NOT: Tüm Prosedürler ömrü Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi ve Laboratuvar Hayvanları Bakım ve 10 Kullanımı için Ulusal Araştırma Konseyi Kılavuzu&#39;na göre tüm hayvanlar ve prosedürler ile kabul edildi. Devre İzleme 1. Balon İmalat ve Sol Ventrikül Basıncı <ol><li> Bir karıştırma çubuğu ile bir çanak içinde. Miller ve arkadaşlarına göre 11 LV balon Construct sıcak bir levha üzerinde 9.5 ml damıtılmış su, ışık mısır şurubu ve 14.2 ml sükroz 33.8 g, ve ısı karışımı, şeker eriyene kadar karıştırın . Yaklaşık 150 ºC ulaşana kadar ısıtma çözümü devam edin. NOT: Çok sayıda yöntemler kondom ipuçları ve sarılmak film yapım 9,12 değişiklik de dahil olmak üzere AG balonları oluşturmak için vardır. Ancak sarılmak film balonları bir avantaj uygun FREKAN önceki karakterizasyonu içerir, yukarıdaki yöntem kaçak serbest balonları oluşturmak için nispeten kolay bulmakCY-cevap ilişkileri, 9. </li><li> Uzunluğunda parçalara yaklaşık 5 cm kuru spagetti ipliklerini kırın ve şeker çözeltisi içine yaklaşık 1 cm derin her parçanın bir tarafını batırın ve yavaşça çıkarın. </li><li> Bir polistiren köpük bloğa makarna telin kuru ucunu yerleştirin ve şeker karışımı aşağı damlar ve bir gözyaşı şekli kalıp oluşturur, böylece askıya. Kalıp sertleşir yani bir desikatörde O / N bırakın. </li><li> Ertesi gün, silikon jel içine dağılma kalıpları batırın. 2 saat boyunca veya kuruyana kadar aa 37 ºC fırında geri polistiren köpük bloğu ve yerine makarna ipliklerini yerleştirin. Bir kez daha, böylece silikon, iki kat tatbik edilir yineleyin. </li><li> Kuruduktan sonra, birkaç saat süre ile su içinde bir yer kalıptan balonun çıkarılmasına yardımcı olmak için. % 0.02 sodyum azid çözeltisi saklayın balon. </li><li> Künt ucu oluşturmak için bir iğne kesme ve iğne çentikler yerleştirerek özelleştirilmiş bir balon kanül üretmek için ayarlanmış bir 23 G kan toplama kullanın. </li><li> Trans bir basınca boru bağlayınredüktörüdür ve boru ve kanül tutarken suyla yıkayın tamamen sisteme hava girmesini önlemek için batık. Kanül üzerine suyla dolu olan bir balon yerleştirin ve kanül üzerine kravat 2-0 ipek sütür kullanın. Basıncı muhafaza yeteneği ile test balonu (en az 1 saat boyunca ~ 100 mmHg) </li></ol> İzole edilmiş kalp Perfüzyon Sistemi 2. Hazırlık <ol><li> Başlangıçta, yıkama ve sistem sıcak. Langendorff cihazına bağlı olan bir 37 ºC sıcak su banyosu sirkülatör açın ve distile su ile tampon deposunu doldurun. Aparat akan boru ve sistemi temizlemek için pompa açmak için yeni bir cam elyaf filtre takın. Hazırlık sırasında, bir sıcaklık probu kullanılarak Langendorff bloğu kovulan suyun sıcaklığını izlemek o su banyosu doğru ayarlanmış olduğundan emin olmak için. Ayrıca, bir buzdolabında sirkülasyon pompası açmak ve kalbin Kardiyoplejik tutuklama sırasında kullanılacak 20 ºC ayarlanır. </li><li> BENn Bu arada aşağıdaki çözümleri hazırlamak. 1 kardiyopleji çözeltisinin L (110 mM NaCI, 16 mM KCI, 16 mM MgCI2, 1.5 mM CaCl2, 10 mM NaHCO 3) ve filtre hazırlayın. Ayrıca, KHB (118 mM NaCI, 4.8 mM KCI, 1.2 mM KH 2 PO 4, 1.7 mM MgSO 4, 2 mM Na-piruvat, 6 mM dekstroz, 2 L &#39;nin Hazırlanması 24.9 mM NaHCO 3 (ön-gazlı CO2 ile) , 1.4 mM CaCl2 (son eklenen). Bir kez hunisi sırlı bir 5 mikron camını kullanarak bir balona filtreleyerek çökeltiler kaldırın. Buz üzerinde küçük bir çanak içine bazı cerrahi ve izolasyonu sırasında kullanılmak üzere koyun, çözünmüş. </li><li> Kullanımdan önce en az 30 dakika boyunca% 95 O 05/02% CO2 ile perfüzat (KHB) oksijen. KHB ile perfuse Langendorff sistemi sisteminden kalan suyu çıkarmak ve rezervuar tampon. Fare için, ~ 2.0 ml / dakika için ilk pompa hızını ayarlayın. Perfüzyon kanül yakın 2-0 ve 4-0 ipek sütür yerleştirin. Boru ve aparat zekâ dolana kadar pompayı çalıştırınH Perfüzat ve kabarcık Strup temin perfüzat ile doldurulur. NOT: şiddetle tavsiye edilir perfüzyon ve istikrarlı fonksiyonu uzun süreler için kalbinde pıhtı oluşturan herhangi bir çökeltilerin toplamak için perfüzyon devresinde bir in-line cam elyaf filtre (~ 1 mikron) yüklemek için </li></ol> 3. Fare Cerrahisi 3.1) Fare Anestezi ve Taşıma <ol><li> 80 mg / kg ketamin ve 5 mg / ml ksilazin karışımı anestezi dozu ile şırınga hazırlayın ve 0.2 ml hacmi getirmek için steril% 0.9 tuzlu su ekleyin. Heparin IP (1000 U / ml çözeltisinin 50 ul) enjekte edilir. </li><li> Taşıma kabı (~ 10-20 dk) geri fare yerleştirin ve heparin yürürlüğe gibi bilincini kaybetmek için bekleyin. Periyodik ağrı refleks izlemek için bir ayak tutam yapmak. </li></ol> 3.2) Kalp kaldır <ol><li> Fare tamamen bilinçsiz ve ayak tutam yanıt işaretçilerine veya 25 G kullanılarak uygun bir ameliyat masasına sabitleyin değil kez<html> ekstremitelerde yoluyla şırınga ipuçları. Kalbi ortaya çıkarmak için bir torakotomi gerçekleştirin. Sadece sternum altında küçük bir delik kesin ve diyaframı kaçınarak fare kenarlarına kesim uzatmak. </li><li> Hızla diyaframı kesti ve sonra hızla göğüs kafesinin yanlarını yukarı kesti. Göğüs boşluğu ortaya çıkarmak için bir istiridye kabuk gibi göğüs kafesini geri çevirin. Yavaşça, kalp tutun altına makas yerleştirin ve kalp kaldırmak. NOT: O göğüs boşluğunda maruz kalan ve akciğerler olmayan fonksiyonel bir kez hızlı bir şekilde kalp kaldırmak esastır. </li></ol> 3.3) Kalp temizleyin <ol><li> Çanak içeren buz gibi soğuk KHB içine kalbini yerleştirin ve bağlı akciğer dokusunda herhangi bir büyük parçalarını keserek. Kalbini alıp aorta bulmak için forseps kullanabilir. Yavaşça kalbi sıkmak ve bu aortun açık ucu olması gerektiği gibi, görünen herhangi bir kan arayın. Aortun açık sonuna kadar kalbini tutmaya ince uçlu cımbız kullanın. </li></ol>e &quot;&gt; 4. Balon, Kalp Montaj Perfüzyon başlayan ve Yerleştirme 4.1) Montaj ve Kalp cannulating <ol><li> Langendorff aparat kalp taşımadan önce, perfüzyon basıncı düşük olmasını sağlamak pompası (~ 20 mmHg) açın. Sadece kanül altında aort kalbi tutun. Ince uçlu cımbız başka bir set kullanarak dikkatlice aort açın ve kanül üzerine kalbi yukarı kaydırın. Cımbız seti ile yerde tutun ve daha sonra geçici kanül sabitlemek için yumuşak kenarlı klibi kullanın. NOT: Hızla perfüzyon kanül kalbi montaj iyi bir hazırlık için kritik öneme sahiptir. Tecrübesi ile, kalbi montaj kadar göğüs boşluğu açmasını prosedürler 1 ila 2 dk almalıdır. </li><li> Doğrudan klibi altında kanül 4-0 ipek dikiş güvenli aort kullanarak, kravat ve aşağıdaki gibi perfüzyon başlatmak. Sıkarken aort bağladı almaz böylece kravat, metal aort kanül etrafında da olduğundan emin olundüğüm. Tek kravat sıkıca yerleştirildikten sonra, klibi silmek. </li><li> Aort geliyor olabilecek damar dalları aşağıda kapalı kravat emin kanül güvenli aort tutturmak için ek ipek sütür kullanın. Bunlar genellikle Perfüzat sızıntı veya aort dışarı vurarak lekeli olabilir. NOT: perfüzyon ilk aşamalarında kan kalpten yıkama yapılmalıdır ve tüm kalp yumuşak pembe renk görünmelidir. Yıkayın yok Karanlık renklenme kullanılmamalıdır nedeniyle hava embolisi veya pıhtıları ve kalbe iskemik alanlar büyük olasılıkla gösterir. </li></ol> 4.2) kurulması Perfüzyon ve LVP Ölçümü <ol><li> Yavaş yavaş perfüzyon basıncını arttırır ve perfüzyon basıncı 70 mmHg ulaşıncaya kadar pompa hızını artırmak. NOT: Fare perfüzyon için standart perfüzyon basınçları 70-90 mmHg olabilir, ancak bir deney içinde hayvandan hayvana sabit tutulmalıdır. </li><li> Kalan doku (akciğer temizleyin, tiroid vb) Hala kalbe bağlı olabilir. Sol ventrikül içine bir açıklık oluşturmak amacıyla sol atrial kesmek için makas kullanın. </li><li> Tutucuya balon yerleştirin ve Söndür. Doğrudan sol ventrikül içine açılması üzerine, aort kanül yakın balon kanül yerleştirin. Aort gözyaşı değil bu yüzden yerinde kalbi tutarken dikkatli sol ventrikül içine aşağı balonu yerleştirin. </li><li> Yerinde olduğunu bir kez yavaş yavaş LVEDP ulaşıncaya kadar ~ 8 mmHg balon şişmeye başlar. Bu atık sıcaklığını ölçen böylece kalbimin derinliklerinden karşı sıcaklık probu yerleştirin. </li></ol> 4.3) Bazal ölçüm <ol><li> Bir su ceketli perfüzyon odasında kalbi mühür. Bu süre zarfında sürekli olarak KHB ile kalbi serpmek ve sıcaklık artmaya devam etmesini sağlamak. Sıcaklığını izlemek ve yaklaşık ~ 37 ºC ulaşıncaya kadar buna göre su banyosu ayarlayın. NOT: İzleme temperatSıcaklık kalpten kalbe değişebilir koroner akışları olarak ve daha sonra perfüzyon başlangıç ​​aşamalarında ure önemlidir. Atık Perfüzat sıcaklığı kalbin üst tarafından yerleştirilen bir sıcaklık probu yoluyla istenen miyokardiyal sıcaklığı izlenir. Buna ek olarak, diğer Langendorff perfüzyon protokollerine göre, kalp perfüzyon veya tutuklama sırasında CP veya KHB batık değil, bu esas çabuk sıcaklığını ayarlamak yanı sıra difüzyon olmadan verimli CP teslim sağlamak için yapılır. </li><li> Sürekli perfüzyon basıncı, sol ventrikül basıncı (LVP balona bağlı basınç dönüştürücü), sıcaklık, ve elektrofizyolojik parametreler (EKG, eğer varsa MAP) dahil olmak üzere uygun sensörlere bağlı bir veri toplama sistemi, fonksiyonel ölçüm kaydetmek için başlayın (ek olacak üreticilerine göre ve tek tek sensörler ve veri toplama sistemi) özgüdür. Atık su KHB en az 15 için ~ 37 ºC ulaştığında<html> dk ve kardiyak fonksiyonel parametreler stabil, bazal ölçümleri için zaman unutmayın. NOT: Kaynaştırma / dışlama kriterleri her kalbe uygulanır. Başlangıçta 60 mmHg &lt;A LVDP analizi kaldırılması gerektiğini bir kalp gösterir. Buna ek olarak, başlangıçta perfüzyon basıncını korumak için koroner akım&gt; 4,5 ml / dk veya yetersizlik muhtemel bir sızıntı ya da yırtık aort gösterir. Ayrıca kalp fonksiyonunda (yani, son derece aritmik LVEDP artan) görsel teyit edilebilir net iskemik alanlar (yani, pıhtı) ya da sergi iskemi ile ilişkili azalmalar herhangi bir kalpleri analiz kaldırılır. </li><li> 1 dakika süre ile bir silindire koroner çıkış maddesinin toplanması yoluyla koroner akışı ölçülür. Odasına kapatın ve sıcaklığı sağlamak ve temel değerlere dönmek için çalışır. Alternatif basınç tahliye devresi sonrasında yerleştirilen bir akış probu vasıtasıyla perfüzyon hattına sürekli koroner akışını ölçmek. </li></ol>&quot;&gt; 5. Başlatılıyor kardiyoplejik Tutuklama <ol><li> Başka bir hazne içine soğuk Kardiyoplejisi tamponu 100 ml yerleştirin ve. kardiyopleji haznesine KHB haznesi kanül transfer. </li><li> Sıcak su banyosu su ceketli konut ve perfüzyon ısınma devresi ayırın ve hızlı keser hortumu kullanarak buzdolabında sirkülatörün bağlanın. Kalp ve perfüzat hızlı sıcaklık değişimlerine izin ayrı ısıtma ve soğutma sirkülatörler kullanın. </li><li> Değişikliği sırasında boru içine alır hava kabarcığı izleyin ve izole kalp yakın ulaştığında kardiyoplejisinin için zamanlamayı başlar. 2 dakika süreyle kardiyoplejisine sunun. İlk dozdan sonra pompayı durdurun. Diyastolde kalbi tutuklama ve istenilen CP sıcaklığına yakın olmak emin olun. NOT: Yeterli kabarcık kapanı göbeğinde hava emboli önlemek için gereklidir. Alternatif bir musluk ile açık hem rezervuarlar için iletim sistemi kolaylıkla inşa edilebilir, ancak biz takip bulmakrezervuarlar arasındaki kanül takas yaparken tanıtıldı küçük hava kabarcığı, deneyler arasında potansiyel olarak farklı pompa hızları verilen zamanlama CP teslim kolay bir yöntem ing (nedeniyle fare / sıçan, perfüzyon basıncı, filtre direnci, vb yani.) </li><li> ~ 20 ºC 2 saat kardiyoplejisine kalbi tutun. Başka bir doz uygulanır, böylece CP sırasında her yarım saatte 1 dakika geri pompa açın. NOT: doku nekrozu olmaksızın CP kalbin fonksiyonel bozukluğu her 30 dakikada sonuçları aralıklı doz. CP (örneğin,&gt; 45 dakika) dozlar arasında daha uzun süreler nekroz ve iskemik kontraktürü neden olabilir ve korumasız iskemi ile ilişkili nekrotik hasarı modeli için daha uygun olacaktır. </li></ol> 6. reperfüzyon <ol><li> CP sonunda, oksijenli KHB geri rezervuar kanül transfer. Isıtma sirkülasyon pompasına sıcaklık kontrol devrelerini bağlayın ve pompayı açmaküzerinde reperfüzyon başlatın. Kardiyoplejisi dışarı yıkar Bu noktada, sıcaklık artışı gözlemlemek ve kalp reperfüzyon 2-4 dakika sonra tekrar dayak başlar. Kalp başladığında kalp atışları yavaş ve çoğu kez aritmik olduğunu. Not: Genellikle, genelde saf iskemi modellerinde özelliğidir diastolik LVP (yani, ≤10 mmHg artış) büyük bir artış yoktur. Aritmiler reperfüzyon içine iyice sürebilir ve bazen kalp defibrile gerekecektir. Bu, kalbin tabanı ve tepesi yerleştirilen yüksek gerilimler (~ 10-50 V) ve elektrotlara bir stimülatörü kümesinin kullanımı ile elde edilebilir. </li><li> Kalp 30 dakika süreyle reperfüzyonunu izin verin ve bu süre içinde gerekli koroner akım ölçümleri almak. 30-60 saniye boyunca bir silindire sahip çıkış maddesinin toplayarak koroner akım ölçün. </li></ol> 7. Doku Toplama <ol><li> Balon Deflate ve sol ventrikül çıkarın. Kapalı kalbi alkanül ve tartın. İlk deneylerde, kalbin en azından bir enine kesit alınmış ve TTC, kalp bir nekrotik hasarı serbest olmasını sağlamak için nekroz değerlendirmek için boyanmış olmalıdır. </li><li> Vb kalanı veya tüm kalp mikroskopisi çalışmaları, ıslak / kuru ağırlıkları, kalp dilimleri toplayın hızla sıvı azot içine koyarak dondurulmuş olmalıdır. -80 ºC derin dondurucuda saklayın dondurulmuş kalpler. Not: yüksek enerjili fosfat bileşikleri (yani ATP, kreatin fosfat) ölçümü için, kalpler hemen dondurulmuştur edilmelidir. </li></ol>

<ol>
	<li>Kloner, R. a., Jennings, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Consequences+of+Brief+Ischemia:+Stunning,+Preconditioning,+and+Their+Clinical+Implications:+Part+1.">Consequences of Brief Ischemia: Stunning, Preconditioning, and Their Clinical Implications: Part 1.</a> Circulation. 104 (24), 2981-2989 (2001).</li><li>Mentzer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+protection+in+heart+surgery.">Myocardial protection in heart surgery.</a> J Cardiovasc Pharmacol Ther. 16 (3-4), 290-297 (2011).</li><li>Chambers, D. J., Fallouh, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardioplegia+and+cardiac+surgery:+pharmacological+arrest+and+cardioprotection+during+global+ischemia+and+reperfusion.">Cardioplegia and cardiac surgery: pharmacological arrest and cardioprotection during global ischemia and reperfusion.</a> Pharmacol Ther. 127 (1), 41-52 (2010).</li><li>Bolli, R., Marb&#225;n, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+mechanisms+of+myocardial+stunning.">Molecular and cellular mechanisms of myocardial stunning.</a> Physiol Rev. 79 (2), 609-634 (1999).</li><li>Kloner, R. a., Bolli, R., Marban, E., Reinlib, L., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medical+and+Cellular+Implications+of+Stunning,+Hibernation,+and+Preconditioning+An+NHLBI+Workshop.">Medical and Cellular Implications of Stunning, Hibernation, and Preconditioning An NHLBI Workshop.</a> Circulation. 97 (18), 1848-1867 (1998).</li><li>Mersmann, J., Latsch, K., Habeck, K., Zacharowski, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measure+for+measure-determination+of+infarct+size+in+murine+models+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion:+a+systematic+review.">Measure for measure-determination of infarct size in murine models of myocardial ischemia and reperfusion: a systematic review.</a> Shock (Augusta, Ga). 35 (5), 449-455 (2011).</li><li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+heart+perfusion:+the+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion).">Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion).</a> J Mol Cell Cardiol. 50 (6), 940-950 (2011).</li><li>Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium.">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 55 (2), 113-126 (2007).</li><li>Sutherland, F. J., Shattock, M. J., Baker, K. E., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+isolated+perfused+heart+characteristics+and+cautions.">Mouse isolated perfused heart characteristics and cautions.</a> Clin Exp Pharmacol Physiol. 30 (11), 867-878 (2003).</li><li>Miller, A., Wright, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+Murine+Ventricular+Balloons+for+the+Langendorff+Heart+Preparation.">Fabrication of Murine Ventricular Balloons for the Langendorff Heart Preparation.</a> J Biotecnol Biomater. 1 (101), 1-4 (2011).</li><li>Curtis, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterisation,+utilisation+and+clinical+relevance+of+isolated+perfused+heart+models+of+ischaemia-induced+ventricular+fibrillation.">Characterisation, utilisation and clinical relevance of isolated perfused heart models of ischaemia-induced ventricular fibrillation.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 194-215 (1998).</li><li>Clements, R. T., Feng, J., Cordeiro, B., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=p38+MAPK-dependent+small+HSP27+and+&#945;B-crystallin+phosphorylation+in+regulation+of+myocardial+function+following+cardioplegic+arrest.">p38 MAPK-dependent small HSP27 and &#945;B-crystallin phosphorylation in regulation of myocardial function following cardioplegic arrest.</a> American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 300 (5), H1669-H1677 (2011).</li><li>Clements, R. T., Cordeiro, B., Feng, J., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rottlerin+increases+cardiac+contractile+performance+and+coronary+perfusion+through+BKCa+++channel+activation+after+cold+cardioplegic+arrest+in+isolated+hearts.">Rottlerin increases cardiac contractile performance and coronary perfusion through BKCa++ channel activation after cold cardioplegic arrest in isolated hearts.</a> Circulation. 124 (11 Suppl), S55-S61 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

önceki protokol ayrıntıları yöntemler kardiyoplejik arrest ile ilişkili global iskemi miyokard çarpıcı ikincil değerlendirmek için. Bizim ellerde bu protokol kalp fonksiyonunda bir ~ yaklaşık% 40 azalma meydana (LVDP, +/- dP / dt) 30 dakika sonrası reperfüzyon zaman noktasında kalp hızında küçük değişikliklerle. Kalp reperfüzyon ve rewarmed gibi kardiyak fonksiyon tüm parametreleri en az 20 ila 30 stabilize önce büyük oranda azaltılmış kalp hızı ile ilk zaman noktalarında azalır. Koron...

Çarpıcı miyokard iskemi veya kardiyo 1,2,3,4,5 ile iskemik hakaret uzun süreli kısa bir süre izleyen yeterli kan akımının restorasyon rağmen geri dönüşümlü azaltılmış kontraktil aktivite olarak tanımlanır. sunulan yöntem, özellikle kasılma fonksiyonunda geri dönüşümlü bozukluklar neden olabilir klinik olarak anlamlı iskemik hakaret modellemek için kullanılır (örneğin, kalp cerrahisi kardiyoplejik arrest, iskemi, anjin, vb kısa dönemleri kullanan ilişkili iskemik hakaret). Şiddetli iskemi çalışmaları (miyokard infarktüsü, nekroz) aksine bu protokol doku hasarı, yeniden ve hücre ölümüne olmadan miyokard fonksiyonel iyileşmeyi ve kardiyo değerlendirmek için geliştirilmiştir. Kağıdın çoğunluğu hipotermi ve aralıklı kardiyopleji teslim kullanarak kalp cerrahisi benzer unsurları ile standart bir kardiyopleji tutuklama protokolünü anlatılır. Miyokard protKalp ameliyatları çoğunluğu sırasında ection kardiyoplejisinin ve kardiyopulmoner bypass dayanır. Kardiyoplejisi (CP) çözümleri ve stratejileri (kan, kristaloit, soğuk, sıcak, vs.) yaygın olarak farklılık gösterse de en sık görülen unsurlar, 1) hiperkalemi ve / veya dolayısıyla miyokard kasılması kaynaklanan enerji kullanımını sınırlayan, diyastol kalp tutuklama diğer stratejiler ve 2) hipotermi metabolizmasını yavaşlatır ve tutuklanan iken ATP ve diğer enerji rezervlerini korumaya yardımcı olmak için. Güncel kardiyopleji çözümleri, aksi takdirde ölümcül olduğunu kanıtlayacak iskemik hakaret karşı kalbe koruma sağlar. Ancak cerrahi iskemik hakaret sırasında kalbi koruyucu stratejiler mükemmel değildir ve elde edilen hafif iskemik hasar yeterli kan akımı olmasına rağmen geri dönüşümlü kalp kasılma bozukluğuna neden olabilir (çarpıcı miyokard), asidoz, kardiyomiyosit hasar ve azalmış koroner perfüzyon ve vazospazm gibi vasküler etkiler. Bu protokol farklılıkkısa iskemi veya kardiyoplejik arrest ile ilişkili iskemik hakaret aşağıdaki bozulmuş kardiyak fonksiyon neden olabilir miyokard enfarktüsü ve hafif iskemik hakaret değerlendirir şiddetli iskemi değerlendiren standart izole kalp iskemi modelleri. (- 8 Langendorff perfüzyon teknikleri ve I inceleme için / R çalışmaları 6 bakınız). Genel kurallar ve fare izole perfüze kalpleri ile ilişkili deneysel parametrelerin ayrıntılı bir analizi için Sutherland e t al bkz. 2003 Burada sunulan tekniğin güvenilir fare kalplerinde çarpıcı ikna etmek için gerekli ekipman, reaktifler, adımları, stratejileri ve ipuçları ayrıntıları 9. Küçük değişiklikler sıçanlara tekniği uygulamak için gereklidir. Kısaca izole fare Langendorff bir hiperkalemik hipotermiye teslim üzerinden soğuk korunan kardiyak arrest, fizyolojik Krebs-Henseleit tamponu (KHB) yaklaşık 30 dakika boyunca perfüze izlenmektediric Kardiyoplejisi çözüm. Tutuklanmasının ardından, kardiyak fonksiyonel iyileşme, yeniden ısıtmadan ve KHB ile kalbin reperfüzyon sırasında izlenir. Kalp kasılma fonksiyonu iyileşme derecesi değişiklikler kalbi koruyucu maddeler ve farklı kardiyo stratejileri değerlendirmek için değerlendirilebilir.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Cardioplegia Solution (St Thomas II)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td >Symbol / Concentrations (mM)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 110</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.5</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgCL2; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 10</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Krebs-Heinslet Buffer</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 118</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 4.8</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Sulfate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgSO4; 1.7</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 24.9</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Phosphate (monobasic)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KH2PO4; 1.2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.4</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Pyruvate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>Na pyruvate; 2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glucose</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>C6H12O6; 6</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Balloon reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Corn Syrup</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Spaghetti</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicon Dispersion Gel</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >styrofoam block</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >lab oven/incubator ( 50C)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Langendorff Perfusion equipment</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isolated perfused heart sytem (IH-SR (Hugo-Sachs) or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Data acquisition system (DSI, ADinstruments or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Heated water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cooling water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Perfusion pump capable of 2-30 ml/min</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Inline perfusion filters - 1 um glass fiber</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pressure sensors and amplifiers for LVP and perfusion pressure</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small graduated cylinder (~10 mL)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small temperature probe and thermometer (Werner or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >perfusion resevoir (1L)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >cardioplegia resevoir (~200 mL)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >gas bubbler</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >95/5 O2/CO2 mix</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Surgical tools and reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metzenbaum and Potz surgical scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >two Dumont size 5 forceps</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ketamine</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >xylazine</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >heparin</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >small clamp with soft sides to hold aorta (i.e. terminal clamp with taped ends)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silk 2-0 and 4-0 sutures</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest

Aşağıdaki protokol bozulmuş kardiyak işlev veya miyokard çarpıcı şu ılımlı iskemik hakaret değerlendirmek kullanımı gereksizdir. tekniği Kardiyoplejik tutuklama ve kardiyopulmoner bypass, off-pump KABG, nakli, anjin, kısa iskemi, vb kardiyak cerrahi de dahil olmak üzere çok sayıda klinik açıdan fenomen ile ilişkili iskemik yaralanma modelleme için yararlıdır. protokol miyokard kasılma fonksiyonu ölçümü odaklanan kemirgen kalplerinde hipotermik hiperkalemik kardioplejik tutuklama ve reperfüzyon modeli genel bir yöntem sunar. Kısaca, bir fare, kalp, Langendorff modda perfüze bir intraventriküler balonuyla Araçlı ve temel kardiyak fonksiyonel parametreler kaydedilir. Stabilizasyon sonrasında kalp diyastolik tutuklama başlatmak için kardiyo hipotermik kardiyopleji çözeltisi infüzyonu bilgilendirmek maruz bırakılır. Kardiyopleji 2 saat boyunca aralıklı teslim edilir. Bundan sonra, kalp reperfüzyon ve warme olduğuNormotermik sıcaklık ve miyokard fonksiyon geri d izlenir. Kemirgenlerde brüt miyokardiyal doku hasan serbest güvenilir bir depresif kardiyak kontraktil fonksiyon bu protokol sonuçlanır.

Şekil 1, bir fare deney gelen tipik sonuçlar verilmektedir. LVP (kırmızı çizgi), dP / dt (yeşil hat) ve sıcaklık (mor hat) continusouly ~ 3 saat boyunca kaydedildi. Mektuplar bir işaret - bazal ölçüm, b, c, d, e - reperfüzyon, g başlangıcında, h, i, j - - reperfüzyon sırasında Koroner akış ölçümü kardiyopleji solüsyonu, f teslim. Not depresif LVDP ve başlangıca kıyasla reperfüzyon üzerine dP / dt. Şekil 1B A üzerine kaydedilmiş ~ 2 sn veri içerir. Not...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest at JoVE.com

Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Kardiyoplejik Tutuklanma ile Miyokard Çarpıcı İlişkili sıçan İzole Kalp Modeli

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

murine-isolated-heart-model-myocardial-stunning-associated-with

Research

JoVE Journal

Medicine

11.6K Görüntüleme.  Brown University. The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Video: Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Miyokard İskemi ve Reperfüzyon bir Mürin Kapalı göğüs Modeli

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Tıp

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Yara Şifa murin Modeli

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Sol ön inen arter ligasyonu ile Miyokard İskemi-reperfüzyon Hasarı bir fare modeli

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other biologicals that enhance angio- or vasculogenesis into the infarct border zone (IBZ), tissue perfusion is improved, and the myocardium can be protected from further damage. For maximum therapeutic effect, it is hypothesized that the regenerative substance is best delivered to the IBZ. This requires accurate injections and has led to the development of new injection techniques. To validate these new techniques, we have designed a validation protocol based on myocardial tissue analysis. This protocol includes whole-heart myocardial tissue processing that enables detailed two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) analysis of the cardiac anatomy and intramyocardial injections. In a pig, myocardial infarction was created by a 90-min occlusion of the left anterior descending coronary artery. Four weeks later, a mixture of a hydrogel with superparamagnetic iron oxide particles (SPIOs) and fluorescent beads was injected in the IBZ using a minimally-invasive endocardial approach. 1 h after the injection procedure, the pig was euthanized, and the heart was excised and embedded in agarose (agar). After the solidification of the agar, magnetic resonance imaging (MRI), slicing of the heart, and fluorescence imaging were performed. After image post-processing, 3D analysis was performed to assess the IBZ targeting accuracy. This protocol provides a structured and reproducible method for the assessment of the targeting accuracy of intramyocardial injections into the IBZ. The protocol can be easily used when the processing of scar tissue and/or validation of the injection accuracy of the whole heart is desired.

This protocol describes a novel method for the 3D comparison of whole-heart myocardial tissue with MRI. This is designed for the accurate assessment of intramyocardial injections in the infarct border zone of a chronic porcine model of myocardial infarction.

3D Tüm kalp Miyokard Doku Analizi

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other ...

The Inverted Heart Model for Interstitial Transudate Collection from the Isolated Rat Heart

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. After isolation and retrograde perfusion of the heart according to the Langendorff technique, the heart is inverted into an upside-down position and is mechanically stabilized by a balloon catheter inserted into the left ventricle. Then, a thin latex cap &#8211; previously cast to match the average size of the rat heart &#8211; is placed over the epicardial surface. The outlet of the latex cap is connected to silicon tubing, with the distal opening 10 cm below the base level of the heart, creating slight suction. CT continuously produced on the epicardial surface is collected in ice-cooled vials for further analysis. The rate of CT formation ranged from 17 to 147 &#181;L/min (n = 14) in control and infarcted hearts, which represents 0.1-1% of the coronary venous effluent perfusate. Proteomic analysis and high performance liquid chromatography (HPLC) revealed that the collected CT contains a wide spectrum of proteins and purinergic metabolites.

This protocol describes a method to collect cardiac interstitial fluid from the isolated, perfused rat heart. To physically separate interstitial transudate from coronary venous effluent perfusate, the Langendorff perfused heart is inverted, and the transudate (interstitial fluid) formed on the cardiac surface is collected using a soft latex cap.

İzole edilen fare kalpten interstisyel transüdao toplanması için ters kalp modeli

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Sol Anterior İnen Koroner Arterin Kalıcı Ligasyonu ile Murine Miyokard Enfarktüsü Modeli

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Farede Miyokard Enfarktüsü Çalışması İçin Kriyoyaralanma Modeli

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

Kök Hücre Tedavisi Için Post-miyokard Enfarktüsü Kalp Yetmezliği Domuz Modeli Oluşturma

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization and cardiovascular drugs, a significant proportion of patients develop pathological left-ventricular remodeling and progressive heart failure following MI. Therefore, new therapeutic options, such as cellular and gene therapies, among others, have been developed to repair and regenerate injured myocardium. In this context, animal models of MI are crucial in exploring the safety and efficacy of these experimental therapies before clinical translation. Large animal models such as swine are preferred over smaller ones due to the high similarity of swine and human hearts in terms of coronary artery anatomy, cardiac kinetics, and the post-MI healing process. Here, we aimed to describe an MI model in pig by permanent coil deployment. Briefly, it comprises a percutaneous selective coronary artery cannulation through retrograde femoral access. Following coronary angiography, the coil is deployed at the target branch under fluoroscopic guidance. Finally, complete occlusion is confirmed by repeated coronary angiography. This approach is feasible, highly reproducible, and emulates the pathogenesis of human non-revascularized MI, avoiding the traditional open-chest surgery and the subsequent postoperative inflammation. Depending on the time of follow-up, the technique is suitable for acute, sub-acute, or chronic MI models.

Myocardial infarction (MI) animal models that emulate the natural process of the disease in humans are crucial to understanding pathophysiological mechanisms and testing the safety and efficacy of new emergent therapies. Here, we describe an MI swine model created by deploying a percutaneous embolization coil.

Bir Domuz Modelinde Perkütan Embolizasyon Bobini Dağıtımı ile Miyokard Enfarktüsü

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Sol Koroner Arter Ligasyonu: Miyokard Enfarktüsünün Cerrahi Murin Modeli

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...