We would like to thank all members of &#8216;Function of Neuronal Microcircuits&#8217; Group at Institute of Neuroscience and Medicine, INM-2, Research Centre J&#252;lich and the &#8216;Function of Cortical Microcircuits&#8217; Group in the Dept. of Psychiatry, Psychotherapy and Psychosomatics, Medical School, JARA, RWTH Aachen University for fruitful discussions. This work was supported by the DFG research group on Barrel Cortex Function (BaCoFun).

Tüm deneysel prosedürler Hayvanları Koruma, Alman Hayvan Refahı Yasası AB Direktifi (Tierschutzgesetz) ve Avrupa Laboratuar Hayvan Bilimi Derneği Federasyonu Kurallarına uygun olarak yapılmıştır. Elektrofizyoloji 1. Set-up Eşleştirilmiş kayıt başlamadan önce, bir elektrofizyoloji set-up inşa edilmelidir. Böyle bir set-up aşağıda verilmiştir monte nasıl kısa bir anahat: <ol><li> Mikroskop, manipülatörler ve diğer tüm ekipmanlar alınacaktır hangi bir anti-titreşim tablo takın. NOT: Titreşim veya hareketin başka türlü bu (kayıt elektrot yerine arama elektrot) pipetler bir değişiklik gerektirdiğinden sinaptik bağlantıları kayıt yaparken mümkün olduğunca küçük olması gerekir. </li><li> Elektriksel gürültü azaltmak için titreşim önleyici masa etrafında bir Faraday kafesi yerleştirin. Faraday ca içindeki tüm donanımları bağlayınelektrik zemine ge. </li><li> Üreticinin yönergelerine göre anti-vibrasyon masaya bir motorlu xy tablosuna dayalı bir motorlu odak ekseni ile bir mikroskop takın. Bu güvenilir o neokortekste translaminar bağlantıları olduğu gibi aynı görüş alanında olmayan nöronlar için mikroskop hareket etmesine olanak sağlar. </li><li> Mikroskop kamera bağlantı noktasına bir video kamera takın ve dilim hazırlanması ve elektrotların hareketini gözlemlemek ve / veya dijital ekranları analog bağlayın. Sinaptik birleştiğinde nöronal hücre çiftinin, sırasıyla, bir düşük ve bir bakış elde etmek için yüksek-güç büyütme ve yakın çekim görüntü arasında geçiş olabilir, bir kamera kullanın. Bu aynı zamanda yama elektrot hareketini kontrol etmeye yardımcı olur. </li><li> Banyo odası için bir girinti içeren bir örnek tablo kurun beyin dilim hazırlanması için (bir Perspex bloğundan in-house delinmiş). Bu örnek tablo bağlı olmamalıdırmikroskop, yani hava masaya tespit edilmelidir ve mikroskop altında manevra kabiliyeti olmalıdır. </li><li> Montaj iki (veya gerekirse daha fazla) her üç boyutta hareket ettirilebilir yüksek hassasiyetli mikromanipülatörler. Manipülatörler yama-kelepçe pre-amplifikatör takın ve ana amplifikatör bağlayın. NOT: Gerekli ek manipülatörler, örneğin için ikiden fazla ön amplifikatörler, hücre dışı uyarım elektrotları, ilaç-taşıyıcı sistemleri, vb monte edilebilir ise </li><li> Numune tablosunda banyo odasına yerleştirin. Bir çözüm girişi yükleyin ve çıkış ve perfüzyon sistemine bağlayın. </li><li> / Dakika uygun dilim canlılığı için 6 ml - 4 arasında sabit bir akış hızında (Tablo 1 ACSF) yapay beyin-omurilik sıvısı ile kayıt odasının perfüzyon muhafaza edilmesi için bir peristaltik pompa kullanılır. NOT: ASCF türbülans ve dilim dolayısıyla hareketi neden olur ölçüde bu akış hızını aşmayın. </li&gt; <li> Örnek masaya sıcaklık probu ve Ag / AgCl elektrot zemin için sahipleri yükleyin. Bu bölme içinde banyo örnek prob ve elektrodu izin vermek için gereklidir. </li><li> Dilim hazırlık nöronların iyi bir görünürlük için mikroskop kızılötesi aydınlatma kullanın. Bu nedenle ışık dağılmasını ve görüntü bulanıklığı azaltır. Mikroskop &#39;3D&#39; gibi görselleştirme ulaşmak için diferansiyel girişim kontrast optik ile donatılmış olduğundan emin olun. Bu nöronlar yama yardım ve dilim (60 mm veya daha derin) derin nöronları hedef sağlayacaktır. </li><li> Deneme sırasında, altta bir cam lamel ile deneysel odasında beyin dilimleri tutmak. Yüzen dilim önlemek için dilimin üstüne bir &#39;platin arp&#39; koyun. Bir platin harp yapıştırılmış diş ipi ip ile U-şeklinde düzleştirilmiş platin telden yapılır. </li><li> Opt sağlamak için 35 ° C - 32 arasındaki bir sıcaklıkta dilim perfüze ACSF tutunoksijenlenme ve pH proksimal kontrolü. Bu banyo odasına ACSF girişi yakın yüklü Peltier cihazı ile çözüm ısıtarak yapılabilir. NOT: ultra ince kapak yüksek sayısal açıklık ve kısa çalışma mesafesi bile mikroskop kondansatörler numune üzerinde odaklanmış böylece kayıyor. Bu dilim optimal aydınlatma gereklidir. Bir görüntü ve beyin dilim hazırlık eşleştirilmiş kayıtları için optimize bir elektrofizyoloji set-up açıklaması için Ref. 34 Şekil 4&#39;e bakınız. </li></ol> 2. Beyin Dilim Hazırlık <ol><li> Hafif beyin dokusu izofluran (nihai konsantrasyon &lt;% 0.1) ile alınmalıdır hangi hayvan uyutmak. Not: diğer anestetikler de kullanılabilir. Anestezi kullanımı, ilgili hayvan komitenin önerileri ve kurallara uymalıdır. Her zaman hayvan ekledikten sonra tahriş ya da stres altında olmadığından eminanestezik. </li><li> , Hayvan decapitate kafatası açın ve Refs açıklanan prosedür. 34,35 kullanarak mümkün olduğunca çabuk beyin kaldırmak. </li><li> % 95 O2 ve% 5 CO2 ile karbojen gazı karışımı ile gazlı soğutulmuş (4 ° C), yapay beyin-omurilik sıvısı içine beyin aktarın. </li><li> Incelenmesi gereken bir beyin bölgesini izole edin. NOT: parametreler optimum koruma ve dendrit öncesi ve postsinaptik nöronların akson minimal kesme elde etmek için soruşturma altında her nöronal bağlantı ve gelişim aşaması için önceden tespit edilmelidir. Optimal disseke beyin dilim, presinaptik nöron akson dilim yüzeyine paralel olması gerekli değildir. Aksine, onlar sığ bir açı ile dilimler halinde işaret etmelidir. postsinaptik piramidal nöronların apikal dendrit için geçerlidir; Bu ışık mikroskobu altında kontrol edilmelidir. Bu yerel olmayan ya da t için özellikle önemlidirranslaminar sinaptik bağlantıları, yani. öncesi ve postsinaptik somata fazla 200 mikron ayrı ve dendritik ve aksonal kesikler olasılığı yerel bağlantıları için önemli ölçüde daha yüksek olması muhtemeldir nerede. </li><li> Mikrotom odasına beyin aktarın. Ampirik bulgulara dayanarak, farklı hücre dışı dilimleme çözümleri hayvanın yaşına bağlı olarak kullanılmaktadır (; yararlı bilgiler de &#39;altında bulunabilir Tablolar 2 ve 3 bkz <a href="http://www.brainslicemethods.com/" target="_blank">http://www.brainslicemethods.com/</a> &#39;). </li><li> Hedef bölge görünür kadar beyin Trim. </li><li> Hayvan olgun olup olmadığını (3 hafta&gt;) 400 mikron kalınlığında beyin dilimleri - İyi bir hücre görünürlüğü ile dilimler elde etmek için, 300 kesti. Büyük ölçüde zarar hücre visib olmadan 800 mikron - Hayvan (1 2 st nd fareler ve sıçanlar için doğum sonrası hafta) dilimleri olgunlaşmamış ise ~ 600 kalınlığa kadar kesilebilirility. NOT: Bu &#39;olgunlaşmamış&#39; dilim istikrarı geliştirmek ve uzun menzilli dendritik ve aksonal teminatların olası kesikler sayısını azaltacaktır. </li><li> % 95 O2 ve% 5 CO2 karışımı ile gazlı dilimleme çözeltisi ile doldurulmuş bir inkübasyon odasına mikrotom bölmeden dilimleri aktarın. Deney türüne bağlı olarak, oda sıcaklığında ya da ~ 30 ° C de ya da en azından 30 dakika ila 1 saat boyunca inkübasyon odası içinde dilimleri tutun. </li></ol> 3. Eşleştirilmiş Patch-Kelepçe Kayıt ve Biocytin Dolum Sinaptik bağlantı türüne bağlı olarak üç farklı yaklaşım sinaptik birleştiğinde nöronlar bulmak için kullanılır. (En uyarıcı bağlantıları için beklendiği gibi) bağlantı olasılığı düşüktür, aşağıdaki gibi devam edin: <ol><li> Düşük bağlantı ile Nöronal bağlantıları <ol><li> Listelenen bileşimin bir iç çözeltisi ile yama pipet doldurunTablo 4 &#39;de bütün hücre konfigürasyonunda yer alan kayıtlar için 3 arasındaki konsantrasyonlarda biocytin ekleyin -. öncesi ve postsinaptik nöronların iyi boyama sonuçları elde etmek için, iç (pipet) çözeltisine 5 mg / ml. (Nöron boyutuna bağlı olarak), 30 dakika - en az 15 için hücre içine yaygın biocytin olsun. NOT: Aşağıda belirtilen &#39;arama&#39; pipetler kullanılan çözüm biocytin katmayın. </li><li> Tam hücreli modunda varsayılan bir postsinaptik nöron yama. Uzun ve ince saplı yama pipetler kullanın. Bu hedef kapsamında pipet manevra kolaylaştırır ve elektrot dilim tanıtıldı oluşabilecek hareket eserler azaltır. </li><li> 10 MΩ direnci ve küçük bir ipucu çapı - Sonra, 8 bir &#39;arama&#39; yama pipet kullanarak bir hücre-bağlı yapılandırmada bir potansiyel presinaptik nöron yama. Bu pipetler ile &#39;gevşek&#39; hücre-bağlı yama kurmak. Fill K + presinaptik bir hücre için arama süresince nöronlar depolarize vermemek için, Na + (Tablo 5) ile ikame edildiği bir iç çözelti ile &#39;arama&#39; pipet. NOT: &#39;gevşek&#39; mühür direnci GΩ aralığında değil ama genellikle etrafında 30-300 MΩ. </li><li> Mevcut kelepçe modunda yaklaşık -30 mV -60 ila &#39;gevşek&#39; mühür altında membran potansiyelini tutun. Potansiyel presinaptik hücrede bir aksiyon potansiyeli ortaya çıkarmak için - (2 nA 0.2) Sonra, büyük akım darbelerini geçerlidir. Gerilim tepkisi üzerine küçük bir tane sayısı olarak bu eylem potansiyeli dikkate alınmalıdır. </li><li> Bir postsinaptik yanıt halsiz önlemek için 0.1 Hz stimülasyon frekansı ayarlayın. Beyin dokusu çok olgunlaşmamış ya da sinaptik bağlantı çok güvenilir olmaması halinde alt stimülasyon frekansları kullanın. </li><li> Durumda &#39;postsinaptik&#39; nöron test &#39;presinaptik&#39; neu uyarılmasına yanıt vermiyorron, &#39;gevşek&#39; mühür modunda yeni bir nöron yama. 30 MΩ kurulan&gt; bir direnç ile mühür sürece &#39;arama&#39; yama elektrot yerine etmeyin. Bu şekilde 30 potansiyel presinaptik nöronlara kadar test edin. NOT: gevşek yama kelepçe ile arama işlemi sırasında nöron zarar vermemek için, sadece hafifçe emiş tüm hücre yama pipet uygulanan karşılaştırıldığında arama pipet uygulanmalıdır. </li><li> Bir gecikme ile bir EPSP / iPSP içinde &#39;gevşek&#39; mühür modu sonuçlarında stimülasyon &lt;postsinaptik nöron 5 msn presinaptik nörondan &#39;arama&#39; pipet çıkarın. </li><li> Biocytin içeren, düzenli iç solüsyonu ile dolu bir yama elektrot ile &#39;arama&#39; yama pipet değiştirin. Bu kayıt yama pipet olun 4 bir dirence sahiptir - 8 MΩ; elektrot direnci olabilir alt soma boyutunu daha büyük. </li><li> Presinaptik PatchBütün hücre, akım-kelepçe modunda nöron ve kayıt. Presinaptik nöronlar mevcut enjeksiyon yoluyla aksiyon potansiyelleri ortaya çıkarmak ve postsinaptik yanıt kaydedin. Daha sonra off-line analiz için bir bilgisayarda veri depolamak. </li></ol></li><li> Yüksek bağlantısı ile Nöronal bağlantıları NOT: Bir yüksek bağlantı oranı (&gt;% 30) ile nöronal microcircuits için sinaptik bağlantıları bulmak için farklı bir prosedür kullanın. Bu prosedür aşağıda özetlenmiştir ve sık sık uyarıcı bağlantıları 36 daha ortalama bir yüksek bağlantı oranı var inhibitör sinaptik bağlantı için kullanılır. Bağlantı oranı bu değerin altına düştüğünde bu kullanılmamalıdır. <ol><li> Tam hücreli modunda doğrudan bir presinaptik nöron yama. Sonra, bir potansiyel postsinaptik nöron yama aynı zamanda tüm hücre modunda. Her iki hücreler mevcut kelepçe kontrol altında olmalıdır. Presinaptik hücrede bir aksiyon potansiyeli Elicit. Bir postsy için prospektif postsinaptik nöron Monitörnaptic potansiyeli. </li><li> Durumunda nöron, presinaptik uyarısına yanıt gösteriyor düzenli iç çözeltisi ile dolu bir yama elektrodu kullanarak bütün hücre modunda yeni bir nöron yama değil. Bir bağlantı bulunursa, yama pipet değiştirmek ancak kayıt ile devam etmeyin. Sonra, adım 3.1.9 gibi devam edin. </li></ol></li><li> Gap-junction aracılığıyla Nöronal bağlantıları NOT: Elektrik (boşluk-kavşak) bağlantıları aramak için düşük olasılık bağlantıları için kullanılan bir değiştirilmiş versiyonu aşağıdaki yordamı kullanın. <ol><li> Bütün hücre yama kenetleme konfigürasyonunda bulunan bir sinaptik sonrası nöronu yama. </li><li> 10 MΩ direnç - 7 bir &#39;arama&#39; yama pipet kullanarak - Daha sonra, gevşek-mühür yapılandırmasında varsayılan bir presinaptik nöron (300 MΩ 30 düşük mühür direncini) yama. Bu pipet gevşek mühür uyarılması için modifiye yüksek Na + iç çözümü ile dolu olmalıdır. </li><li> Inject 100-300 msn &#39;gevşek&#39; mühür üzerinden uzun hiperpolarizan akım darbeleri; pipet komut potansiyeli yaklaşık -60 mV -70 ayarlanmış olmalıdır. &#39;Postsinaptik&#39; nöron küçük hiperpolarizan yanıt bu uyarım sonuçları ise bir boşluk kavşak bağlantısı gözlemleyin. </li><li> Bütün hücre modunda &#39;presinaptik&#39; nöron Repatch ve yukarıda tarif edildiği gibi devam edin. NOT: akson ve dendritik süreçlerin iyi bir boyama sağlamak aşağıda verilen protokolünü kullanmak için. Bu protokol, aşağıda kısaca tarif edilmektedir, bununla birlikte, laboratuvarda kullanılan histokimyasal işleme ayrıntılı protokol Ref verilmiştir. 37. </li></ol></li></ol> 4. Histokimyasal İşleme <ol><li> 0.1 M fosfat tampon içinde çözülmüş% 4 paraformaldehid içeren ufak bir şişede sinaptik bağlanmış nöronların çifti ile beyin dilim aktarın ve 24 saat süre ile dilim sabitleştirmek. Elektron mikroskobu için,% 2.5 Glutaraldehit kullanılarak dilim sabitleşmekaldehit ve% 1 paraformaldehit. </li><li> Bir sonraki gün, herhangi bir fiksatif ihtiva eden normal fosfat tampon maddesi içine dilim aktarın. 10 8 kat - - 6 fosfat tamponu ile dilimleri yıkayın 15 dakika her aşırı Fiksatif kaldırmak için. </li><li> Endojen peroksidaz reaksiyonu en aza indirmek için% 3 H 0.1 M fosfat tamponu içinde 2 O 2 çözeltisi, 20 dakika boyunca inkübe dilimleri. Güçlü kabarcık oluşumunu gözlemlemek. Başka bir kabarcıkları üretilir kadar reaksiyon devam edin. Kalan H 2 O 2 kaldırmak için (10 dakika her biri için) 8 kat - Sonra, 6 0.1 M fosfat tamponu dilimleri durulayın. </li><li> Immünositokimyasal ve kromojenik reaksiyon Biocytin doldurulmuş nöronların Görselleştirme diaminobenzidin ile katalize edilen bir streptavidin-biyotinlenmiş yaban turpu peroksidaz reaksiyona dayanır; Bu bir yüksek uzaysal çözünürlüğü ile net bir leke üretir karanlık bir çökelti oluşturur. Aşağıdaki prosedürler, kromojenik reaksiyon için kullanılır: &lt;ol&gt; <li> Imalatçının protokolüne göre ABC çözeltisi hazırlayın. (, Sadece ışık mikroskopi için Tablo 6) ve karanlıkta 30 dakika boyunca solüsyon tutmak 150 ul% 10 Triton X100 ile takviye 14.55 ml fosfat tampon maddesi ekleyin. Bu çözüm O&#39;da / N kullanımdan önce dilimleri inkübe. </li><li> Oda sıcaklığında 1 saat süre ile bir çalkalama düzenine ve karanlıkta ABC çözeltisi dilimleri inkübe edin. Daha sonra, bir buzdolabında 4 ° C&#39;de dilimleri O / N tutun. Ertesi sabah, bir saat daha oda sıcaklığında dilim inkübe edin. </li><li> Bundan sonra, fosfat tampon maddesi içinde 10 dakika için her dilimleri en az dört kez yıkayın. Daha sonra, bir nikel-yoğun 3-3&#39;-diaminobenzidin çözeltisi (Tablo 7), 2 ml karanlıkta 30 dakika süreyle bir çalkalayıcı içinde inkübe edilir. Diaminobenzidini taşıma ve sadece davlumbaz altında kullanırken çok dikkatli olun; bile çok düşük konsantrasyonlarda son derece kanserojen. </li><li> 6.5 ul% 3 H 2 O 2 Ekle diaminobenzidinin içerenÇözelti. Kahverengi-siyah lekeli nöronlar açıkça görülebilir kadar ışık mikroskobu altında kromojenik reaksiyonu izleyin. Daha sonra, fosfat tampon maddesi içinde bir kaç kez yıkanmasıyla dilimleri hemen reaksiyonu durdurun. </li><li> Yapıştırıcı, silan kaplı Histobond veya jelatinize standart nesne slaytlar üzerinde lekeli nöronlar Mount dilimleri. </li><li> En az% 80 nem O / N oranı ile bir nemli oda içinde slaytlar tutun. Ertesi gün, dilimler hava ile kurutulur, bir 10 dakika daha sürdü. Bunları kurutmak amacıyla, - (% 100 20), etanol içinde artan konsantrasyonlarda çözelti içinde transfer slaytlar gömme önce. NOT: dehidrasyon işlemi aksi dendritik ve aksonal süreçlerde çarpıtmalar 37 meydana gelme olasılığı yavaş olmalıdır. Alternatif bir gömme işlemi seçilirse, örneğin gliserol bazlı Moviol olan, bir dehidrasyon gerekli değildir; Ancak bu nedenle homojen olmayan bir dilim sıkıştırma ve çarpıtılmış nöronal morfolojik sonuçlanması muhtemeldirgy. </li><li> Son olarak, ksilolde 10 dakika inkübe ışık mikroskobu için bir hidrofobik gömme orta dilim embed ve üstünde ultra-ince lamelleri yerleştirin. Slaytlar, oda sıcaklığında 20 dakika boyunca kurumasına izin verin. </li></ol></li></ol> 5. Nöronal İmar ve Synaptic İletişim Yerelleştirme <ol><li> 60X / 100X immersiyon yağı objektif ve optimal uzamsal çözünürlük için yüksek sayısal diyafram ile Yoğuşturuculu bir ışık mikroskobu altında biocytin-etiketli nöronlar ile slaytlar inceleyin. Bu akson BOUTONS olun ve dendritik dikenler açıkça görülebilir. </li><li> Sistemi izleme ticari bir nöron kullanılarak nöronlar veya sinaptik birleştiğinde nöron çiftleri Trace 3D nöronal rekonstrüksiyon elde etmek için (Belirli Malzemeleri / Ekipman Tablo). Hatta küçük aksonal veya dendritik teminat tespit etmek için sürekli görsel denetim altında elle izleme yürütmek. Sinaptik birleştiğinde nöronlardan eşleştirilmiş kayıtları için manuel izleme hala yöntemseçim, örneğin, öncesi veya postsinaptik nöronun ya bir aksonal profilin atıf önemli imar deneyim gerektirir çünkü. </li><li> Gerekirse, aksonal boutons ve / veya dendritik dikenler sayılarını yapmak. Dikenler ya da omurga alt tipleri ve aksonal boutons örneğin, kortikal katmana veya alana göre belirli bir dağılım ve yoğunluk gösterebilir, çünkü bu nöronal hücre tiplerini karakterize yardımcı olabilir. </li><li> Sinaptik birleştiğinde nöron çiftleri için, mümkün olan en yüksek büyütmede yakın apozsiyonları için presinaptik akson ve dendrit postsinaptik kontrol edin. Bir akson bouton gözlemleyin ve bir postsinaptik dendritik omurga ya da şaft farazi bir sinaptik temas olarak kabul edilebilir aynı odak düzlemi olduğunu. Yeniden bu kişiyi işaretleyin. </li><li> Izleme programının uygun bölümünde üç mekansal boyutta küçülme için nöronal rekonstrüksiyon düzeltin. NOT: fiksasyon sırasında, histokimyasal işlemeve dehidratasyon önemli mekanik deformasyon ve daralma meydana; Bu akson ve dendritik uzunluğu ölçümleri etkileyebilir ve ciddi mekansal düzenleme deforme olacaktır. Gömme ortamı için Küçülme düzeltme faktörleri z-doğrultusunda 37 ~ x ve y yönlerinde için 1.1 ve 2.1 ~ vardır. </li><li> Kantitatif morfolojik analiz için (Belirli Malzemeleri / Ekipman Tabloya bakınız) nörofizyolojiye için bir veri analizi programı kullanın. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest.

Sinaptik birleştiğinde eksitatör ve / veya inhibitör nöronlar Eşli kayıtlar nöronal microcircuits çalışma için çok yönlü bir yaklaşım vardır. Sadece bu yaklaşım bir nöron tipleri arasındaki sinaptik bağlantı tahmin izin değil, aynı zamanda bağlantı öncesi ve postsinaptik nöronların morfolojisi fonksiyonel özelliklerinin belirlenmesi veriyor etmez. Ayrıca, agonist ve / veya antagonist kolayca slice preparatlarda nöronlara uygulanabilir. Bu bir örnek için, sinaptik iletim 32 ...

İki sinaptik birleştiğinde nöronlar arasındaki Nöronal yongalar beyinde büyük ölçekli ağların yapı taşlarıdır ve sinaptik bilgi işleme temel birimleridir. Bu tür nöronal microcircuits karakterizasyonu için bir önkoşul morfolojisi öncesi ve postsinaptik nöronların ortağı hem de fonksiyonel özelliklerini, sinaptik bağlantı (lar) ve yapısı ve fonksiyonel bir mekanizma türü bilmektir. Bununla birlikte, sinaptik bağlantıların pek çok araştırmada, bir mikrodevre nöronların en az bir iyi anlaşılamamıştır. Bu genellikle sinaptik bağlantı çalışmalarda kullanılan nispeten belirsiz stimülasyon protokolleri kaynaklanır. Bu nedenle, presinaptik nöronların yapısal ve fonksiyonel özellikleri ya hiç ya da sadece oldukça küçük bir ölçüde tespit edilmemiş (yani, işaretleyici proteinlerin sentezlenmesi, vb). Belirteçler s tarafından hücre içi boyama ile birlikte eşleştirilmiş kayıtlarıbiocytin, neurobiotin ya da floresan boyalar gibi bakanın küçük nöronal mikro devreler çalışmak için daha uygundur. Bu teknik, tek, aynı zamanda, bir morfolojik olarak belirlendi sinaptik bağlantı pek çok yapısal ve işlevsel parametreleri incelemek sağlar. İki nöron arasındaki sözde &#39;üniter&#39; monosinaptik bağlantıları akut dilim hazırlıklarını kullanarak hem kortikal ve subkortikal beyin bölgelerinde 1-10 araştırılmıştır. Başlangıçta, sert Mikroelektronlar, bu deneylerde kullanıldı; Daha sonra, yama kelepçe kayıt daha düşük bir gürültü seviyesi ve geliştirilmiş zamansal çözünürlüğe sahip sinaptik sinyallerin kayıtları elde etmek için kullanılmıştır. Bir önemli teknik ilerleme kızılötesi diferansiyel girişim kontrast (IR-DIC) optik 11-14, önemli ölçüde mümkün t oldu böylece beyin dilim nöronlar görünürlüğünü ve kimlik geliştirilmiş bir mikroskobik tekniği kullanılması olduo görsel tespit sinaptik bağlantıları 15-17 kayıtları edinin. Genel olarak, eşleştirilmiş kayıtlar akut dilim hazırlıkları yapılır; Sadece çok az yayın vivo 18-20 sinaptik bağlı nöronların temin raporlama kayıtları vardır. eşleştirilmiş kayıtların en önemli avantajı fonksiyonel karakterizasyonu ışık ve elektron mikroskobik düzeyde hem de bir morfolojik analizi ile kombine edilebilir olmasıdır (örneğin bkz., 7,16,21). Histokimyasal işleme sonra, sinaptik bağlı nöron çiftinin dendritik ve aksonal morfoloji izlenir. Daha sonra, bu parametreler daha sonra, belirli bir sinirsel bağlantının objektif sınıflandırılması için bir temel teşkil edebilir vs. uzunluk, uzamsal yoğunluğu, yönlendirme, dallanma modellerinin gibi morfolojik özelliklerini ölçmek mümkündür. Ayrıca, nöronal bağlant çalışmak için kullanılan en başka tekniklerle aksinevite, eşleştirilmiş kayıtları da üniter sinaptik bağlantıları için sinaptik temasların tanımlanmasına izin. Bu ışık ve elektron mikroskobu 16,21-27 bir arada kullanarak veya dendritik dikenler kalsiyum görüntüleme 28,29 ile doğrudan yapılabilir. Ancak, ikinci yaklaşım ile sadece uyarıcı değil inhibitör bağlantıları ele alınabilir o postsinaptik reseptör kanalları üzerinden kalsiyum girişini gerektirir. Tanımlanmış bir nöronal mikrodevreli eşleştirilmiş kayıtları sinaptik iletim ayrıntılı bir analiz ek olarak sinaptik plastisite kuralları 30,31 çalışma izin veya örneğin - asetilkolin 32 ve adenozin gibi nörotransmitterlerin sinaptik iletim modülasyonu - agonist / antagonist uygulaması ile birlikte 33.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="792">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Name</td>
			<td style="width:199px;">Company</td>
			<td style="width:199px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:199px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Amplifier</td>
			<td style="width:199px;">HEKA</td>
			<td style="width:199px;">EPC 10 USB Triple</td>
			<td style="width:199px;">with 2-3 preamplifiers</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:199px;">Microscope</td>
			<td style="width:199px;">Olympus</td>
			<td style="width:199px;">BX51WI</td>
			<td style="width:199px;">with 2 camera ports and a 4&#215; objective, a 40&#215; water-immersion objective</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Camera</td>
			<td style="width:199px;">TILL Photonics</td>
			<td style="width:199px;">VX55</td>
			<td style="width:199px;">infrared CCD camera</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:199px;">Workstation</td>
			<td style="width:199px;">Luigs &#38; Neumann</td>
			<td style="width:199px;">Infrapatch 240</td>
			<td style="width:199px;">with a motorized x-y stage and a motorized focus axis for the microscope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:199px;">Luigs &#38; Neumann</td>
			<td style="width:199px;">SM-5</td>
			<td style="width:199px;">x-y-z manipulators for 2-3 preamplifiers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Faraday cage</td>
			<td style="width:199px;">Luigs &#38; Neumann</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Anti-vibration table</td>
			<td style="width:199px;">Newport Spectra-Physics</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Patchmaster</td>
			<td style="width:199px;">HEKA</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Microtome</td>
			<td style="width:199px;">Microm International</td>
			<td style="width:199px;">HM650V</td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Micropipette puller</td>
			<td style="width:199px;">HEKA</td>
			<td style="width:199px;">Sutter P-97</td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:199px;">Neurolucida system</td>
			<td style="width:199px;">Microbrightfield</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:199px;">with Neurolucida and Neuroexplorer softwares</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological and morphological characterization of neuronal microcircuits in acute brain slices using paired patch-clamp recordings

eşzamanlı hücre içi biocytin dolgulu akut beyin dilim hazırlıkları iki (veya daha fazla) sinaptik birleştiğinde nöronlar (eşleştirilmiş kayıtları) yama kelepçe kayıtları kombinasyonu yapısal ve fonksiyonel özellikleri bir korelasyon analizini sağlar. Bu yöntem ile, bunların morfolojisi ve elektrofizyolojik yanıt şekli ile öncesi ve postsinaptik nöronların belirlenmesi ve karakterize edilmesi mümkün olur. Eşli kayıtlar bu nöronlar arasındaki bağlantı modellerini yanı sıra hem kimyasal ve elektriksel sinaptik iletim özelliklerini inceleyerek izin verir. Burada, biz nöron morfolojisi optimal iyileşme ile birlikte güvenilir eşleştirilmiş kayıtları elde etmek için gerekli prosedürlerin bir adım-adım tanımını verir. Biz kimyasal sinaps veya boşluk bağlantıları aracılığıyla bağlanan nöronların çiftleri beyin dilim hazırlıkları tespit nasıl anlatacağız. Biz nöronlar Dendrit kendi 3D morfolojisi elde etmek için yeniden nasıl açıklayacağımic ve aksonal etki ve nasıl sinaptik kişileri tespit ve lokalize. Biz de özellikle beyin dilimleri hazırlanması sırasında dendritik ve aksonal kesikler ile ilgili olanlar, bu güçlü bağlantı tahminleri etkileyebilir çünkü, eşleştirilmiş kayıt tekniği uyarılar ve sınırlamalar görüşecek. Ancak, eşleştirilmiş kayıt yaklaşımının çok yönlülük beyindeki nöronal belirlenen microcircuits sinaptik iletim farklı yönlerini karakterize değerli bir araç olmaya devam edecektir.

Eşli kayıtlar morfolojik tespit tek veya çift yönlü sinaptik bağlantıları derinlemesine karakterizasyonu için tercih edilen yöntem olarak gap junction (elektrik) bağlantıları (Şekil 1). Somatosensori namlu korteks tabakası 4 bir eşleştirilmiş kaydın bir örneği, Şekil 1A&#39;da gösterilmiştir. Tek yönlü uyarıcı ve önleyici sinaptik bağlantıların (Şekil 1B, C) ​​karakterize edilebilir. Ayrıca eşleştirilmiş kayıtlar bir çift iki n...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings at JoVE.com

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Akut Beyin Dilimleri nöronal Mikro şemalar Elektrofizyolojik ve Morfolojik Karakterizasyonu Eşleştirilmiş Patch-Kelepçe Kayıtlar Kullanma

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

electrophysiological-morphological-characterization-neuronal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.1K Görüntüleme.  Research Centre Jülich. Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Video: Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Patch Kelepçe bir Karanlık adapte Dilim Hazırlık Fare Retina Nöronlar Kayıtlar

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Nörobilim

Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle. This is a direct consequence of the accessibility to both cell types and ability to visually distinguish the single segmental CaP motor-neuron on the basis of morphology and location. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type. Identification of the CaP motor-neuron type is confirmed by either dye filling or by the biophysical features such as action potential waveform and cell input resistance. Motor-neuron recordings routinely last for one hour permitting long-term recordings from multiple different target muscle cells. Control over the motor-neuron firing pattern enables measurements of the frequency-dependence of synaptic transmission at the neuromuscular junction. Owing to a large quantal size and the low noise provided by whole cell voltage clamp, all of the unitary events can be resolved in muscle. This feature permits study of basic synaptic properties such as release properties, vesicle recycling, as well as synaptic depression and facilitation. The advantages offered by this in vivo preparation eclipse previous neuromuscular model systems studied wherein the motor-neurons are usually stimulated by extracellular electrodes and the muscles are too large for whole cell patch clamp. The zebrafish preparation is amenable to combining electrophysiological analysis with a wide range of approaches including transgenic lines, morpholino knockdown, pharmacological intervention and in vivo imaging. These approaches, coupled with the growing number of neuromuscular disease models provided by mutant lines of zebrafish, open the door for new understanding of human neuromuscular disorders.

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target skeletal muscle. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a segmental CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type.

Motor-nöron Paired Patch Kelepçe Kayıtlar ve Zebra balığı Hedef İskelet Kası

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

Hücreler NRCC Patch-klemp Chips kültür ve Elektrofizyoloji

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

Patch clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated from a variety of species have been described previously1-4 but this video represents the first application of those techniques to hair cells from zebrafish. Here we demonstrate a method to isolate healthy, intact hair cells from all of the inner ear end-organs: saccule, lagena, utricle and semicircular canals. Further, we demonstrate the diversity in hair cell size and morphology and give an example of the kinds of patch clamp recordings that can be obtained. The advantage of the use of this zebrafish model system over others stems from the availability of zebrafish mutants that affect both hearing and balance. In combination with the use of transgenic lines and other techniques that utilize genetic analysis and manipulation, the cell isolation and electrophysiological methods introduced here should facilitate greater insight into the roles hair cells play in mediating these sensory modalities.

The purpose of this video is to demonstrate procedures for obtaining healthy, intact hair cells from the inner ear organs of adult zebrafish and then using them for patch clamp studies aimed at characterizing the biophysical properties of their voltage-gated channels.

İç Kulak Saç Hücreleri Patch Clamp Kayıtlar İzole Zebrafish gelen

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Mauthner cells (M-cells) are large reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key neurons involved in a characteristic behavior known as the C-start or escape response that occurs when the organism perceives a threat. The M-cell has been extensively studied in adult goldfish where it has been shown to receive a wide range of excitatory, inhibitory and neuromodulatory signals1. We have been examining M-cell activity in embryonic zebrafish in order to study aspects of synaptic development in a vertebrate preparation. In the late 1990s Ali and colleagues developed a preparation for patch clamp recording from M-cells in zebrafish embryos, in which the CNS was largely intact2,3,4. The objective at that time was to record synaptic activity from hindbrain neurons, spinal cord neurons and trunk skeletal muscle while maintaining functional synaptic connections within an intact brain-spinal cord preparation. This preparation is still used in our laboratory today. To examine the mechanisms underlying developmental synaptic plasticity, we record excitatory (AMPA and NMDA-mediated)5,6 and inhibitory (GABA and glycine) synaptic currents from developing M-cells. Importantly, this unique preparation allows us to return to the same cell (M-cell) from preparation to preparation to carefully examine synaptic plasticity and neuro-development in an embryonic organism. The benefits provided by this preparation include 1) intact, functional synaptic connections onto the M-cell, 2) relatively inexpensive preparations, 3) a large supply of readily available embryos 4) the ability to return to the same cell type (i.e. M-cell) in every preparation, so that synaptic development at the level of an individual cell can be examined from fish to fish, and 5) imaging of whole preparations due to the transparent nature of the embryos.

We have developed an intact brain-spinal cord preparation to record and monitor electrical activity via patch clamp recording from the Mauthner neurons and other reticulospinal cells in zebrafish embryos. Thus, we are able to record excitatory and inhibitory synaptic currents, voltage-gated channel activity and action potentials from key neurons in a developing embryo.

Embriyonik Zebra balığı Mauthner Hücreler Patch Kelepçe Kayıtlar

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

Bilgisayar destekli Çoklu elektrot Patch-kelepçe Sistemi

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Morphologically- ve nörokimyasal tanımlanan hipokampal internöronlardan gelen tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Organotipik Hipokampal Dilimleri eşleştirilmiş Tüm Hücre Kayıtlar

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Beyin Dilimleri tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...