektron mikroskobu ızgara üzerine almak. (NOT: Replikasyonlar sindirim esnasında daha küçük parçalara bölünmesini olabilir ama daha çok küçük maketler önemli bilgiler içerebilir ve retr olmalıuygulaması hedeflenmektedir ve muayene.) onlar nazik kullanımla yıllarca stabil kalır piyasada mevcut ızgara kutular ızgaraları destekleyen saklayın çoğaltma. </li></ol></li></ol> Freeze-kırık / aşındırma Replicas 4. ultrastrüktürel incelenmesi <ol><li> 80 kV -, tipik olarak 50 &#39;den itibaren artan bir voltajı bir transmisyon elektron mikroskobunda göster kopyaları. </li><li> Standart TEM film ya da yüksek çözünürlüklü bir dijital kamera ile ilgili görüntüleri kaydedin. </li></ol>

<ol>
	<li>Steere, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscopy+of+structural+detail+in+frozen+biological+specimens.">Electron microscopy of structural detail in frozen biological specimens.</a> J Biophysic and BiochemCytol. 3, 45-60 (1957).</li><li>Pinto da Silva, P., Branton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+splitting+in+freeze-etching.+Covalently+bound+ferritin+as+a+membrane+marker.">Membrane splitting in freeze-etching. Covalently bound ferritin as a membrane marker.</a> J Cell Biol. 45, 598-605 (1970).</li><li>Friend, D. S., Gilula, N. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variations+in+tight+and+gap+junctions+in+mammalian+tissues.">Variations in tight and gap junctions in mammalian tissues.</a> J Cell Biol. 53, 758-776 (1972).</li><li>Branton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fracture+faces+of+frozen+membranes.">Fracture faces of frozen membranes.</a> ProcNatlAcadSci USA. 55, 1048-1056 (1966).</li><li>Heuser, J. E., Reese, T. S., Dennis, M. J., Jan, Y., Jan, L., Evans, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+vesicleexocytosiscaptured+by+quick+freezing+and+correlated+with+quantal+transmitter+release.">Synaptic vesicleexocytosiscaptured by quick freezing and correlated with quantal transmitter release.</a> J Cell Biol. 81, 275-300 (1979).</li><li>Goodenough, U. W., Heuser, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substructure+of+inner+dynein+arms,+radial+spokes,+and+the+central+pair/projection+complex+of+cilia+and+flagella.">Substructure of inner dynein arms, radial spokes, and the central pair/projection complex of cilia and flagella.</a> J Cell Biol. 100, 2008-2018 (1985).</li><li>Goodenough, U. W., Heuser, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substructure+of+the+outer+dynein+arm.">Substructure of the outer dynein arm.</a> J Cell Biol. 95, 798-815 (1982).</li><li>Hirokawa, N., Heuser, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quick-freeze,+deep-etch+visualization+of+the+cytoskeleton+beneath+surface+differentiations+of+intestinal+epithelial+cells.">Quick-freeze, deep-etch visualization of the cytoskeleton beneath surface differentiations of intestinal epithelial cells.</a> J Cell Biol. 91, 399-409 (1981).</li><li>Hirokawa, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quick+freeze,+deep+etch+of+the+cytoskeleton.">Quick freeze, deep etch of the cytoskeleton.</a> Methods Enzymol. 134, 598-612 (1986).</li><li>Chandler, D. E., Sharp, W. P., Kuo, J. o. h. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze+fracture+and+freeze+etching.+Electron+Microscopy:+Methods+and+Protocols.">Freeze fracture and freeze etching. Electron Microscopy: Methods and Protocols.</a> Methods in Molecular Biology. 1117, 95-132 (2014).</li><li>Severs, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze-fracture+electron+microscopy.">Freeze-fracture electron microscopy.</a> Nature Protocols. 2, 547-576 (2007).</li><li>Gilula, N. B., Satir, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ciliary+necklace.+A+ciliary+membrane+specialization.">The ciliary necklace. A ciliary membrane specialization.</a> J Cell Biol. 53, 494-509 (1972).</li><li>Rohatgi, R., Snell, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ciliary+membrane.">The ciliary membrane.</a> CurrOpin Cell Biol. 22, 541-546 (2010).</li><li>Fisch, C. F., Dupuis-Williams, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+cilia+and+flagella-back+to+the+future.">Ultrastructure of cilia and flagella-back to the future.</a> Biol Cell. 103, 249-270 (2011).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Knowles, M. R., Boucher, R. C., Rose, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphometric+aspects+of+ciliary+distribution+and+ciliogenesis+in+human+nasal+epithelium.">Morphometric aspects of ciliary distribution and ciliogenesis in human nasal epithelium.</a> Proc Nat Acad Sci. 78, 6996-6999 (1981).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Smith, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+observations+on+the+ultrastructure+of+mammalian+conducting+airway+epithelium:+Application+of+liquid+propane+freezing+and+rotary+shadowing+techniques+to+freeze-fracture.">New observations on the ultrastructure of mammalian conducting airway epithelium: Application of liquid propane freezing and rotary shadowing techniques to freeze-fracture.</a> J Ultrastr Res. 89, 23-33 (1984).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Gambling, T. M., Leigh, M. W., Hu, S. S., Boat, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+organization,+and+function+of+tight+junctional+complexes+in+the+tracheal+epithelium+of+infant+ferrets.">Development organization, and function of tight junctional complexes in the tracheal epithelium of infant ferrets.</a> Am Rev Respir Dis. 138, 666-674 (1988).</li><li>Coyne, C. B., Gambling, T. M., Boucher, R. C., Carson, J. L., Johnson, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+claudin+interactions+in+airway+tight+junctional+permeability.">Role of claudin interactions in airway tight junctional permeability.</a> Am J Physiol. 285, 1166-1178 (2003).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Hu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+studies+of+hamster+tracheal+epithelium+in+vivo+and+in+vitro.">Ultrastructural studies of hamster tracheal epithelium in vivo and in vitro.</a> J Ultrastr Res. 70, 70-81 (1979).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Knowles, M. R., Boucher, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+characterization+of+epithelial+cell+membranes+in+normal+human+conducting+airway+epithelium:+A+freeze-fracture+study.">Ultrastructural characterization of epithelial cell membranes in normal human conducting airway epithelium: A freeze-fracture study.</a> Am J Anat. 173, 257-268 (1985).</li><li>Charles, A. C., Naus, C. C. G., Zhu, D., Kidder, G. M., Dirksen, E. R., Sanderson, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intercellular+calcium+signaling+via+gap+junctions+in+glioma+cells.">Intercellular calcium signaling via gap junctions in glioma cells.</a> J Cell Biol. 118, 195-201 (1992).</li><li>Sanderson, M. J., Charles, A. C., Dirksen, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+stimulation+and+intercellular+communication+increases+intercellular+CA2++in+epithelial+cells.">Mechanical stimulation and intercellular communication increases intercellular CA2+ in epithelial cells.</a> Cell Regul. 1, 585-596 (1990).</li><li>Welsch, F., Stedman, D., Carson, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+a+teratogen+on+[3H]uridine+nucleotide+transfer+between+human+embryonal+cells+and+on+gap+junctions.">Effects of a teratogen on [3H]uridine nucleotide transfer between human embryonal cells and on gap junctions.</a> Exp Cell Res. 159, 91-102 (1985).</li><li>Carson, J. L., Willumsen, N. J., Gambling, T. M., Hu, S. S., Collier, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+intercellular+communication+and+differentiation+in+a+rapidly+developing+mammalian+airway+epithelium.">Dynamics of intercellular communication and differentiation in a rapidly developing mammalian airway epithelium.</a> Am J Respir Cell &amp; Molec Biol. 1, 385-390 (1989).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Clyde, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliary+membrane+alterations+occurring+in+experimental+Mycoplasma+pneumoniae+infection.">Ciliary membrane alterations occurring in experimental Mycoplasma pneumoniae infection.</a> Science. 206, 349-351 (1979).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Hu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+observations+on+cellular+and+subcellular+aspects+of+experimental+Mycoplasma+pneumoniae+disease.">Ultrastructural observations on cellular and subcellular aspects of experimental Mycoplasma pneumoniae disease.</a> Infect &amp; Immun. 29, 1117-1124 (1980).</li><li>Henshaw, N. G., Carson, J. L., Collier, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructural+observations+of+Pneumocystis+carinii+attachment+to+rat+lung.">Ultrastructural observations of Pneumocystis carinii attachment to rat lung.</a> J Infect Dis. 151, 181-186 (1985).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Hu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+appearance+of+compound+cilia+in+the+nasal+mucosa+of+normal+human+subjects+in+response+to+acute,+low+level+sulfur+dioxide+exposure.">The appearance of compound cilia in the nasal mucosa of normal human subjects in response to acute, low level sulfur dioxide exposure.</a> Environ Res. 42, 155-165 (1987).</li><li>Carson, J. L., Collier, A. M., Gambling, T. M., Knowles, M. R., Boucher, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+airway+epithelial+cell+membranes+among+patients+with+cystic+fibrosis.">Ultrastructure of airway epithelial cell membranes among patients with cystic fibrosis.</a> Hum Pathol. 21, 640-647 (1990).</li><li>Carson, J. L., Brighton, L. E., Collier, A. M., Bromberg, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlative+ultrastructural+investigations+of+airway+epithelium+following+experimental+exposure+to+defined+air+pollutants+and+lifestyle+exposure+to+tobacco+smoke.">Correlative ultrastructural investigations of airway epithelium following experimental exposure to defined air pollutants and lifestyle exposure to tobacco smoke.</a> InhalToxicol. 25, 134-140 (2013).</li><li>Boonstra, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunocytochemical+demonstrations+of+cytoplasmic+and+cell-surface+EGF+receptors+in+A431+cells+using+cryo-ultramicrotomy,+surface+replication,+freeze-etching+and+label+fracture.">Immunocytochemical demonstrations of cytoplasmic and cell-surface EGF receptors in A431 cells using cryo-ultramicrotomy, surface replication, freeze-etching and label fracture.</a> J Microscopy. 140, 119-129 (1985).</li><li>Fujimoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze-fracture+replica+electron+microscopy+combined+with+SDS+digestion+for+cytochemical+labeling+of+integral+membrane+proteins.+Application+to+the+immunogold+labeling+of+intercellular+junctional+complexes.">Freeze-fracture replica electron microscopy combined with SDS digestion for cytochemical labeling of integral membrane proteins. Application to the immunogold labeling of intercellular junctional complexes.</a> J. Cell Sci. 108, 3443-3449 (1995).</li><li>Quinn, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+tocopherol+on+the+structure+and+permeability+of+phosphatidylcholine+liposomes.">The effect of tocopherol on the structure and permeability of phosphatidylcholine liposomes.</a> J Control Release. 160, 158-163 (2012).</li></ol>

The author has nothing to disclose.

Onun tanıtımı ve ticari kullanılabilirliği takip yıllarda, donma-kırık / aşındırma prosedürleri yaygın biyolojik membran yapısının araştırmalar için kullanılmıştır. Aslında, membran yapısal özellikleri, bazı en iyi ve en bakış donma-fraktür / aşındırma preparasyonlarda elde edilmiştir. Bu çalışmalar sadece membranların yapısal organizasyonu anlaşılmasına katkıda ama aynı zamanda yapısı ve fonksiyonu ile ilgili nasıl içgörüler sağladı. Rutin...

Kavramı ve biyolojik örneklerin dondurularak kırık işleme pratik uygulama bir yarım yüzyıl önce üzerinde Steere 1 tarafından tanıtıldı. Erken cihaz çalışan bir kendi kendine yeten 1 içerisinde farklı bileşenleri tahsis. Orijinal alet değiştirilmiş ve uzak manipülasyonu, yüksek vakum bakımı için kritik ihtiyacı karşılamak için, ticari olarak temin edilebilen cihazlarla rafine ve karbon ve metal buharlaşma transmisyon elektron mikroskobu (Şekil 1 ve Şekil tarafından incelenmesi için uygun bir kopyasını üretmek için olan 2). Tipik örnek tablo ve alet kolu mikrotom düzenlenebilir sıvı azot throughput olan (Şekil 1) ile yüksek bir vakum odasına oluşur. Hazne aynı zamanda örnek aşamasına 90 ° bir açı ve PLATI için diğer uçta yer alan C-buharlaşma stabilize edilmesi için, iki elektron tabancası, bir ev45º (Şekil 2) - ayarlanabilir açı, tipik 15º de gölgeleme num / karbon. Ünitesine güç vakum pompayı çalıştırmak için uygulanır ve elektronik paneller sıcaklık ayarı ve elektron tabancası kontrolünü düzenlemek. Başlangıçta muayene ve hücre zarlarının analizi ve uzmanlık 2, 3 için bir teknik olarak daha popülerlik kazanmıştır-kırığı, dondurma virüslerin gelişmiş görüntüleme elde etmek için bir araç olarak tasarlanmıştır. Nitekim, bu prosedür hücrelerin ve dokuların ve bu çalışmaların birçok hücre ve moleküler biyoloji 4-9 klasik katkıları olarak standı yapı / işlev ilişkileri nedenlerine açıklık ayrılmaz olmuştur. Donma-kırık tekniğinin gelişimi için ana amaç ve gerekçesi konvansiyonel biyolojik elektron mikroskobu kullanılan kimyasal sabitleme ve işleme kaynaklanan elektron mikroskobik çözünürlükte gözlemlenebilir eserler sınırlamak oldu. Burada amaç kimyasal sınırlamak içinsabitleme yeterli hızda ve genellikle buz kristal oluşumunu ve bir dondurucu eserler sınırlamak amacıyla, bir kriyokoruyucu mevcudiyetinde örnek dondurma ve. Daha yakın zamanlarda, bu teknik nanopartiküller ve nanomateryallerin incelenmesi için moleküler biyologlar ve malzeme bilimi araştırmacıları bir ilgi patlaması buldu. -Kırığı dondurma ve dondurarak-etch görüntüleri üç boyutlu bir karakter sergileyen ve bazen tarama elektron mikroskopta için yanlış vardır. Bununla birlikte, donma-fraktür preparatlar transmisyon elektron mikroskobu ile incelenir ve yüksek çözünürlüklü morfolojik çalışmalarında, önemli bir katkı, hücre zarlarının yapı / fonksiyon elemanlarının kendi benzersiz bir temsilidir. Dondurarak kırık işlenmesi ve / veya gliserol gibi dondurarak saklama maddelerin kullanımı ile buz kristalleşmesini sınırlandırmak için yeterli bir hız ile hücreler ve dokuların dondurma ile başlatılır. Numuneler daha sonra vakum ve bir temsilcisi altında kırılmıştır edilirLica çatlak yüzeyi üzerinde platin, karbon ve buharlaştırılması ile elde edilir. Orijinal numune standart EM numune ızgara üzerine alınır kopyadan sindirilir. Donma-kırık görüntülerin başka bir yaygın yanlış yorumlanması onlar hücre yüzeylerine tasvir olmasıdır. Donma-kırık temel dayanak biyolojik membranlar kırılma süreci (Şekil 3) ile çift katlı lipid yoluyla bölünmüş olmasıdır Ancak. Biyolojik membranların Bu işlem, iki kırılma yüzü, hücre dışı bitişik membranın biyomoleküler broşürün yarısını ortaya sitoplazmadaki PF yüze bitişik membranın yarısının organizasyonunu göstermektedir bir ve bir verir ortam, EF-yüz. Gerçek hücre yüzeyleri donma kırık görüntüleri temsil ama kırık prosedür takip donma-gravür sonraki adımı eklendi kullanıldığında, yalnızca görünür değildir. Etkin yüzey detai ortaya çıkarmak için daha önce kırık örnekleri etch içinl numuneler bir hızla ve unetchablecryoprotectant olmadan donmuş olması gerekir. Yatan özellikleri ortaya kırık numunenin yüzeyinden suyun Gravür numune tutma aşaması arasında bir ısı farkı oluşturarak numune sahne üzerinde soğutma mikrotom kol ve yüzeyden süblime suyun neden soğutma mikrotom kolu konumlandırılmasıyla gerçekleştirilir. Su donma-etching manevrasında kırılan numune yüzeyinden süblime olduğu zaman, gerçek hücre yüzeylerinde, hücre dışı matrisin, sito-skeletal yapıları ve moleküler düzeneklerinin gereksinimleri yüksek çözünürlükte açığa çıkarılabilir. Böylece-donma kırık ve-etch dondurma değiştirilebilir terimler değil, aksine son hangi belirli çalışmanın ihtiyaçlarına bağlı olarak gerekli veya arzu olmayabilir adım adım sürecini yansıtmaktadır. Donma-kırığı sonrası / donma-etch prosedürleri, kırılan yüzeyler yönettiği evapora tabi tutulurlaryineleme destek ve görüntüleme kontrast sağlamak amacıyla karbon ve platin kat tive. Platin / karbon görüntüleme buharlaştırma tek yönlü ya da döner olabilir ve direnç veya elektron tabancası ya da gerçekleştirilir. Bilinen bir açı, tipik 30º tek yönlü gölgeleme - 45º, bazı morfometrik performans hesaplamaları yararlıdır. Derin dağlama maruz kalmış örnekler, normalde gölgeli döner ve bu örneklerin sonuçta görüntüleri fotografik değerlendirme için tersine çevrilir. Tarihi hem de donma-fraktür / donma etch tekniğin mevcut bir amacı daha geleneksel bir transmisyon elektron mikroskobu prosedürler ile ilişkilidir eşya örneği, kimyasal tespiti ve işleme sınırlamaktır. Ancak, bu teknik ve n, üç boyutlu detay görüşmek ve dolayısıyla biyolojik, malzeme bilimi morfometrik verilere edinimini kolaylaştırmak için yeteneği bir maddi avantaj sağlaranotechnology örnekler. Kırık-Freeze ve donma-etch işlemleri karmaşık ve çok boyutludur ve uygulamanın bazı yönleri özelleştirilmiş. Bu sunum sürecinin önemli özelliklerinden bir anket görünüm sunuyor ve okuyucu özel araştırma ihtiyaçları için süreci ayrıntıları ele almak ve özelleştirmek amacıyla kapsamlı yayınlanan protokolleri 10, 11 anılır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Balzers Freeze-fracture/freeze-etch plant</td>
			<td style="width:71px;">Balzers</td>
			<td style="width:119px;">BAF400T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Standard buffers</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">standard aldehyde fixatives</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">sodium dichromate</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">sulfuric acid</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Disposable supplies for Platinum/Carbon Evaporation</td>
			<td style="width:71px;">Technotrade International</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Liquid nitrogen</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Freon</td>
			<td style="width:71px;">various suppliers</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Disposable supplies for electron microscopy</td>
			<td style="width:71px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Transmission electron microscope</td>
			<td style="width:71px;">Carl Zeiss Inc.</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fundamental technical elements of freeze-fracture/freeze-etch in biological electron microscopy

Doğada numuneler, genellikle biyolojik veya nano malzeme, kırık, dondurulmuş ve bir karbon / platin &quot;cast&quot; transmisyon elektron mikroskobu ile incelenmesi için tasarlanan oluşturmak için çoğaltılır sayede Freeze-kırık / donma-etch bir süreci anlatmaktadır. Örnekler sıvı azot, yüksek vakum altında sıcaklıklara soğutulan numune daha sonra kırılma ile, çoğu kez buz kristal oluşumunu sınırlamak için kriyo-koruyucu maddelerin mevcudiyetinde, ultra hızlı dondurma oranlarına tabi tutulurlar. Elde edilen kırık yüzey çoğaltılır ve döküm yüzeyi için üç boyutlu detay kazandıran bir açıdan karbon ve platinyum buharlaştırma ile stabilize edilir. Bu teknik, hücre zarlarında ve uzmanlık soruşturma için özellikle aydınlatıcı kanıtlamıştır ve ilgili hücre fonksiyonu hücresel form anlayışı önemli ölçüde katkıda bulunmuştur. Bu raporda, biz gerçekleştirmek için alet gereksinimleri ve teknik protokolünü anketdondurularak kırılmış hali olduğundan, ilgili isimlendirme ve kırılma düzlemlerinin özellikleri, donma-fraktür görüntülerin yorumlanması için geleneksel prosedür içinde yapılacak değişikliklerin ve kriterleri. Bu teknik yaygın hücre biyolojisi birçok alanda ultrastrüktürel inceleme için kullanılan ve moleküler, nanoteknoloji için gelişmekte olan bir görüntüleme tekniği olarak sözünü tutar ve malzeme bilimi çalışmaları olmuştur.

Donma-fraktür görüntü yorumlama anahtar öncül kırılma düzlemi esası PF-yüzü (plazma kırıklı-yüzü) ve EF-yüzü (hücre dışı kırıklı-yüz) (Şekil denilen iki kırılma yüzü kazandıran zarların lipit ikili tabakasına geçer, yani 3). PF-yüz hücre ve EF yüze sitoplazmasına bitişik membran lipid tabakasının yarısına bitişik hücre dışı ortamı membran lipid tabakasının yarısına eşittir. Donma-fraktür tekniği membran yapısının araştırılm...

Watch this Scientific Journal Video about Fundamental Technical Elements of Freeze-fracture/Freeze-etch in Biological Electron Microscopy at JoVE.com

Fundamental Technical Elements of Freeze-fracture/Freeze-etch in Biological Electron Microscopy

Temel teknikler ve transmisyon elektron mikroskobu ile incelenmesi için biyolojik örneklerin ve nanomateryallerin dondurularak kırık işleme iyileştirmeler açıklanmıştır. Bu teknik ultrastrüktürel özellikleri ve biyolojik membranların uzmanlık ifşa ve malzeme bilimleri ve nanoteknoloji ürünleri ultrastrüktürel düzeyde boyutlu ve konumsal verilerin elde edilmesi için tercih edilen bir yöntemdir.

Biyolojik Elektron Mikroskopi Freeze-kırık / Freeze etche Temel Teknik Elemanları

Freeze-fracture/freeze-etch describes a process whereby specimens, typically biological or nanomaterial in nature, are frozen, fractured, and replicated ...

fundamental-technical-elements-freeze-fracturefreeze-etch-biological

Research

JoVE Journal

Biology

33.0K Görüntüleme.  The University of North Carolina at Chapel Hill.  Temel teknikler ve transmisyon elektron mikroskobu ile incelenmesi için biyolojik örneklerin ve nanomateryallerin dondurularak kırık işleme iyileştirmeler açıklanmıştır. Bu teknik ultrastrüktürel özellikleri ve biyolojik membranların uzmanlık ifşa ve malzeme bilimleri ve nanoteknoloji ürünleri ultrastrüktürel düzeyde boyutlu ve konumsal verilerin elde edilmesi için tercih edilen bir yöntemdir. 

Video: Fundamental Technical Elements of Freeze-fracture/Freeze-etch in Biological Electron Microscopy

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Elektron Mikroskobu için embriyo Hazırlık Drosophila Embriyonik kalp tüpü

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Biyoloji

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes. The transparency of the 
embryos, the genetic resources, and the relative ease of transformation are qualities that make C. elegans an excellent model for early embryogenesis. Laser-based 
confocal microscopy and fluorescently labeled tags allow researchers to follow specific cellular structures and proteins in the developing embryo. For example, 
one can follow specific organelles, such as lysosomes or mitochondria, using fluorescently labeled dyes. These dyes can be delivered to the early embryo by means 
of microinjection into the adult gonad. Also, the localization of specific proteins can be followed using fluorescent protein tags. Examples are presented here 
demonstrating the use of a fluorescent lysosomal dye as well as fluorescently tagged histone and ubiquitin proteins. The labeled histone is used to visualize 
the DNA and thus identify the stage of the cell cycle. GFP-tagged ubiquitin reveals the dynamics of ubiquitinated vesicles in the early embryo. Observations 
of labeled lysosomes and GFP:: ubiquitin can be used to determine if there is colocalization between ubiquitinated vesicles and lysosomes. A technique for 
the microinjection of the lysosomal dye is presented. Techniques for generating transgenenic strains are presented elsewhere (1, 2). For imaging, embryos 
are cut out of adult hermaphrodite nematodes and mounted onto 2% agarose pads followed by time-lapse microscopy on a standard laser scanning confocal 
microscope or a spinning disk confocal microscope. This methodology provides for the high resolution visualization of early embryogenesis.

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

This article describes a technique for the visualization of the early events of embryogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.

Erken Embriyo Oluşumu Zaman atlamalı Mikroskopi Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes.  The transparency of the 
embryos, the genetic ...

Microscopy of Fission Yeast Sexual Lifecycle

The fission yeast Schizosaccharomyces pombe has been an invaluable model system in studying the regulation of the mitotic cell cycle progression, the mechanics of cell division and cell polarity. Furthermore, classical experiments on its sexual reproduction have yielded results pivotal to current understanding of DNA recombination and meiosis. More recent analysis of fission yeast mating has raised interesting questions on extrinsic stimuli response mechanisms, polarized cell growth and cell-cell fusion. To study these topics in detail we have developed a simple protocol for microscopy of the entire sexual lifecycle. The method described here is easily adjusted to study specific mating stages. Briefly, after being grown to exponential phase in a nitrogen-rich medium, cell cultures are shifted to a nitrogen-deprived medium for periods of time suited to the stage of the sexual lifecycle that will be explored. Cells are then mounted on custom, easily built agarose pad chambers for imaging. This approach allows cells to be monitored from the onset of mating to the final formation of spores.

We provide a reproducible basic method for the long-term microscopy of the fission yeast sexual lifecycle. With minor adjustments described, the presented protocol allows research focus on different steps of the reproductive process.

Bölünme Maya Cinsel Yaşam Döngüsü Mikroskopi

The fission yeast Schizosaccharomyces pombe has been an invaluable model system in studying the regulation of the mitotic cell cycle progression, the ...

Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH distribution and calcium ions can be observed using live microscopy over time. This allows identification of the life stage and the tissue with the feature of interest for further electron microscopy studies. Life stage and tissues of interest are typically higher in pH and Ca signals. 
Here, using H. elegans, we present a protocol to characterize the presence of calcium carbonate structures in a biological specimen on the scanning electron microscope (SEM), using energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS) to visualize elemental composition, using electron backscatter diffraction (EBSD) to determine the presence of crystalline structures, and using transmission electron microscopy (TEM) to analyze the composition and structure of the material. In this protocol, a focused ion beam (FIB) is used to isolate samples with dimension suitable for TEM analysis. As FIB is a site specific technique, we demonstrate how information from the previous techniques can be used to identify the region of interest, where Ca signals are highest.

We demonstrate the use of various microscopy methods that are useful in observing the calcification of a tubeworm, Hydroides elegans, as well as locating and characterizing the first calcified material. Live microscopy and electron microscopy are used together to provide functional and material information that are important in studying biomineralization.

Bir Deniz Tubeworm Canlı Optik ve Elektron Mikroskobu Teknikleri Kullanılarak kalsifikasyon Olaylar Karakterizasyonu

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH ...

Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It also describes an imaging method for studying the 3D structure of thick biological specimens by scanning transmission electron tomography. The sample preparation protocol is based on conventional methods in which the sample is fixed using chemical agents, treated with a heavy atom salt contrasting agent, dehydrated in a series of ethanol baths, and embedded in resin. The specific imaging conditions for observing thick samples by scanning transmission electron microscopy are then described. Sections of the sample are observed using a through-focus method involving the collection of several images at various focal planes. This enables the recovery of in-focus information at various heights throughout the sample. This particular collection pattern is performed at each tilt angle during tomography data collection. A single image is then generated, merging the in-focus information from all the different focal planes. A classic tilt-series dataset is then generated. The advantage of the method is that the tilt-series alignment and reconstruction can be performed using standard tools. The collection of through-focal images allows the reconstruction of a 3D volume that contains all of the structural details of the sample in focus.

This report describes a sample preparation protocol and specific imaging conditions for performing scanning transmission electron tomography of thick biological specimens.

Tarama Transmisyon Elektron Tomografi ile hazırlanması ve Kalın Biyolojik Örneklerinin Gözlem

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the imaging modality in a focused ion beam scanning electron microscope (FIB-SEM), which is used to obtain stacks of sequential images for 3D reconstruction and modelling. High-pressure freezing (HPF) allows close to native structural preservation, but the subsequent freeze substitution often does not provide sufficient contrast, especially for a bigger specimen, which is needed for high-quality imaging in the SEM required for 3D reconstruction. Therefore, in this protocol, after the freeze substitution, additional contrasting steps are carried out at room temperature. Although these steps are performed in a microwave, it is also possible to follow traditional bench processing, which requires longer incubation times.The subsequent embedding in minimal amounts of resin allows for faster and more precise targeting and preparation inside the FIB-SEM. This protocol is especially useful for samples that require preparation by high-pressure freezing for a reliable ultrastructural preservation but do not gain enough contrast during the freeze substitution for volume imaging using FIB-SEM. In combination with the minimal resin embedding, this protocol provides an efficient workflow for the acquisition of high-quality volume data.

Here we present a protocol for combining two sample processing techniques, high-pressure freezing and microwave-assisted sample processing, followed by minimal resin embedding for acquiring data with a focused ion beam scanning electron microscope (FIB-SEM). This is demonstrated using a mouse tibial nerve sample and Caenorhabditis elegans.

Yüksek basınç dondurucu, mikrodalga destekli kontrast geliştirme ve en az reçine birim görüntüleme için katıştırma tarafından biyolojik örnek hazırlama

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBF-SEM) of Biological Tissue Samples

Serial block-face scanning electron microscopy (SBF-SEM) allows for the collection of hundreds to thousands of serially-registered ultrastructural images, offering an unprecedented three-dimensional view of tissue microanatomy. While SBF-SEM has seen an exponential increase in use in recent years, technical aspects such as proper tissue preparation and imaging parameters are paramount for the success of this imaging modality. This imaging system benefits from the automated nature of the device, allowing one to leave the microscope unattended during the imaging process, with the automated collection of hundreds of images possible in a single day. However, without appropriate tissue preparation cellular ultrastructure can be altered in such a way that incorrect or misleading conclusions might be drawn. Additionally, images are generated by scanning the block-face of a resin-embedded biological sample and this often presents challenges and considerations that must be addressed. The accumulation of electrons within the block during imaging, known as "tissue charging," can lead to a loss of contrast and an inability to appreciate cellular structure. Moreover, while increasing electron beam intensity/voltage or decreasing beam-scanning speed can increase image resolution, this can also have the unfortunate side effect of damaging the resin block and distorting subsequent images in the imaging series. Here we present a routine protocol for the preparation of biological tissue samples that preserves cellular ultrastructure and diminishes tissue charging. We also provide imaging considerations for the rapid acquisition of high-quality serial-images with minimal damage to the tissue block.

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy SBF-SEM of Biological Tissue Samples

This protocol outlines a routine method for using serial block-face scanning electron microscopy (SBF-SEM), a powerful 3D imaging technique. Successful application of SBF-SEM hinges on proper fixation and tissue staining techniques, as well as careful consideration of imaging settings. This protocol contains practical considerations for the entirety of this process.

Biyolojik Doku Örneklerinin Seri Blok-Yüz Tarama Elektron Mikroskopisi (SBF-SEM)

Serial block-face scanning electron microscopy (SBF-SEM) allows for the collection of hundreds to thousands of serially-registered ultrastructural images, ...

Cryo-Electron Microscopic Grid Preparation for Time-Resolved Studies using a Novel Robotic System, Spotiton

The capture of short-lived molecular states triggered by the early encounter of two or more interacting particles continues to be an experimental challenge of great interest to the field of cryo-electron microscopy (cryo-EM). A few methodological strategies have been developed that support these &#34;time-resolved&#34; studies, one of which, Spotiton-a novel robotic system-combines the dispensing of picoliter-sized sample droplets with precise temporal and spatial control. The time-resolved Spotiton workflow offers a uniquely efficient approach to interrogate early structural rearrangements from minimal sample volume. Fired from independently controlled piezoelectric dispensers, two samples land and rapidly mix on a nanowire EM grid as it plunges toward the cryogen. Potentially hundreds of grids can be prepared in rapid succession from only a few microliters of a sample. Here, a detailed step-by-step protocol of the operation of the Spotiton system is presented with a focus on troubleshooting specific problems that arise during grid preparation.

The protocol presented here describes the use of Spotiton, a novel robotic system, to deliver two samples of interest onto a self-wicking, nanowire grid that mix for a minimum of 90 ms prior to vitrification in liquid cryogen.

Yeni Bir Robotik Sistem Kullanarak Zaman Çözümlenen Çalışmalar için Kriyo-Elektron Mikroskobik Izgara Hazırlığı, Spotiton

The capture of short-lived molecular states triggered by the early encounter of two or more interacting particles continues to be an experimental ...

Strategies for Optimization of Cryogenic Electron Tomography Data Acquisition

Cryogenic electron tomography (cryoET) is a powerful method to study the 3D structure of biological samples in a close-to-native state. Current state-of-the-art cryoET combined with subtomogram averaging analysis enables the high-resolution structural determination of macromolecular complexes that are present in multiple copies within tomographic reconstructions. Tomographic experiments usually require a vast amount of tilt series to be acquired by means of high-end transmission electron microscopes with important operational running-costs. Although the throughput and reliability of automated data acquisition routines have constantly improved over the recent years, the process of selecting regions of interest at which a tilt series will be acquired cannot be easily automated and it still relies on the user's manual input. Therefore, the set-up of a large-scale data collection session is a time-consuming procedure that can considerably reduce the remaining microscope time available for tilt series acquisition. Here, the protocol describes the recently developed implementations based on the SerialEM package and the PyEM software that significantly improve the time-efficiency of grid screening and large-scale tilt series data collection. The presented protocol illustrates how to use SerialEM scripting functionalities to fully automate grid mapping, grid square mapping, and tilt series acquisition. Furthermore, the protocol describes how to use PyEM to select additional acquisition targets in off-line mode after automated data collection is initiated. To illustrate this protocol, its application in the context of high-end data collection of Sars-Cov-2 tilt series is described. The presented pipeline is particularly suited to maximizing the time-efficiency of tomography experiments that require a careful selection of acquisition targets and at the same time a large amount of tilt series to be collected.

The increasing demand for large-scale data collection in cryogenic electron tomography requires high-throughput image acquisition routines. Described here is a protocol that implements the recent developments of advanced acquisition strategies aimed at maximizing the time-efficiency and throughput of tomographic data collection.

Kriyojenik Elektron Tomografi Veri Kazanımının Optimizasyonu stratejileri

Cryogenic electron tomography (cryoET) is a powerful method to study the 3D structure of biological samples in a close-to-native state. Current ...

Rapid Freezing using Sandwich Freezing Device for Good Ultrastructural Preservation of Biological Specimens in Electron Microscopy

Chemical fixation has been used for observing the ultrastructure of cells and tissues. However, this method does not adequately preserve the ultrastructure of cells; artifacts and extraction of cell contents are usually observed. Rapid freezing is a better alternative for the preservation of cell structure. Sandwich freezing of living yeast or bacteria followed by freeze-substitution has been used for observing the exquisite natural ultrastructure of cells. Recently, sandwich freezing of glutaraldehyde-fixed cultured cells or human tissues has also been used to reveal the ultrastructure of cells and tissues. 
These studies have thus far been carried out with a handmade sandwich freezing device, and applications to studies in other laboratories have been limited. A new sandwich freezing device has recently been fabricated and is now commercially available. The present paper shows how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. Also shown is the preparation of specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing and procedures for freeze-substitution, resin embedding, trimming of blocks, cutting of ultrathin sections, recovering of sections, staining, and covering of grids with support films.

Here we show how to use the sandwich freezing device for rapid freezing of biological specimens, including bacteria, yeast, cultured cells, isolated cells, animal and human tissues, and viruses. We also show how to prepare specimens for ultrathin sectioning after rapid freezing.