The authors would like to thank Mr. Ryan Hart and Mr. Arriz Lucas for their invaluable feedback on this communication. This work was supported by NIH NINDS R01 NS065052 and Phoenix Children&#8217;s Hospital Mission Support Funds.

NOT: Tüm işlemler Arizona Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) uygun olarak yürütülmüştür. Tavsiye malzeme ve ekipman listesi Tablo 1&#39;de bulunabilir. 1. Doku Hazırlanması <ol><li> Serpilme <ol><li> Sodyum pentobarbital (25 mg / kg, ip) bir fazla dozu ile kemirgen Euthanize ve 8 ml / dk&#39;lık bir akış hızında tam kandan arındırıldı (3-5 dakika kadar) fosfat tamponlu tuzlu su (PBS) ile transkardiyal serpmek. Derinlemesine perfüzyon talimatlar için Gage ve ark 2012 9 bkz. </li><li> Hemen / dak, 8 ml bir akış hızında 15-20 dakika boyunca PBS içinde% 4 paraformaldehit ile perfüze doku çözmek PBS gömme et. </li><li> 4 ° C &#39;de, (tris tamponlu salin içinde hazırlanan sırayla% 15,% 30,% 30) kademeli sakaroz çözeltileri, ardından 24 saat için% 4 paraformaldehid beyin ve yer çıkarın. Sonraki sakaroz çözüm o beyin aktarınnly beynin sonra her çözeltide batırdı. Not: Genellikle, her çözümün 5 gün doku batmaya için yeterli bir süredir. </li></ol></li><li> Doku Dondurma ve Cryosectioning <ol><li> Örneğin Ekim bileşiği olarak, gömme orta beyin yerleştirin ve -35 ° C arasında bir sıcaklıkta, izopentan içinde daldırın. Beyin, 10 dakika içinde en az dondurma, ve daha sonra -80 ° C&#39;de saklayın izin verin. Sıcaklık titizlik alınmadığı takdirde sorunlar ortaya çıkabilir; sorun giderme bilgileri için tartışma bakınız. </li><li> 20 um kadar bir kalınlıkta ve -20 ° C arasında bir sıcaklıkta bir seri koronal kesitler halinde kesilmiştir. Pozitif yüklü slaytlar üzerine doku toplayın. Beyin kesitleri, -80 ° C&#39;de, bir fermuar-top çantası ve depolanmış uzun vadede folyo ile sarılmış bir slayt kutuya yerleştirilmiş olabilir. Depolama Bu yöntem hava ve dona maruz kalmasını önlemek için bir çift sınır oluşturur. </li></ol></li></ol> 2. Doku İşleme NOT: Örnek ekipman ve materyaller rboyama için equired Şekil 3&#39;te gösterilmiştir. Alternatifleri mevcut, ancak bu görüntülerin immünohistokimyasal yeni başlayanlar ön alım için uygun öğeleri görselleştirmek için yardımcı olacaktır. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52293/52293fig3highres.jpg" /> Şekil 3: Örnek öğeler immünohistokimyasal için gerekli (A) gösterilen siyah kutu immünofloresan için ideal bir nem odası olan, slaytlar folyo kutuyu sarmak için gerek kalmadan ışıktan korunmalıdır gibidir.. Kesit sonrasında slaytlar, örneğin (B) &#39;de gösterildiği san bir kutu gibi bir kutu içinde depolanabilir. Folyo sıkıca kutuyu tamamlayan ve önceki dondurucu bir zip-top çantası yerleştirerek dondurucu yanık doku örnekleri korunmasına yardımcı olur. Slaytlar bir örneği D (çeşitli boyama (D) &#39;de gösterilen yemekler ile (C)&#39; de verilmektedir </strong&gt;). Lameller ancak 1.2 kalınlığında lamelleri en dik ve konfokal mikroskoplar güzel görüntüleme sonuçlarını sağlamak, büyüklük ve kalınlıkta (F) değişebilir. Örneğin (G) &#39;de gösterildiği gibi bir kalem slaytlar etiketlemek için kullanılabilir. Mürekkep çalıştırabilirsiniz gibi kalıcı belirteçler boyama ve örnek ne olduğunu belirlemek için yeteneği hem etkileyen, kaçınılmalıdır. (H) &#39;de gösterildiği gibi bir Mini PAP kalemi bir itici sınır slaytlar üzerine çekilmesini mümkün kılar. <ol><li> Slayt hazırlama <ol><li> Oda sıcaklığında dondurucu ve çözülme slaytları çıkarın. <ol><li> İsteğe bağlı: bölümler, daha önce slaytlar süzülüyor varsa, slaytlar rahatsız yüzen doku kesitleri önlemeye yardımcı olmak için en fazla 4 saat süre ile 60 ° C&#39;de bir fırın içinde çözülmüş slaytlar yerleştirin. </li></ol></li><li> Bir slayt raf ve ilgili tabak yerleştirin kayar. </li><li> Yıkama yıkamalar arasında çözelti, değişen her biri 5 dakika süreyle PBS içinde üç kez kayar. Ileriye Bu adımdan itibaren, secti önlemekons uzun bir süre için sıvı olmadan. Not: bölümler kurumasına, arka plan boyama artar ve anlamlı veriler güvenilir elde edilemez. </li></ol></li><li> Doku Boyama <ol><li> Bir ışık geçirmez boyama kutusunda, iyonu giderilmiş su ile ıslatılmış tüysüz bir doku ile bir &quot;nem odası&quot; oluşturur. </li><li> Uzak doku kesitlerinden, slayt çok kenarında bir sıvı itici sınır yapmak için mini bir pap kalem kullanın, tüysüz bir doku ile slayt kenarlarını kurutun. Bu sınır sıvı menisküs ve yüzey gerilimi boyama etkilemez, böylece doku kenarı arasında geniş bir alan temin etmelidir. Not: ilgi antikorlar mikrodalga antijen alımı gerektirmeyen, PAP kalem kovucu sınır önce 2.1.3 uygulanabilir. PAP kalem PBS içinde yıkama öncesi uygulanmış ise, sıvı itici sınır bütünlüğü bu aşamada kontrol edilmelidir. Sınırda herhangi boşlukları doldurmak için bir mini-pap kalem kullanın. </li><liSlaytlar yatay olarak yerleştirilmiş ile&gt;, blok nonspesifik antijen PBS (blok çözeltisi) içinde% 4 h / h serumu içinde inkübe edilerek bağlama. Pipet oda sıcaklığında 1 saat için slayt başına blok çözeltisi 300 ul. Emin blok çözüm slayt kenarında pap kalem uzanır ve tamamen dokuya yakın yüzey gerilimi nedeniyle düzensiz boyama önlemek için doku kapsar emin olun. <ol><li> İkincil antikor yapıldığı aynı türden serum kullanın. Not: Bu prosedürde, ikincil antikorlar eşek yapılır, ve bu nedenle eşek serumu kullanılmıştır. İki veya daha fazla farklı türlerden ikincil antikorlar kullanıldığında, her türden serum içerir. </li></ol></li><li> Slaytlarınıza Pipet primer antikor. Not: Bu boyama için antikor konsantrasyonları 1&#39;den optimize edilmiştir: 5,000 ve 1: sırasıyla Iba1 ve Pan-nöronal 500. Bu konsantrasyonlar, bir arka plan boyama yokluğu ile anlamlı bir lekeleme göstermek için tespit edilmiştir. <ol><li> Blok çözümü sulandırmak% 1 PBS içinde serum ve primer antikor ilave edin. Slayt başına% 1 serum içinde primer antikor çözeltisi 300 ul Pipet. Yine, sıvı pap kalem kenarına olduğundan emin olun. 4 ° C &#39;de bir gece boyunca inkübe edin. </li><li> Iba1 ne Pan-nöronal ne antikorları içeren bir Pan-nöronal antikor olmadan Iba1 ile bir ve Iba1 olmadan Pan-nöronal antikor: biri üç kontrol slaytlar ekleyin. Bununla birlikte, ikincil antikor, spesifik olmayan bağlanmanın test etmek için, birincil antikor ihmal aynı çözeltiler için de aynı vadede bu slaytlar Leke. </li></ol></li><li> Ertesi sabah, yıkama yıkamalar arasında solüsyonu değişen her biri 5 dakika süreyle PBS içinde üç kez kayar. </li><li> Floresan antikorlar ileri bu adımı, siyah veya karanlıkta inkübe ya olan yıkama kapları folyo ve melezleme kutularında sarılır sağlayarak ışık maruziyeti en aza indirmek, bu nedenle, ışığa duyarlı bulunmaktadır. Tüm slaytlarda uygun ikincil antikorlar pipet ve inkübe1 bir konsantrasyonda, oda sıcaklığında 60 dakika: blok çözeltisi içinde 250, bir ışık geçirmez &quot;nem odası&quot; (aşama 2.2.3) (adım 2.2.1). <ol><li> Farklı dalga boyları ikincil antikorlar kullanın. Burada, birincil antikor tavşan anti-Iba1 için uygun ikincil antikor olarak eşek anti tavşan 594 kullanın. Birincil antikor fare anti-pan-nöronal için, ilgili ikinci antikor olarak eşek anti-fare 488 kullanır. Alternatif olarak, anti-tavşan 488 ve anti-fare 594 kullanır. </li></ol></li><li> Yıkama her biri 5 dakika süreyle PBS içinde üç kez kayar. </li><li> İsteğe bağlı: Nükleer boyama gerçekleştirin. <ol><li> Tam olarak 60 saniye boyunca iki kez damıtılmış H 2 0 içinde 0.03 ug / ml &#39;lik bir konsantrasyonda, Hoechst (ya da diğer nükleer leke)&#39; de yer. </li><li> Yıkama her biri 5 dakika süreyle PBS içinde üç kez kayar. </li></ol></li><li> GKD 2 0 yıkayın. </li></ol></li><li> Coverslipping <ol><li> Böyle Fluor gibi sulu montaj orta ile lamel slaytlar,omount-G ya da ProlongGold. Bir pamuk uçlu aplikatör kullanarak tüm kabarcıklarını çıkarmak için özen gösterin. Not: Diğer montaj ajanlar kullanılabilir, ancak yüksek sızdırma-yoluyla boyalar arasındaki coverslipping gün içinde bazıları tarafından not edilmiştir. </li><li> , Kenarları mühür açık oje kullanın buharlaşma nedeniyle kurumasını engelleyen bölümleri. Slaytlar düz ve oda sıcaklığında devam ederken tırnak cilası bir ışık geçirmez bir kap içinde kurumasını bekleyin ve daha sonra 4 ° C&#39;de folyo ile sarılmış bir ışık geçirmez bir kapta saklayın. </li></ol></li></ol> 3. Lekeli Doku Görüntüleme <ol><li> Mikroskopla inceleme <ol><li> Oje karanlık bir odada yer alması gereken, mikroskopi başlamadan önce en az bir saat kurumasını bekleyin. </li><li> Floresan ışık kaynağı ve bir dijital kamera eki olan bir konfokal veya araştırma mikroskobu kullanılarak fotomikrografları edinin. Ekteki yazılımı kullanarak, her dalga boyu için pozu ayarlamak - 405, 488, ve 594 - ayrı. Not: derinlemesine görüntüleme talimatları mikroskop üreticisinden online olmalıdır. </li><li> Bölümleri hareketli ya da odak ayarlama yapmadan her kanalda fotomikrografları edinin. Renkli fotoğraf çekmek, ya da dönüşümlü olarak gri tonlu ve daha sonra renk dönüştürmek. Not: Renk veya her kanaldan gri tonlu görüntüleri sonrası işleme harmanlanmış edilebilir. </li><li> Kesitlerin fotoğraf beyazlatma oluşacak şekilde, doku kesitleri uzun süre için ortam ışığı veya mikroskopik ışığa maruz kalmayacağı emin olun. Bunu önlemek için, artan ışık / lazer yoğunluğu yerine pozlama süresini artırın. </li><li> Açıldıktan 30 dakika içinde floresan ışık kaynağı kapatmayın. Not: hızlı bir şekilde açık ve kapalı kaynak geçiş floresan ampul ömrünü azaltabilir. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Marrack, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemistry+of+antigens+and+antibodies.">Chemistry of antigens and antibodies.</a> Nature. 134, 468-469 (1934).</li><li>Coons, A. H., Creech, H. J., Jones, R. N., Berliner, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+demonstration+of+pneumococcal+antigen+in+tissues+by+the+use+of+fluorescent+antibody.">The demonstration of pneumococcal antigen in tissues by the use of fluorescent antibody.</a> J Immunol. 45, 159-170 (1942).</li><li>Marshall, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+adrenocorticotropic+hormone+by+histochemical+and+immunochemical+methods.">Localization of adrenocorticotropic hormone by histochemical and immunochemical methods.</a> The Journal of experimental medicine. 94, 21-30 (1951).</li><li>Mellors, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histochemical+demonstration+of+the+in+vivo+localization+of+antibodies:+antigenic+components+of+the+kidney+and+the+pathogenesis+of+glomerulonephritis.">Histochemical demonstration of the in vivo localization of antibodies: antigenic components of the kidney and the pathogenesis of glomerulonephritis.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 3, 284-289 (1955).</li><li>Nakane, P. K., Pierce, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-labeled+antibodies:+preparation+and+application+for+the+localization+of+antigens.">Enzyme-labeled antibodies: preparation and application for the localization of antigens.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 14, 929-931 (1966).</li><li>Avrameas, S., Uriel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+of+antigen+and+antibody+labelling+with+enzymes+and+its+immunodiffusion+application.">Method of antigen and antibody labelling with enzymes and its immunodiffusion application.</a> Comptes rendus hebdomadaires des seances de l'Academie des sciences. Serie D: Sciences naturelles. 262, 2543-2545 (1966).</li><li>Cuello, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Immunohistochemistry. , (1983).</li><li>Junqueira, L. C. U., Mescher, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Junqueira's basic histology : text and atlas. , (2013).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li><li>Christensen, N. K., Winther, L., Kumar, G. L., Rudbeck, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Education Guide: Immunohistochemical (IHC) staining methods. , 103-108 (2009).</li><li>Wang, G., Achim, C. L., Hamilton, R. L., Wiley, C. A., Soontornniyomkij, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tyramide+signal+amplification+method+in+multiple-label+immunofluorescence+confocal+microscopy).">Tyramide signal amplification method in multiple-label immunofluorescence confocal microscopy).</a> Methods. 18, 459-464 (1999).</li><li>Feldengut, S., Del Tredici, K., Braak, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraffin+sections+of+70-100+mum:+a+novel+technique+and+its+benefits+for+studying+the+nervous+system.">Paraffin sections of 70-100 mum: a novel technique and its benefits for studying the nervous system.</a> Journal of neuroscience methods. 215, 241-244 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bu iletişimin genel amacı okuyucuya immünhistokimya prosedürleri tanıtmak oldu. Bunun için, Iba1 ve Pan-nöronal antijenler ile çift etiketleme örneği mikroglia ve perfüze paraformaldehid nöronlar gözlemlemek, sükroz cryoprotected cryosectioned sıçan beyin kullanıldı. Bu teknik, sonsuz amaçlara hizmet etmek için adapte edilebilir. Beyin, akciğer, karaciğer, böbrek ve bağırsak sınırlayıcı gibi, ancak doku tiplerinin, çeşitli farklı antijenlerin dizisi protokolü...

<html> İmmünohistokimya ilgi antijenlere spesifik olarak bağlanan primer antikorlar kullanılarak, doku kesitlerinde antijenleri (örneğin, proteinler) tespit edilmesi için bir işlemdir. O antikorlar Büyük özgüllük 1 antijenleri lokalize olabilir tespit zaman İmmünohistokimya 1934 yılında JR Marrack öncülük ettiler. 1942 yılında başlayarak, immunohistokimyasal görselleştirmek için floresan antikorlar kullanılarak çalışmalar in vitro ilk bazı in vivo histokimyasal çalışmada ilk 4 basıldı sonra 2,3, yayınlandı. 1960 &#39;li yıllarda, üç yıl immünohistokimyasal yöntemleri süre sonra, bir enzim-konjüge edilmiş antikor, ikincil reaktifler olarak kullanılmaya başlanmıştır. Bu yöntemler aynı anda ve birbirinden bağımsız Fransa ve ABD&#39;de 5,6 geliştirilmiştir. Bugün, antikorların geniş bir dizi immunohistokimya çalışmaları 7 için sonsuz olanaklar sağlar. &quot;&gt; Bu yazışmaların genel amacı immünohistokimyasal içine kısa bir tanıtım sağlamak, bu tekniğin kapsamlı ve ayrıntılı bir yorum olması anlamına gelmez özetlenen yöntemde, iki antijen için immünohistokimyasal teknikler mikroglia için (işaretçileri sunulmuş ve. perfüze paraformaldehit boyama nöronlar), sukroz cryoprotected cryosectioned sıçan beyni. immünohistokimyasal boyama, arka plan boyama azaltmak için spesifik olmayan antijen bloke ile başlar. Daha sonra, birincil antikor ile inkübasyon dokusunda özel bir antijene bağlanma sağlar. birincil antikor izlenerek, başka bir antikor, ikincil antikor olarak adlandırılan, bir konjüge görselleştirme sinyali 8 birincil antikor bağlantı uygulanır. ikincil antikor birincil antikora yükseltilmiş olan türlere özgü immünoglobulin G (IgG) alanı hedef alır. sekonder antikor sinyali güçlendirir Primer antikor t Fab bölgelerinde beriPrimer antikor IgG etki alanında birden fazla site için elinden ikincil antikor bağlama. Her iki durumda da, ikincil antikorun Fc bölgelerine konjüge enzimler ya da floresan moleküller görselleştirme sağlar. Örneğin, bir tavşan anti-Iba1 birincil antikor Iba1 için spesifik bir tavşan IgG molekülüdür. Eşek anti-tavşan IgG ikincil antikor olarak tatbik edildiği zaman, bu tanıma ve tavşan anti-Iba1 IgG birden fazla bölgeye (bakınız Şekil 1) bağlanacaktır. eşek antikor çeşitli yöntemlerle görülebilir. Bu yazışmalar floresan mikroskobu ile görselleştirme, primer antikor tanıyan sekonder antikor, konjuge bir floroforun tespiti üzerinde duruluyor. Floresan immünohistokimya, bu tür ajanlar Hoechst veya DAPI gibi bir nükleer boya bütün çekirdeklerinde görselleştirmek için kullanılabilmektedir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig1highres.jpg" /> Şekil 1: SchDoğrudan ve dolaylı antikor etiketleme tekniklerinin ematic temsili. Antikorlar, ilgi alanındaki antijene bağlanan ve birincil antikor türleri karşı artan sekonder antikor ile amplifiye edilebilir. Bu teknik, görselleştirme (A) için amplifikasyon ve DAB için avidin-biyotin kompleksi (ABC) kullanılarak gerçekleştirilmiştir, ya da doğrudan konjüge edilmiş floresan ikincil antikor (B). Alternatif olarak, birincil antikorlar doğrudan biyotin veya bir fluorofor (C) dahil olmak üzere birçok farklı etiketler, konjuge edilebilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> (DAB; Şekiller 1 ve 2), immünohistokimyasal görselleştirilmesi için alternatif bir yöntem, 3,3&#39;-diaminobenzidin tetrahidroklorür kullanır. Bu, bir biyotinile kullanılarak fluoresans farklıdır veyaparlak alan mikroskopisi altında algılanabilen bir çökelti DAB dönüştürmek için bir enzim içerir bayırturpu peroksidaz (HRP) konjüge edilmiş ikincil bir antikor. Tek bir antijen ilgi ya da boyama uzun ömürlü olması için gerekli olan durumlarda, DAB floresan boyama daha uygun olabilir. Bununla birlikte, DAB boyama iki nükleer antijen ilgi, özellikle, birden fazla belirteçleri arasında farklılaşması için çok uygundur değildir. DAB malzemeleri ve protokol değişiklikler hakkında bilgi için, Tablo 1 bakınız. Alternatif olarak, nitro mavi tetrazolyum klorür / 5-bromo-4-kloro-3-indolil fosfat (NBT / BCIP) orta konjüge bir alkalin fosfataz (AP) görselleştirmek için kullanılabilmektedir antikordur. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52293/52293fig2highres.jpg" /> Şekil 2:. Nikel geliştirilmiş DAB tek etiketli sıçan beyin dokusu kesitlerinin Temsilcisi görüntüleri Sıçan beyin seTek başına mikroglia veya nöronların uzun süren analiz için Iba1 (A) ve Pan-nöronal (B) için nikel geliştirilmiş DAB ile etiketlenmiş olan seksiyonlar. Ölçek çubuğu 20 mikron. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Bir doku içinde ilgi antijenin tahmini bolluğu analiz ediliyor düşünmek gerekir. Dolaylı yöntemler (yukarıda anlatıldığı gibi) düşük yoğunlukta olan hedefler için yararlıdır. Ilgi, antijen yüksek bolluk olduğunda, direkt yöntemler uygulanabilir. Doğrudan yöntemler doğrudan görselleştirme sinyaline konjuge edilmiş bir birincil antikor içerir ve dolayısıyla ikincil antikor gereklidir. Bu yöntem boyama işlemini kolaylaştırır, ancak dolaylı yöntemlerle elde amplifikasyon ortadan kaldırır. Bir doğrudan konjüge edilmiş birincil antikor kullanarak da sekonder antikorların çapraz reaktivite ortadan kaldırırne zaman çift etiketleme. Bu iletişim Iba1 ve Pan-nöronal (Tablo 1 ayrıntıları) ile çift etiketleme için protokol göstermektedir. Iba1 dallanmış, hiper-dallanmış, aktif, amoeboid ve çubuk dahil olmak üzere birçok aktivasyon devletler içinde mikroglia lekeler. Pan-nöronal lekeler nöronal akson, dendrit ve soma. Iba1 çoğu mikroglia ve Pan-nöronal olası hedefler nöron leke yana, lekeleri bu kombinasyon mikroglia-nöron etkileşimleri geniş bir anlayış kazanıyor yararlıdır. Özetle, immünohistokimyasal antikorların dikkatli seçimi dayanmaktadır. Araştırma sorusu daha spesifik hale geldikçe, diğer antijenlere karşı üretilen antikorlar arzu edilebilir. Belirli bir mikrogliyal aktivasyon durumunu hedeflemek için, bir yerine Iba1 daha CD45 veya CD68 antikorları kullanmayı tercih edebilir. Dahası, fareler ile çalışma, F4 / 80 gerekli sonuçlar verebilir. Benzer şekilde, nöronal elemanlar özellikle antikorlar ra ile hedeflenebilirçekirdeğin karşı kili, sinaps (öncesi veya sonrası), akson ve büyüme konisinin. Ayrıca, nöron (Çift cortin, Neun) yaşını ayırt diğer belirteçler ve nöronal rejenerasyon (GAP-43) vardır.

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Superfrost Plus Glass Slides&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-034-979</td><td>Used for tissue mounting (1.2.2)</td></tr><tr><td>Oven</td><td>Thermo Scientific</td><td>51028112</td><td>Used for tissue drying (2.1.1)</td></tr><tr><td>Mini Pap pen</td><td>Life Technologies</td><td>00-8877</td><td>Used in step 2.2.2</td></tr><tr><td>Andwin Scientific Tissue-tek Slide Staining Dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-149-429</td><td>Used for all washes during staining (2.2), as well as the Hoechst step (2.2.8)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666-A</td><td>Used for drying slides (2.2)</td></tr><tr><td>Black Staining Box</td><td>Ted Pella</td><td>21050</td><td>Used for blocking and staining steps (2.2)</td></tr><tr><td>Normal Donkey Serum</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-413-253</td><td>Used for block and antibody incubation (2.2)</td></tr><tr><td>Mouse &amp;alpha;-Pan-neuronal</td><td>Millipore</td><td>MAB2300</td><td>Used for primary antibody (2.2.4)</td></tr><tr><td>Rabbit &amp;alpha;-Iba1</td><td>Wako Chemical</td><td>019-19741</td><td>Used for primary antibody (2.2.4)</td></tr><tr><td>Donkey &amp;alpha;-rabbit 594</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-585-152</td><td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td></tr><tr><td>Donkey &amp;alpha;-mouse 488</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>715-545-150</td><td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td></tr><tr><td>Caterer&#039;s foil</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>Used in steps 1.2.2 and 2.3.2</td></tr><tr><td>Fluoromount-G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12544E</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Clear Nail Polish&amp;nbsp;</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Axio Observer.Z1 and LSM 710 (laser scanning, confocal)</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Used for imaging (3)</td></tr><tr><td>Axioskop A2</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Used for imaging (3)</td></tr><tr><td>CitriSolv&amp;nbsp;</td><td>FisherScientific</td><td></td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>ABC</td><td>Vector Laboratories</td><td>PK-6100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>DAB Peroxidase kit</td><td>Vector Laboratories</td><td>SK-4100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Biotinylated horse &amp;alpha;-rabbit IgG</td><td>Vector Laboratories</td><td>BA-1100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Biotinylated horse &amp;alpha;-mouse IgG</td><td>Vector Laboratories</td><td>BA-2001</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>30% Hydrogen Peroxide</td><td>FisherScientific</td><td>H325-500</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Wheaton slide racks and staining dishes</td><td>TedPella</td><td>21043</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Masterflex perfusion pump and tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td></td><td>Used for perfusion (1.1.1 and 1.1.2)</td></tr><tr><td>Andwin scientific tissue-tek CRYO-OCT compound (case of 12)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-373-65</td><td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td></tr><tr><td>Thermometer (-50 to 50 C)&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-059-228</td><td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td>CM3500S</td><td>Used for tissue sectioning (1.2.2)</td></tr><tr><td>Staining Dish, Plastic with 2 Lids</td><td>Grale Scientific</td><td>353</td><td>For antigen retrival</td></tr><tr><td>20 Place Staining Rack, Slides Horizontal</td><td>Grale Scientific</td><td>354</td><td>For antigen retrival</td></tr><tr><td>Microwave</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>For antigen retrival</td></tr></tbody></table>

primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons

İmmünohistokimya yerinde antijenlerin varlığı, konumu ve göreceli bolluk tespiti için yaygın olarak kullanılan bir tekniktir. Bu giriş seviyesi protokol mikroglia ve bir örnek olarak nöronal elemanlar için işaretlerini kullanarak, reaktifler, ekipman, ve kemirgen beyin dokusunun immünohistokimyasal boyama tamamlamak için gerekli teknikler anlatılmaktadır. Özellikle, bu kağıt sırasıyla Iba1 ve Pan-nöronal için immünohistokimya yoluyla mikroglia ve nöronların floresan görselleştirme için bir adım-adım protokoldür. Floresans çift etiketleme doğru hücre tipleri, reseptörler, ligand arasındaki etkileşimi gözlemlemek için bir fırsat sağlamaktadır, aynı numune içinde birden fazla protein lokalizasyonu için özellikle yararlı olduğu ve / veya bir başka yanı sıra protein ko- göre hücre dışı matris Tek bir hücrenin içinde yerelleştirme. Diğer görselleştirme teknikleri aksine, floresan immünohistokimyası boyama yoğunluğu azalabilirUygun önlemler alınmazsa, lekelenmeye önümüzdeki aylarda hafta. Floresan kez daha etkilidir ve iki ya da daha fazlası arasında daha kesin bir ayrım yapmaya imkan tanımaktadır Bu sınırlama rağmen, pek çok uygulamada floresans çift etiketleme, örneğin 3,3&#39;-diaminobenzidin tetrahidroklorid (DAB) veya alkalin fosfataz (AP) gibi alternatifler tercih edilir belirteçler. Tartışma sorun giderme ipuçları ve başarıyı teşvik etmek için tavsiyeler içerir.

Bu boyama protokolü mikrogliya floresan 594 kanal (kırmızı) etiketli olan sıçan beyin dokusu kesitlerinde sonuçları ve 488 kanal etiketli nöronlar (yeşil, Şekil 4). Nükleer leke yapılmış ise, 405 kanalın (mavi) gösterilecektir. Çıkan farklı kanallar içine alınır ve üç kanalın doğrudan bir karşılaştırma için kaplanmış, ya da herhangi bir, iki kanal arasında olabilir. Birçok dijital kazanım yazılım suit, bu işlevselliği içerir. Burada gösterilen Iba1 ve Pan-nöro...

Watch this Scientific Journal Video about Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons at JoVE.com

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

Mikroglia ve nöronlar için örnek Boyama: Cryosectioned Rat Beyin Dokusu Üzerine İmmünohistokimya için Astar

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

primer-for-immunohistochemistry-on-cryosectioned-rat-brain-tissue

Research

JoVE Journal

Neuroscience

31.9K Görüntüleme.  University of Arizona College of Medicine - Phoenix. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example. 

Video: Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

Fare Beyin Dokusu Immunoelectron Mikroskopi için hazırlanması

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

Nörobilim

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Sıçan Santral Sinir Sistemi immunohistokimyasal Analizi ve Çevresel lenf nodu Doku Bölümler

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Immunostaining of Biocytin-filled and Processed Sections for Neurochemical Markers

Electrophysiological recordings of cells using the patch clamp technique have allowed for the identification of different neuronal types based on firing patterns. The inclusion of biocytin/neurobiotin in the recording electrode permits post-hoc recovery of morphological details, which are necessary to determine the dendritic arborization and the regions targeted by the axons of the recorded neurons. However, given the presence of morphologically similar neurons with distinct neurochemical identities and functions, immunohistochemical staining for cell-type-specific proteins is essential to definitively identify neurons. To maintain network connectivity, brain sections for physiological recordings are prepared at a thickness of 300 &#181;m or greater. However, this thickness often hinders immunohistological postprocessing due to issues with antibody penetration, necessitating the resectioning of the tissue. Resectioning of slices is a challenging art, often resulting in the loss of tissue and morphology of the cells from which electrophysiological data was obtained, rendering the data unusable. Since recovery of morphology would limit data loss and guide in the selection of neuronal markers, we have adopted a strategy of recovering cell morphology first, followed by secondary immunostaining. We introduce a practical approach to biocytin filling during physiological recordings and subsequent serial immunostaining for the recovery of morphology, followed by the restaining of sections to determine the neurochemical identity. We report that sections that were filled with biocytin, fixed with paraformaldehyde (PFA), stained, and coverslipped can be removed and restained with a second primary antibody days later. This restaining involves the removal of the coverslip, the washing of sections in a buffer solution, and the incubation of primary and secondary antibodies to reveal the neurochemical identity. The method is advantageous for eliminating data loss due to an inability to recover morphology and for narrowing down the neurochemical markers to be tested based on morphology.

This protocol presents a method for the morphological recovery of neurons patched during electrophysiological recordings using biocytin filling and subsequent immunohistochemical postprocessing. We show that thick biocytin-filled sections that were stained and coverslipped can be restained with a second primary antibody days&#160;or months later.

Nörokimyasal markerleri Biocytin dolu ve İşlenmiş Bölümler immün

Electrophysiological recordings of cells using the patch clamp technique have allowed for the identification of different neuronal types based on firing ...

Immunofluorescence Staining Using IBA1 and TMEM119 for Microglial Density, Morphology and Peripheral Myeloid Cell Infiltration Analysis in Mouse Brain

This is a protocol for the dual visualization of microglia and infiltrating macrophages in mouse brain tissue. TMEM119 (which labels microglia selectively), when combined with IBA1 (which provides an exceptional visualization of their morphology), allows investigation of changes in density, distribution, and morphology. Quantifying these parameters is important in providing insights into the roles exerted by microglia, the resident macrophages of the brain. Under normal physiological conditions, microglia are regularly distributed in a mosaic-like pattern and present a small soma with ramified processes. Nevertheless, as a response to environmental factors (i.e., trauma, infection, disease, or injury), microglial density, distribution, and morphology are altered in various manners, depending on the insult. Additionally, the described double-staining method allows visualization of infiltrating macrophages in the brain based on their expression of IBA1 and without colocalization with TMEM119. This approach thus allows discrimination between microglia and infiltrating macrophages, which is required to provide functional insights into their distinct involvement in brain homeostasis across various contexts of health and disease. This protocol integrates the latest findings in neuroimmunology that pertain to the identification of selective markers. It also serves as a useful tool for both experienced neuroimmunologists and researchers seeking to integrate neuroimmunology into projects.

This protocol describes a step-by-step workflow for immunofluorescent costaining of IBA1 and TMEM119, in addition to analysis of microglial density, distribution, and morphology, as well as peripheral myeloid cell infiltration in mouse brain tissue.

Fare Beyninde Mikroglial Yoğunluk, Morfoloji ve Periferik Miyeloid Hücre Infiltrasyonu Analizi için IBA1 ve TMEM119 Kullanılarak İmmünofloresanS Boyama

This is a protocol for the dual visualization of microglia and infiltrating macrophages in mouse brain tissue. TMEM119 (which labels microglia ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Using Near-infrared Fluorescence and High-resolution Scanning to Measure Protein Expression in the Rodent Brain

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study of neuroscience as cellular function is determined by the composition and activity of cellular proteins. In this article, we describe how immunocytochemistry can be combined with near-infrared high-resolution scanning to provide a semi-quantitative measure of protein expression in distinct brain regions. This technique can be used for single or double protein expression in the same brain region. Measuring proteins in this fashion can be used to obtain a relative change in protein expression with an experimental manipulation, molecular signature of learning and memory, activity in molecular pathways, and neural activity in multiple brain regions. Using the correct proteins and statistical analysis, functional connectivity among brain regions can be determined as well. Given the ease of implementing immunocytochemistry in a laboratory, using immunocytochemistry with near-infrared high-resolution scanning can expand the ability of the neuroscientist to examine neurobiological processes at a systems level.

Here, we present a protocol that uses near-infrared dyes in conjunction with immunohistochemistry and high-resolution scanning to assay proteins in brain regions.

Kemirgen beyninde protein Ifadesini ölçmek için yakın kızılötesi floresan ve yüksek çözünürlüklü tarama kullanma

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study ...

Investigating Drivers of Antireward in Addiction Behavior with Anatomically Specific Single-Cell Gene Expression Methods

Increasing rates of addiction behavior have motivated mental health researchers and clinicians alike to understand antireward and recovery. This shift away from reward and commencement necessitates novel perspectives, paradigms, and hypotheses along with an expansion of the methods applied to investigate addiction. Here, we provide an example: A systems biology approach to investigate antireward that combines laser capture microdissection (LCM) and high-throughput microfluidic reverse transcription quantitative polymerase chain reactions (RT-qPCR). Gene expression network dynamics were measured and a key driver of neurovisceral dysregulation in alcohol and opioid withdrawal, neuroinflammation, was identified. This combination of technologies provides anatomic and phenotypic specificity at single-cell resolution with high-throughput sensitivity and specific gene expression measures yielding both hypothesis-generating datasets and mechanistic possibilities that generate opportunities for novel insights and treatments.

The combination of laser capture microdissection and microfluidic RT-qPCR provides anatomic and biotechnical specificity in measuring the transcriptome in single neurons and glia. Applying creative methods with a system's biology approach to psychiatric disease may lead to breakthroughs in understanding and treatment such as the neuroinflammation antireward hypothesis in addiction.

Bağımlılık Davranışında Antireward Sürücülerinin Anatomik Olarak Spesifik Tek Hücreli Gen İfade Yöntemleri ile İncelenmesi

Increasing rates of addiction behavior have motivated mental health researchers and clinicians alike to understand antireward and recovery. This shift ...

<meta charset="utf8"></head><body>Sıçan MCAO İnme Modellerinde Hücre Ölümünü İncelemek İçin İmmünofloresan Boyama

Evaluating Cell Death Signaling by Immunofluorescence in a Rat Model of Ischemic Stroke

Stroke is a leading cause of death and disability worldwide. Most cases of stroke are ischemic and result from the occlusion of the middle cerebral artery (MCA). Current pharmacological approaches for the treatment of ischemic stroke are limited; therefore, novel therapies providing effective neuroprotection against ischemic injury following stroke are urgently needed. In the brain tissue following ischemic stroke, the area of the ischemic penumbra is salvageable but at risk of progressing to irreversible damage. The penumbral area surrounding the infarcted core is a conceptual target for neuroprotection. Since the blood flow is partially maintained in the penumbral area, neuronal and non-neuronal cells in this area transiently survive after stroke, and these cells that are still viable may be rescued by appropriate medical interventions. Understanding the pathophysiology of the penumbra is important in the development of neuroprotective therapies because the cell death pathways activated in the ischemic penumbra may indicate therapeutic targets, such as RUNX1 and cathepsins. These protein targets functioning as mediators of programmed cell death can be further exploited in translational research. With moderate size and similarity to the human brain, the in vivo rat model of MCA occlusion (MCAO) mimics the human ischemic stroke and offers an applicable tool to investigate the penumbral pathology, examine the cell death signaling, and evaluate the effects of potential targets in the context of MCAO. Here, we describe how to induce MCAO in rats and how to perform immunofluorescence staining for the detection of cell death signaling in the rat brain following MCAO.

<meta charset="utf8"></head><body>İskemik İnmenin Sıçan Modelinde İmmünofloresan ile Hücre Ölümü Sinyalinin Değerlendirilmesi

Rat in vivo models are indispensable tools to investigate the pathological mechanisms and therapeutic targets for ischemic stroke. This work will describe performing immunofluorescence staining in infarcted brain slices following middle cerebral artery occlusion (MCAO) in rats.

İskemik İnmenin Sıçan Modelinde İmmünofloresan ile Hücre Ölümü Sinyalinin Değerlendirilmesi

Stroke is a leading cause of death and disability worldwide. Most cases of stroke are ischemic and result from the occlusion of the middle cerebral artery ...

Immunohistochemical Staining of Rat Coronal Tissue Cryosections for Microglia and Neurons

<a href='https://app.jove.com/v/52293/primer-for-immunohistochemistry-on-cryosectioned-rat-brain-tissue'>Source: Evilsizor, M. N., et. al., Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons. J. Vis. Exp. (2015)</a>This video demonstrates a step-by-step immunohistochemistry staining procedure on cryosectioned rat brain tissue to visualize the spatial arrangement of microglia and neurons.

Source: Evilsizor, M. N., et. al., Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons. J. Vis. ...

Mikroglia ve nöronlar için örnek Boyama: Cryosectioned Rat Beyin Dokusu Üzerine İmmünohistokimya için Astar

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Fare Beyin Dokusu Immunoelectron Mikroskopi için hazırlanması

Sıçan Santral Sinir Sistemi immunohistokimyasal Analizi ve Çevresel lenf nodu Doku Bölümler

Nörokimyasal markerleri Biocytin dolu ve İşlenmiş Bölümler immün

Fare Beyninde Mikroglial Yoğunluk, Morfoloji ve Periferik Miyeloid Hücre Infiltrasyonu Analizi için IBA1 ve TMEM119 Kullanılarak İmmünofloresanS Boyama

Kemirgen beyninde protein Ifadesini ölçmek için yakın kızılötesi floresan ve yüksek çözünürlüklü tarama kullanma

Bağımlılık Davranışında Antireward Sürücülerinin Anatomik Olarak Spesifik Tek Hücreli Gen İfade Yöntemleri ile İncelenmesi

İskemik İnmenin Sıçan Modelinde İmmünofloresan ile Hücre Ölümü Sinyalinin Değerlendirilmesi

İskemik İnmenin Sıçan Modelinde İmmünofloresan ile Hücre Ölümü Sinyalinin Değerlendirilmesi

İskemik İnmenin Sıçan Modelinde İmmünofloresan ile Hücre Ölümü Sinyalinin Değerlendirilmesi

Immunohistochemical Staining of Rat Coronal Tissue Cryosections for Microglia and Neurons