Steril Field 1. Kurulum <ol><li> Kap ve maske de dahil olmak üzere, Don uygun kıyafetleri. Ne zaman işleme odasında göz koruması takın. </li><li> Işleme alanı hazırlayın. Bir işleme oda kullanırken, odada pozitif basınç oluşturmak için fanın sürekli çalışmasını sağlamak. </li><li> Tüm malzemeleri toplayın. Son kullanma tarihleri, ambalaj bütünlüğü ve sterilizasyon göstergesini kontrol edin. </li><li> Ellerinizi yıkayın ve non-steril eldiven yok. </li><li> Steril bir alan kurmak için steril kitleri açın. Bir işleme oda kullanırken, masaya kitleri yerleştirin ve aseptik tamamladı açın. Bu segment steril olmayan kabul edilir gibi steril alanın bir parçası olarak şal dış 1½ inç kullanmak etmeyin. </li><li> Açık aseptik teknik kullanılarak ve premade paketinin zaten bir parçası olmadıkça steril alan üzerine steril öğeleri bırakın. </li><li> Bu steril alana yukarıda olacak şekilde, mikroskop taşıyın mikroskop ışık kaynağı açmak ve gerektiğinde Okülerin ayarlayın. </li><li> Obtain kornea dokusu ve hazırlanan steril işleme alanının yanında yer (koruma medya) elimden. Görüntüleme odasının kapağını gevşetin ve meşgul hiçbir parçacıkları ile oda tabanını inceleyen üstüne dinlensin. Non-steril eldiven atın. </li><li> Steril eldiven ve havlu ile steril önlük açık bir çift. </li><li> Cerrahi fırçalayın gerçekleştirin. Daha sonra, steril önlük, steril eldiven koyun. </li><li> Açık alet kutuları, böylece tüm malzemeleri erişilebilir. Açık nem çalışma alanı oluşturmak için geçirimsiz drape. </li><li> 5 cc şırınga iğnesi takın. Bir hemostat kullanarak, eğim bir dirsek 1 mm yerleştirilerek 30 G iğne hazırlanması ve bazın başka bir dirsek 1 mm (&quot;S&quot; şeklini oluşturmak için). </li><li> Şırıngaya pistonu yerleştirilmesi ve parmak pistonu sıkarak, tripan mavi boyama için cam şırınga birleştirin. Kanülü takın. </li><li> Dengelenmiş tuz çözeltisi (BSS), şişeye kanülü takın. </li><li> Vakum bloktan trefin yumruk ayırınve bir kenara koyun. Mikroskop bakış alanı içinde vakum bloğunu. </li><li> Mikroskop ayarlarını odağa vakum blok getir. </li></ol> Donör Doku Hazırlama 2. Prosedür <ol><li> Bir bariyer olarak folyo kare kullanarak odasını inceleyen kapağı kaldırın. Sklera kornea kaldırmak için jant tarafından elinin tersiyle ve forseps kullanarak, hafifçe kornea kavramak. Odasını inceleyen kapağını değiştirin. </li><li> Tamamen emme şırınga bastırın, sonra aşağı vakum blok üzerinde kornea epitel tarafı yerleştirin ve merkezli olduğundan emin olun. (Şekil 1) </li><li> Kılavuz mesajları kullanarak vakum blok hafifçe daha düşük oturma halkası. Yavaş yavaş emme şırınga piston bırakılmasıyla vakum devreye sokun. Oturma halkasını çıkarın ve bir kenara koyun. (Şekil 2). </li><li> Descemet zarından skor kısmi trepanasyon gerçekleştirin. </li><li> Doku iyi görüntülenmiştir böylece mikroskop zoom ve odak ayarlayın. </li><li&gt; Vakum blok eğin ve aşırı orta kaldırmak için limbusta yerleştirilen steril çubukla mızrak kullanın. (Şekil 3) </li><li> Atılan Descemet zarının kenarına leke limbusta yeterince leke yerleştirin. Leke 60-90 saniye boyunca endotel üzerinde kalmasına izin verin. (Şekil 4) </li><li> Lekeyi: <ol><li> Kornea kapalı ve gazlı bezle üzerine lekeyi dökmek için vakum blok eğin. </li><li> Endoteli dokunmamaya özen, korneanın limbal alanından fazla lekeyi kaldırmak için cerrahi mızrak kullanın. (Şekil 5) </li></ol></li><li> Aşırı BSS kaldırmak için boyama çözüm kornea durulama BSS birkaç damla kullanın ve steril swab mızrak. (Şekil 6) </li><li> Kurutma doku önlemek için sklera jant üzerinde BSS 1-2 damla koyun. Işlem boyunca gerektiği kadar tekrarlayın. </li><li> Descemet zarının kısmi diseksiyon: <ol><li> Boru bağlamak nerede başlayanVakum blok s, açık forseps kullanılarak, skor işareti kenarı ile uzak stromadan hafifçe ayrı Descemet membran ve endotel az bir ucu ile. (Şekil 7). </li><li> Ayrı Descemet membranı ve endotel fazla 1 attı kenarından mm ve devam diseksiyon etrafında 360 °. (Şekil 8). </li><li> Cilt markeri ile vakum blok üzerinde bir nokta koyarak herhangi bir mikro gözyaşları yerini unutmayın. Not: trepan Descemet zar içinden tamamen nüfuz etmediği gerektiği gibi boyama bir ikinci uygulamasında, ardından gerektiğinde, Descemet zardan skoru tamamlamak için hazırlanan 30 G iğne eğimli kenar kullanın. Descemet zarının adhesivite kısmi diseksiyonu engelleyen ise gerektiği gibi, trephinated alanı dışında endotelyumu çıkarın. </li></ol></li><li> Skor işareti üst üste herhangi bir endotel etiketlerini çıkarmak için forseps kullanın. </li> &lt;li&gt; önceden işaretlenmiş mikro gözyaşları konumunu düşünün ve büyük 06:00 olacak şekilde vakum blok döndürmek. Bu, kapağın menteşe olacaktır. </li><li> Forseps kullanarak, saat 12 Descemet membran kavramak. Yavaşça menteşe doğru soyma tarafından stromadan Descemet zarı ayırmak. Puan işaretinden ayırma 2 mm durdurarak menteşe oluşturun. NOT: flep Periferik kenarları ayrılması sırasında kaydırma başlayacak. (Şekil 9). </li><li> Yavaşça yerine geri stroma üzerinde flep yatıyordu. Endotelyumu unscroll ve özgün konumuna geri dönmek için BSS ve sürüntü mızrak kullanın. (Şekil 10A-C) </li><li> Flep konumda kalır böylece steril çubukla mızraklarla Descemet membran ve stroma arasındaki kalıntı sıvıyı çıkarın. (Şekil 11) </li><li> Menteşe yakın skleradan fazla nemi emmek için steril çubukla mızrak kullanın. Çizmek için cilt işaretleyici kullanınn menteşenin merkezine işaret sklera jant üzerine ok ucu steril pamuklu çubuk mızrak ile fazla mürekkep çıkarın. (Şekil 12) </li><li> Vakum bloğuna bağlı, şırınganın piston basmak suretiyle vakum bırakın. Vakum devre dışı iken, vakum bloktan kornea kaldırmak için forseps kullanabilir. </li><li> Bir bariyer olarak folyo kare kullanarak odasını inceleyen kapağı kaldırın. Yukarı, görüntüleme odasında endotel tarafı kornea yerleştirin ve odasını görüntüleme kapağını değiştirin. </li><li> Varsa, dostum kornea ile prosedür yukarıdaki adımları tekrarlayın. İkinci doku işlemeden önce vakum blok temizlemek için gazlı bez kullanın. </li><li> Görüntüleme odası kapak (lar) sıkın ve işleme alanından doku kaldırmak. </li><li> Biyolojik zararlı Atık Yönetim Planına göre öğelerin atılması ile steril alanı kırın. Kirlenmiş eldiven ve önlük çıkarın. Ellerinizi yıkayın ve non-steril eldiven yok. </li><li> Kesme sonrası biomikroskop değerlendirme ve korneanın speküler mikroskopi (ler) gerçekleştirinve bulguları kaydetmeye. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+From+DLEK+to+DMEK.">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li><li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+'No-Touch'+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li><li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty.">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li><li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> 2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis. , (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+endothelial+keratoplasty.">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li><li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty.">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847 (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery:+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance.">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li><li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea.">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty. , (2009).</li><li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+(DMEK-S).">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383 (2013).</li><li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li><li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li><li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet&#8217;s+membrane+endothelial+keratoplasty.">Corneal higher-order aberrations after Descemet&#8217;s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+endothelial+keratoplasty.">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li><li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+(DMEK).">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li></ol>

Hasan TAUSIF ve Dr Navasuja Chandrasekaran ifşa hiçbir şey yok. Dr. Mian, Shtein ve Woodward Michigan Göz Bankası tıbbi yönetmenleri. Sayın Mavin, Sayın Titus ve Bayan Johnson Midwest Göz Bankaları çalışanlarıdır.

Kornea endotel hücre tabakası dehidratasyon ile kornea netlik sürdürülmesinde önemli bir rol oynar. Endotel hücrelerinin hastalıkları önemli görme kaybı ile sonuçlanabilir. DMEK Descemet membranı ve endotel hücre tabakasını kapsayan bir verici greft ile hastalıklı endotel hücrelerinin yerine amaçlamaktadır. Sağlam bir DM ve yeterli endotel hücre sayımı ile Donör doku hazırlanması greft dokusunun yaşam için önemlidir. Donör doku hazırlanması sırasında DM yırtılma doku kaybı ve don?...

Endotel Keratoplasti (EK) hızla 2012 6 Amerika Birleşik Devletleri&#39;nde yapılan tüm nakiller üzerinden% 50 için muhasebe endotel hastalıkların tedavisi için tercih prosedür olarak keratoplasti (PKP) delici yerini aldı. PKP yüksek astigmatizma ile uzun süreli görsel rehabilitasyon ile sınırlıdır ve refraktif istikrarsızlık, dünya bütünlüğü ve dikiş-ilişkili komplikasyonların kaybı. Derin Yapraklı endotelyal keratoplasti (dlek) dahil Erken nesil EK işlemleri, kısmi kalınlıkta donör doku nakli ile korneal stroma manuel diseksiyon çıkıyor. Bu prosedürler sağlam bir kornea yüzeyini korurken donör endotel doku nakli başarılı ama teknik olarak zor ve bağlı düzensiz kornea lamelli arabirimi 1 ile sınırlı iyi düzeltilmiş görme keskinliği sonuçlandı. Seçim mevcut EK cerrahisinin kornea Clar sunuyor Descemet sıyırma endotelyal keratoplasti (DSEK) olduğunuvizyon hızlı iyileşme Sığ, postoperatif refraksiyon kusuru ve astigmat en aza indirir ve kornea yüzeyini 7 korurken travmatik yara açılma riskini azaltır. Bu prosedür, yeni bir endotel hücre tabakası içeren kısmi kalınlıkta donör kornea dokusu ile hastalıklı Descemet zarının çıkarılması ve endotelyumu ve değiştirme içerir. Donör kornea 8 nakledildikten arka doku hazırlamak için bir mikrokeratomu ile disseke edilir. Göz bankalar tarafından donör doku hazırlanması, tartışmalı, bu prosedürün başarısı hızla büyümesinde etkili olmuştur ve. 2005 ve 2012 yılları arasında Amerika Birleşik Devletleri&#39;nde DSEK prosedürleri yakın 16 kat artış şu anda göz bankalar 6 tarafından hazırlanan doku neredeyse yarısı gelir. DSEK 20/40 veya daha iyi görme keskinliğini artırmak rağmen, hastaların çoğu nedeniyle stromal arayüzü bulanıklık ve artan ışığa 20/20 vizyona ulaşmak değilDonör stromal dokusunun 7 eklenmesinden dağıtır. EK cerrahi teknik, yalnızca verici Descemet zarı (DM) ve endotel nakli içerir Descemet Membran endotelyal keratoplasti (DMEK) kadar ilerlemiştir. Bu prosedür 20/20 vizyon, daha hızlı görsel iyileşme, ve endotelyal red 9 daha düşük bir risk ulaşan hasta daha yüksek bir paya sahiptir. Bununla birlikte, verici dokunun hazırlanması nedeniyle ince greft boyutlarına daha zordur.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

Descemet Membran Endotel Keratoplasi (DMEK) olan bir temel zar (Descemet membranı) ile birlikte tek bir hücre tabakası, kornea endotelyum, alıcının arka stromada 3 üzerine zerk edilmekte olduğu kornea şeklidir. Ek bağış stroma tanıtıldı Descemet sıyırma Otomatik endotelyal keratoplasti (DSAEK), aksine, hiçbir doğal olmayan stroma-to-stroma arayüzü oluşturulur. Bunun bir sonucu olarak, korneanın doğal anatomisi geliştirilmiş geri kazanım süresi ve görme keskinliği 4 izin mümkün olduğu kadar korunur. Endotel Keratoplasti (EK) endotel disfonksiyonu tedavisi için tercih işlemdir. EK avantajları nedeniyle küçük, periferik kesi 1 kullanımı hızlı görme kurtarma, gözün bütünlüğü ve minimal refraktif değişim korunması bulunmaktadır. DSAEK kısmi kalınlıkta stroma ve endotel ile hazırlanan donör doku kullanmaktadır. Hızlı succesini ve bu prosedürün kullanımı göz bankanın durumuna isnat edilebilir precut doku hazırlanmıştır. Donör doku göz banka hazırlık faydaları hazırlanması sırasında doku perforasyon durumunda geri donör doku çalışma odası ve kullanılabilirlik özel ekipman ihtiyacı ortadan kaldırılmasını içerir. Buna ek olarak, göz-banka teknisyenler tarafından donör doku yüksek hacimli hazırlanması donör doku kalitesi iyileştirilmiş sağlayabilir. DSAEK nedeniyle donör ve alıcı kornea arasında stromal arayüz oluşturulması için en iyi düzeltilmiş görme keskinliği sınırlı olabilir. Görsel sonuçlarını iyileştirmek ve EK 5 sonra komplikasyonları azaltabilir DMEK sadece donör Descemet membran ve endotel nakli ile bu arayüzü ortadan kaldırılması. DSAEK, uzun süreli başarı ve DMEK kabul benzer hazır kesilmiş kullanılabilirlik kolaylığı bağlıdır, göz banka donör doku hazırladı. Burada bazı BARRI azaltabilir donör doku hazırlanması için aşamalı bir yaklaşım sunmakers göz bankalar DMEK greft sağlayan karşıya.

Stromadan DM ve endotel Uygun ayırma DMEK için hazır kesilmiş doku hazırlanması esastır. 65 ± 6 yıl (aralık 55-75), 2.616 ± 321 hücre / mm 2, 5.9 ± 2.3 gün (dağılım 1-10) ve endotel hücre yoğunluğu işlem süresi ölüm (AKD) (yaş ortalaması elli donör kornealar aralığı 2,049-3,247) iki göz bankası teknisyenleri tarafından cerrahi hazırlama tekniği fizibilite ve tekrarlanabilirliği değerlendirmek için kullanıldı. Başarı oranı ilk 25 olguda% 72 ve% 76 genel başarı oran?...

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty at JoVE.com

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endotel keratoplasti gelişmeler her arka arkaya 1 ile ince greft nakli neden olarak sürekli gelişen bir cerrahi tekniktir. Burada endotel ve transplantasyon 2 donör korneoskleral düğmeleri Descemet zarının güvenli ve tekrarlanabilir ayrılmasına izin kontrollü manuel doku diseksiyonu için bir teknik sunuyoruz.

Descemet Membran endotelyal keratoplasti için Kornea Donör doku hazırlanması

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

corneal-donor-tissue-preparation-for-descemet-s-membrane-endothelial

Research

JoVE Journal

Medicine

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

15.2K Görüntüleme.  University of Michigan.  Endotel keratoplasti gelişmeler her arka arkaya 1 ile ince greft nakli neden olarak sürekli gelişen bir cerrahi tekniktir. Burada endotel ve transplantasyon 2 donör korneoskleral düğmeleri Descemet zarının güvenli ve tekrarlanabilir ayrılmasına izin kontrollü manuel doku diseksiyonu için bir teknik sunuyoruz. 

Video: Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Tek Port Donör nefrektomi

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Tıp

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

Endotel Keratoplasti için Kornea Donör doku hazırlanması

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

Hazırlık ve<em&gt; İn Vitro</em&gt; Mıknatıslanmış karakterizasyonu Endotel Hücreleri miR-modifiye

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex vivo kornea Organ kültür modeli için yaranın çalışmaları

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Split Korneal Düğmeleri Kullanarak Bir Domuz Korneal Endotel Organ Kültür Modeli

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Kornea Endotel Hücre Kaybının Noninvaziv, Lazer Destekli Deneysel Modelinin Geliştirilmesi

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Kornea Yara İyileşmesini İncelemek İçin Epitelyal Aşınma Modeli

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Terapötiklerin Kardiyak Allogrefte Verilmesi için Domuz Heterotopik Kalp Transplantasyonu Protokolü

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet's Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the whole cornea or Descemet's membrane. Recent developments in ocular surgery have established Descemet's Stripping Only (DSO), a surgical technique in which a central circle of guttae-dense Descemet's membrane is removed to allow for the migration of CECs onto the smooth stroma, restoring function and vision to the cornea. While this potential treatment option is of high interest in the field of ophthalmic research, no successful ex vivo models of DSO have been established and clinical data is limited. This work presents a novel wound-healing model simulating DSO in human donor corneas. Using this approach to evaluate the efficacy of the human engineered FGF1 (NM141), we found that treatment accelerated healing via stimulation of migration and proliferation of CECs. This finding was confirmed in 11 pairs of human corneas with signs of dystrophy reported by the eye banks in order to verify that these results can be replicated in patients with Fuchs' Dystrophy, as the target population of the DSO procedure.

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet&#039;s Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Descemet's Stripping Only is an experimental procedure wherein patients with central corneal guttae resulting from Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy have Descemet's membrane stripped for peripheral cells to regenerate the endothelial layer. We present novel methodology simulating DSO in dystrophic human corneas ex vivo with accelerated healing stimulated by eFGF1 (NM141).

Descemet'in Sadece Mühendislik Fibroblast Büyüme Faktörü 1 Tarafından Uyarılan Hızlandırılmış İyileşme ile Sıyırılmasının İnsan Kornea Organ Kültürü Modeli

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Uzun Süreli Yetiştirme için İnsan Miyokard Dokusunun Hazırlanması

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...