Name: murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest
Uploaded: 2015-08-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
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NOTA: Todos os procedimentos foram aprovados pelo Cuidado e Uso de Animais Comitê Institucional da expectativa de vida e todos os animais e os procedimentos de acordo com o Guia de Conselho de Pesquisa Nacional para Cuidados e Uso de Animais de Laboratório 10. 1. Fabricação Balão e Pressão Ventricular Esquerda monitoramento do circuito <ol><li> Construir balões LV de acordo com Miller et al. 11, numa proveta com uma barra de agitação, misturar 9,5 ml de água destilada, 14,2 ml de xarope de milho leve e 33,8 g de sacarose, e de calor sobre uma placa quente, misturar até o açúcar se dissolver . Continuar solução de aquecimento até atingir cerca de 150 ºC. NOTA: Vários métodos existem para a construção de balões LV incluindo modificação de dicas de preservativos e agarram filme construção 9,12. Nós encontramos o método acima para ser relativamente fácil de construir balões de vazamentos gratuitos, no entanto uma vantagem de balões película aderente inclui caracterização anterior para frequen apropriadocy relações resposta-9. </li><li> Quebre fios de espaguete seco em pedaços de cerca de 5 cm de comprimento e mergulhar um lado de cada peça de cerca de 1 cm de profundidade na solução de açúcar e lentamente remover. </li><li> Coloque a extremidade seca da tira de massa em um bloco de espuma de poliestireno e suspender para que o mix de açúcar escorre e forma um molde forma de lágrima. Deixar O / N em um exsicador de modo que o molde endurece. </li><li> No dia seguinte, mergulhe os moldes em gel de dispersão de silicone. Coloque tiras de massa de volta no bloco de espuma de poliestireno e coloque em aa 37 ºC forno por 2 horas ou até secar. Repita este passo mais uma vez assim duas camadas de silicone são aplicadas. </li><li> Depois de seco, em lugar de água durante várias horas, para ajudar na remoção do balão do molde. Loja balões em solução de azida de sódio a 0,02%. </li><li> Use uma coleta de sangue 23 G ajustado para produzir uma cânula balão personalizado cortando uma agulha para criar uma ponta romba e colocando entalhes na agulha. </li><li> Conecte o tubo a uma pressão transprodutor e lave com água corrente, mantendo tubo e cânula completamente submerso para evitar a entrada de ar no sistema. Coloque um balão que foi preenchido com água sobre a cânula e usar fio de seda 2-0 para empatar em cânula. Teste de balão pela capacidade de manter a pressão (~ 100 mmHg para pelo menos 1 hora) </li></ol> 2. Preparação da perfusão isolada do Sistema Coração <ol><li> Inicialmente, lavar e aquecer o sistema. Ligue um circulador banho de 37 ºC água morna que tem sido ligado ao aparelho de Langendorff, e encher reservatório tampão com água destilada. Conecte um novo filtro de fibra de vidro para tubulação fluindo em aparelhos e ligar a bomba para expulsar o sistema. Durante o tempo de preparação, monitorizar a temperatura da água expelida a partir do bloco de Langendorff usando uma sonda de temperatura, para assegurar que o banho de água é definida com precisão. Além disso, ligar um circulador refrigerado e definido para 20 ºC que será usado durante a parada cardioplégica do coração. </li><li> EUn entretanto preparar as seguintes soluções. Prepare 1 litro de solução cardioplégica (NaCl 110 mM, KCl 16 mM, 16 mM de MgCl 2, 1,5 mM de CaCl2, 10 mM de NaHCO3) e filtra-se. Além disso, preparar 2 L de KHB (NaCl 118 mM, KCl 4,8 mM, 1,2 mM de KH 2 PO 4, 1,7 mM MgSO4, 2 mM de Na-piruvato, dextrose 6 mM, 24,9 mM de NaHCO 3 (pré-arejada com CO 2) , 1,4 mM de CaCl 2 (adicionado em último lugar). Uma vez dissolvido, remover os precipitados por filtração para um frasco de vidro usando um funil de frita de 5 um. Colocar um pouco para um pequeno prato em gelo para ser usado durante a cirurgia e isolamento. </li><li> Oxigenar o perfusato (KHB) com 95% de O2 / 5% de CO 2 durante pelo menos 30 min antes da utilização. Sistema de perfusão Langendorff com KHB para remover qualquer resto de água do sistema e tampão do reservatório. Para ratos, definir a velocidade inicial bomba para ~ 2,0 ml / min. Coloque 2-0 e 4-0 seda perto de perfusão cânula. Execute a bomba até que o tubo e aparelhos são preenchidas sagacidadeperfusato h e garantir a Strup bolha é preenchido com perfusado. NOTA: Para longos períodos de perfusão e função estável é altamente recomendável instalar um filtro de fibra de vidro em linha (~ 1 mm) no circuito de perfusão para recolher quaisquer precipitados que podem formar coágulos no coração </li></ol> 3. Rato Cirurgia 3.1) mouse Anestesia e Manuseio <ol><li> Preparar seringa com uma dose de anestésico de 80 mg / kg de cetamina e 5 mg / ml de mistura de xilazina, e adicionar 0,9% de solução salina estéril para levar o volume para 0,2 ml. Injectar Heparina IP (50 ul de solução de 1.000 U / ml). </li><li> Coloque o mouse de volta para contentor de transporte (~ 10-20 min) e esperar por ele para perder a consciência como heparina produz efeitos. Periodicamente fazer uma pitada dedo do pé para monitorar reflexo dor. </li></ol> 3.2) Remova o coração <ol><li> Uma vez que o mouse é totalmente inconsciente e não responde aos pés pitada, fixá-lo para uma mesa de operação apropriado utilizando pinos ou 25 g<html> pontas de seringa através das extremidades. Executar uma toracotomia para expor o coração. Corte um pequeno buraco logo abaixo do esterno e estender o corte para os lados do ratinho evitando o diafragma. </li><li> Rapidamente cortar o diafragma e depois cortar rapidamente acima dos lados da caixa torácica. Virar para trás a caixa torácica como uma concha de molusco para expor a cavidade torácica. Segure cuidadosamente o coração, coloque uma tesoura por baixo e remover o coração. NOTA: É essencial para remover rapidamente o coração uma vez que é exposta na cavidade torácica e os pulmões não são funcionais. </li></ol> 3.3) Limpe o coração <ol><li> Colocar o coração no prato contendo gelo KHB frio e retire todos os pedaços grandes de tecido pulmonar em anexo. Use uma pinça para pegar o coração e localize a aorta. Aperte delicadamente o coração e olhar para qualquer sangue que aparece, como esta deve ser a extremidade aberta da aorta. Use uma pinça de ponta fina para manter o coração aberto até o final da aorta. </li></ol>e &quot;&gt; 4. Montagem do coração, A partir de Perfusão, e colocando o balão 4.1) Montagem e canulação do coração <ol><li> Antes de transportar o coração para o aparelho de Langendorff, ligar a bomba de garantir que a pressão de perfusão é baixa (~ 20 mmHg). Segure o coração pela aorta logo abaixo da cânula. Usando um outro conjunto de pinças de ponta fina, abra cuidadosamente a aorta e coração deslize para cima da cânula. Segure-o no lugar com um conjunto de pinças e, em seguida, usar um clipe macio gumes para prendê-lo temporariamente para cânula. NOTA: montagem rapidamente o coração para a cânula de perfusão é fundamental para uma boa preparação. Com a experiência, os procedimentos de abertura da cavidade torácica de montagem até que o coração deve ter entre 1 e 2 minutos. </li><li> Amarre e iniciar a perfusão da seguinte maneira, usando sutura de seda 4-0 aorta segura para a cânula diretamente abaixo do clipe. Garantir o empate também é em torno da cânula metálica aórtica, de modo a aorta não fica amarrado ao apertaro nó. Uma vez que um laço é colocado firmemente, remover o clipe. </li><li> Use fio de seda adicionais para prender a aorta de forma segura para a cânula certificando-se de amarrar abaixo quaisquer ramos dos vasos que podem ser saindo da aorta. Estes muitas vezes pode ser manchado por vazamento perfusato ou atirando para fora da aorta. NOTA: Durante as fases iniciais da perfusão do sangue deve ser lavar a partir do coração e de todo o coração deve aparecer uma cor rosa suave. Descolorações escuras que não lavam a indicar as áreas isquêmicas provavelmente devido a embolia de ar ou coágulos eo coração não deve ser utilizado. </li></ol> 4.2) O estabelecimento de Medição de Perfusão e LVP <ol><li> Lentamente, aumente a pressão de perfusão e aumentar a velocidade da bomba até que a pressão de perfusão atinge 70 mmHg. NOTA: as pressões de perfusão padrão para rato perfusão pode ser 70-90 mmHg, mas deve ser mantida constante de animal para animal dentro de um experimento. </li><li> Limpar o restante tecido (pulmão, tiróide, etc.) Que ainda podem estar ligados ao coração. Use a tesoura para cortar os átrios esquerdos, a fim de criar uma abertura para o ventrículo esquerdo. </li><li> Coloque o balão para o titular e desinflar. Posicionar a cânula balão perto da cânula aórtica, directamente sobre a abertura para o ventrículo esquerdo. Insira com cuidado o balão para baixo para o ventrículo esquerdo, mantendo o coração no lugar de modo a aorta não rasgue. </li><li> Uma vez que é no lugar, lentamente começar a inflar o balão até que o LVEDP atinge ~ 8 mmHg. Colocar a sonda de temperatura contra o fundo do coração, de modo que mede a temperatura do efluente. </li></ol> 4.3) Medição basal <ol><li> Selar o coração em uma câmara de perfusão com camisa de água. Durante este tempo perfundir continuamente o coração com KHB, e assegurar que a temperatura continua a subir. Monitorar a temperatura e ajustar a água do banho nesse sentido até atingir cerca de ~ 37 ºC. NOTA: Monitoramento temperature nas fases iniciais da perfusão é fundamental como fluxos coronarianos e, posteriormente, a temperatura pode variar de coração para coração. Temperatura do perfusato efluente é monitorizado para a temperatura desejada do miocárdio através de uma sonda de temperatura colocada no vértice do coração. Além disso, em comparação com outros protocolos de perfusão de Langendorff, o coração não está submersa em CP ou KHB durante a perfusão ou de captura, isto é feito principalmente para ajustar rapidamente a temperatura, bem como proporcionar a entrega eficiente CP sem difusão. </li><li> Comece a gravar continuamente medida funcional utilizando um sistema de aquisição de dados ligados aos sensores apropriados, incluindo a pressão de perfusão, a pressão ventricular esquerda (transdutor de pressão ligado ao balão de LVP), temperatura e parâmetros electrofisiológicos (ECG, MAPA se assim equipado) (anexo será de acordo com os fabricantes e específica para os sensores individuais e sistema de aquisição de dados). Uma vez que o KHB efluente atinge ~ 37 ºC durante, pelo menos 15<html> min e parâmetros funcionais cardíacas são estáveis, observe o tempo para as medições da linha de base. NOTA: Os critérios de inclusão / exclusão são aplicados a cada coração. Um LVDP de &lt;60 mm Hg na linha de base indica um coração que deve ser removido a partir da análise. Além disso, o fluxo coronariano&gt; 4,5 ml / min, ou incapacidade de manter a pressão de perfusão no início do estudo provavelmente indica um vazamento ou aorta rasgada. Além disso, quaisquer corações que têm áreas claras isquémicos os quais podem ser confirmadas visualmente (isto é, coágulos) ou exibem reduções associada a isquemia na função cardíaca (isto é, aumentar a PDFVE, extremamente arrítmico) são removidas a partir da análise. </li><li> Medir o fluxo coronário através de recolha do efluente coronário em um cilindro graduado de 1 min. Feche a câmara e permitir que a temperatura ea função para retornar aos valores basais. Alternativamente medir o fluxo coronário continuamente na linha de perfusão através de uma sonda de fluxo colocado depois do circuito de alívio de pressão. </li></ol>&quot;&gt; 5. Iniciando Cardioplégicas Arrest <ol><li> Coloque 100 ml de tampão de cardioplegia fria para outro reservatório e. transferir o reservatório cânula KHB para o reservatório de cardioplegia. </li><li> Retire a água com camisa de habitação e do circuito de aquecimento da perfusão do banho de água quente e conectar-se ao circulador refrigerado usando tubulação engates rápidos. Use circuladores de aquecimento e resfriamento separadas para permitir mudanças rápidas de temperatura do coração e perfusado. </li><li> Seguir a bolha de ar que se introduz na tubagem durante o interruptor, e uma vez que atinge perto do coração isolado iniciar a cronometragem de cardioplegia. Entregar cardioplegia por 2 min. Após a dose inicial parar a bomba. Certifique-se de parar o coração na diástole e estar perto da temperatura CP desejado. NOTA: Um borbulhador suficiente é necessária para evitar a embolia de ar no coração. Alternativamente, um sistema de libertação para ambos os reservatórios comutadas por uma torneira de passagem pode ser facilmente construído, no entanto, encontrar sigaing a pequena bolha de ar que é introduzido quando trocar a cânula entre os reservatórios, um método fácil de entrega CP tempo dado potencialmente diferentes velocidades de bomba entre experimentos (isto é, devido ao mouse / rato, pressão de perfusão, a resistência do filtro, etc.) </li><li> Manter o coração em cardioplegia durante 2 horas a ~ 20 ºC. A cada meia hora durante CP ligar a bomba de volta por 1 min para que outra dose é administrada. NOTA: doses intermitentes de CP a cada 30 minutos resulta em comprometimento funcional do coração sem necrose do tecido. Períodos mais longos entre as doses de CP (isto é,&gt; 45 min) pode resultar em necrose e contratura isquêmica e seria mais apropriado para um modelo de lesão necrótica associada com isquemia desprotegido. </li></ol> 6. A reperfusão <ol><li> No final da CP, transferir a cânula de volta para o reservatório KHB oxigenado. Ligue os circuitos de controle de temperatura para o circulador de aquecimento e ligar a bombapara iniciar a reperfusão. Neste ponto, a cardioplegia lava fora, observar o aumento de temperatura e o coração começa a bater de novo, após 2-4 minutos de reperfusão. Quando o coração começa a batida do coração é lento e muitas vezes arrítmico. NOTA: Não há geralmente não é um grande aumento na LVP diastólica (ou seja, aumento ≤10 mmHg), que é muitas vezes característica em modelos de isquemia puros. As arritmias podem persistir até a reperfusão e, ocasionalmente, o coração terão de ser desfibrilado. Isto pode ser conseguido com o uso de um conjunto estimulador para tensões mais elevadas (~ 10-50 V) e os eléctrodos colocados na base e do vértice do coração. </li><li> Permitir que o coração para reperfundir durante 30 minutos, e durante este período de tempo fazer medições do fluxo coronário, conforme necessário. Medir o fluxo coronário por recolher o efluente com um cilindro graduado para 30-60 seg. </li></ol> 7. Coleta de Tecidos <ol><li> Desinflar o balão e retire-o do ventrículo esquerdo. Leve o coração fora docânula e pesá-lo. Em experiências iniciais, pelo menos uma fatia transversal do coração devem ser tomados e TTC coradas para avaliar a necrose para assegurar que o coração está livre de qualquer lesão necrótica. </li><li> Coletar fatias coração para estudos de microscopia, pesos de wet / dry, etc. O restante, ou todo o coração deve ser rapidamente congelado, colocando em nitrogênio líquido. Loja corações congelados num congelador -80 ºC. NOTA: Para a medição dos compostos fosfatados de alta energia (ou seja, ATP, fosfato de creatina), os corações devem ser congelados imediatamente. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Os detalhes do protocolo anteriores métodos para avaliar o atordoamento do miocárdio secundário a isquemia global associada à parada cardioplégica. Em nossas mãos este protocolo produz uma redução aproximada de ~ 40% na função cardíaca (LVDP, +/- dP / dt), com alterações mínimas na frequência cardíaca no 30 min pós-reperfusão ponto de tempo. À medida que o coração reperfundido é reaquecido e todos os parâmetros da função cardíaca são reduzidas em pontos de tempo iniciais com um ritmo cardíaco...

Atordoamento do miocárdio é definido como atividade contrátil reduzida reversíveis apesar da restauração do fluxo de sangue adequado após um breve período de isquemia ou períodos prolongados de insultos isquêmicos com cardioprotection 1,2,3,4,5. O método apresentado é especificamente usado para modelar insultos isquémicos clinicamente relevantes que pode resultar em deficiências na função contráctil reversíveis (ou seja, insultos isquémicos associados com a cirurgia cardíaca utilizando paragem cardioplégica, breves períodos de isquemia, angina, etc). Em contraste com estudos isquemia grave (enfarte do miocárdio, necrose) este protocolo foi desenvolvido para avaliar a recuperação funcional do miocárdio e cardioprotection sem lesão do tecido, remodelação, e morte celular. A maior parte do trabalho discute um protocolo de parada cardioplégica padrão com elementos semelhantes a uma cirurgia cardíaca com hipotermia e entrega cardioplegia intermitente. Prot miocárdioexão durante a maioria das cirurgias cardíacas depende de cardioplegia e circulação extracorpórea. Embora cardioplegia (CP) soluções e estratégias variam muito (sangue, cristalóide, frio, etc. quente) os elementos mais comuns são: 1) hipercalemia e / ou outras estratégias para prender o coração em diástole, limitando assim a utilização da energia resultante de contração do miocárdio, e 2) a hipotermia para desacelerar o metabolismo e ajudam a manter ATP e outras reservas de energia enquanto preso. Soluções de cardioplegia atuais fornecer proteção para o coração contra insultos isquêmicos que provariam de outra maneira fatal. No entanto, as estratégias de cardioprotetores durante insultos isquêmicos cirúrgicos não são perfeitos, e a lesão isquêmica leve resultante pode resultar em disfunção contrátil cardíaca reversível, apesar de o fluxo sanguíneo adequado (atordoamento do miocárdio), acidose, lesão dos cardiomiócitos, e efeitos vasculares, incluindo diminuição da perfusão coronariana e vasoespasmo. Este protocolo diferea partir de modelos de isquemia do coração isolado padrão avaliando infarto do miocárdio e isquemia grave na medida em que avalia insultos isquêmicos mais leves que pode resultar em função cardíaca prejudicada seguinte breve isquemia ou insultos isquêmicos associada à parada cardioplégica. (Para revisão sobre técnicas de perfusão de Langendorff e I / R ver estudos 6-8). Para orientações gerais e uma análise aprofundada dos parâmetros experimentais associados com rato corações perfundidos isolados ver Sutherland e t al., 2003 9 A técnica apresentada aqui detalha o equipamento necessário, reagentes, etapas, estratégias e dicas para induzir de forma confiável impressionante em corações do rato. Pequenas modificações são necessárias para aplicar a técnica de ratos. Resumidamente isolado do rato corações são de Langendorff perfundido durante aproximadamente 30 min, com tampão fisiológica de Krebs-Henseleit (KHB), seguido por paragem cardíaca protegido frio através da entrega de um hypotherm hipercalêmicosolução de cardioplegia ic. Após a detenção, a recuperação funcional cardíaca é monitorada durante o reaquecimento e reperfusão do coração com KHB. As alterações no grau de recuperação da função contráctil cardíaca pode ser avaliada para determinar agentes cardioprotectores e diferentes estratégias de cardioprotecção.

<table><tbody><tr><td>Cardioplegia Solution (St Thomas II)</td><td></td><td></td><td>Symbol / Concentrations (mM)</td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td></td><td></td><td>NaCl; 110</td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td></td><td></td><td>KCl; 16</td></tr><tr><td>Calcium Chloride</td><td></td><td></td><td>CaCL2; 1.5</td></tr><tr><td>Magnesium Chloride</td><td></td><td></td><td>MgCL2; 16</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td></td><td></td><td>NaHCO3; 10</td></tr><tr><td>Krebs-Heinslet Buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td></td><td></td><td>NaCl; 118</td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td></td><td></td><td>KCl; 4.8</td></tr><tr><td>Magnesium Sulfate</td><td></td><td></td><td>MgSO4; 1.7</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate</td><td></td><td></td><td>NaHCO3; 24.9</td></tr><tr><td>Potassium Phosphate (monobasic)</td><td></td><td></td><td>KH2PO4; 1.2</td></tr><tr><td>Calcium Chloride</td><td></td><td></td><td>CaCL2; 1.4</td></tr><tr><td>Sodium Pyruvate</td><td></td><td></td><td>Na pyruvate; 2</td></tr><tr><td>Glucose</td><td></td><td></td><td>C6H12O6; 6</td></tr><tr><td>Balloon reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Corn Syrup</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spaghetti</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicon Dispersion Gel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>styrofoam block</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>lab oven/incubator ( 50C)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Langendorff Perfusion equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isolated perfused heart sytem (IH-SR (Hugo-Sachs) or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition system (DSI, ADinstruments or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heated water circulator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cooling water circulator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfusion pump capable of 2-30 ml/min</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inline perfusion filters - 1 um glass fiber</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pressure sensors and amplifiers for LVP and perfusion pressure</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small graduated cylinder (~10 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small temperature probe and thermometer (Werner or equivalent)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>perfusion resevoir (1L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>cardioplegia resevoir (~200 mL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>gas bubbler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>95/5 O2/CO2 mix</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical tools and reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum and Potz surgical scissors</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>two Dumont size 5 forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ketamine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>xylazine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>heparin</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>small clamp with soft sides to hold aorta (i.e. terminal clamp with taped ends)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silk 2-0 and 4-0 sutures</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest

O protocolo a seguir é útil para avaliar a função cardíaca comprometida ou deslumbrante seguintes insultos isquêmicos moderados do miocárdio. A técnica é útil para a modelagem de lesão isquêmica associada com numerosos fenômeno clinicamente relevantes, incluindo cirurgia cardíaca com parada cardioplégica e circulação extracorpórea, revascularização do miocárdio sem CEC, transplante, angina, isquemia breve, etc. O protocolo apresenta um método geral para modelar hipotérmica parada cardioplégica hipercalêmica e reperfusão em corações de roedores com foco na medição da função contrátil do miocárdio. Em resumo, um coração do rato é perfundido no modo de Langendorff, instrumentada com um balão intraventricular, e parâmetros cardíacos funcionais de linha de base são registados. Após a estabilização, o coração é então sujeito a infusão breve de uma solução de cardioplegia hipotérmica cardioprotetor para iniciar a parada diastólica. Cardioplegia é entregue de forma intermitente ao longo de 2 h. O coração é então reperfundidos e warmed para temperaturas e recuperação da função do miocárdio normotérmicas é monitorada. O uso deste protocolo resulta em função contrátil cardíaca deprimida confiável livre de danos no tecido do miocárdio bruta em roedores.

A Figura 1 apresenta os resultados típicos de um experimento mouse. LVP (linha vermelha), dP / dt (linha verde) e temperatura (linha roxa) foram continusouly gravou mais de ~ 3 horas. Letras indicar uma - medida de referência, b, c, d, e - entrega de solução cardioplégica, f - início da reperfusão, g, h, i, j - medição do fluxo cornary durante a reperfusão. Note, LVDP deprimido e dP / dt sobre reperfusão em relação à linha de base. Figura 1B inclui os dados de um gravou ma...

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Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Murino modelo de coração isolado de atordoamento do miocárdio Associated com parada cardioplégica

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

murine-isolated-heart-model-myocardial-stunning-associated-with

Research

JoVE Journal

Medicine

11.6K visualizações.  Brown University. The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Vídeo: Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

A confirmação da Isquemia Miocárdica e reperfusão em ratos usando Pad Superfície Eletrocardiografia

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

Um modelo de roedor isquêmico de pericárdio intacto

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

Um modelo de camundongo para estudar a fisiologia do cérebro durante a parada cardíaca

Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation

Most cardiac arrest (CA) survivors experience varying degrees of neurologic deficits. To understand the mechanisms that underpin CA-induced brain injury and, subsequently, develop effective treatments, experimental CA research is essential. To this end, a few mouse CA models have been established. In most of these models, the mice are placed in the supine position in order to perform chest compression for cardiopulmonary resuscitation (CPR). However, this resuscitation procedure makes the real-time imaging/monitoring of brain physiology during CA and resuscitation challenging. To obtain such critical knowledge, the present protocol presents a mouse asphyxia CA model that does not require the chest compression CPR step. This model allows for the study of dynamic changes in blood flow, vascular structure, electrical potentials, and brain tissue oxygen from the pre-CA baseline to early post-CA reperfusion. Importantly, this model applies to aged mice. Thus, this mouse CA model is expected to be a critical tool for deciphering the impact of CA on brain physiology.

Autor em destaque: um modelo único de camundongo de parada cardíaca induzida por asfixia 

This protocol demonstrates a unique mouse model of asphyxia cardiac arrest that does not require chest compression for resuscitation. This model is useful for monitoring and imaging the dynamics of brain physiology during cardiac arrest and resuscitation.

Modelo de Parada Cardíaca em Camundongos para Monitoramento por Imagem e Fisiologia Cerebral durante Isquemia e Ressuscitação

Most cardiac arrest (CA) survivors experience varying degrees of neurologic deficits. To understand the mechanisms that underpin CA-induced brain injury ...

Neurociência

Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence suggests that thrombolytic therapy or primary percutaneous coronary intervention (PPCI) does not prevent reperfusion injury. There is still no ideal animal model for MIRI. This study aims to improve the MIRI model in rats to make surgery easier and more feasible. A unique method for establishing MIRI is developed by using a soft tube during a key step of the ischemic period. To explore this method, thirty rats were randomly divided into three groups: sham group (n = 10); experimental model group (n = 10); and existing model group (n = 10). Findings of triphenyltetrazolium chloride staining, electrocardiography, and percent survival are compared to determine the accuracies and survival rates of the operations. Based on the study results, it has been concluded that the improved surgery method is associated with a higher survival rate, elevated ST-T segment, and larger infarct size, which is expected to mimic the pathology of MIRI better.

Myocardial ischemia-reperfusion model of rat heart is improved by using a self-made retractor, polyvinyl chloride tube, and a unique knotting method. Electrocardiogram, triphenyltetrazolium chloride and histological staining, and percent survival analysis results showed that the improved model group has higher success and survival rates than the already existing model group.

Modelo de roedor melhorado de Isquemia do Miocárdio e Lesão de Reperfusão

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...

Murino modelo de coração isolado de atordoamento do miocárdio Associated com parada cardioplégica

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Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

A confirmação da Isquemia Miocárdica e reperfusão em ratos usando Pad Superfície Eletrocardiografia

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Um modelo de roedor isquêmico de pericárdio intacto

Modelo de Parada Cardíaca em Camundongos para Monitoramento por Imagem e Fisiologia Cerebral durante Isquemia e Ressuscitação

Modelo de Parada Cardíaca em Camundongos para Monitoramento por Imagem e Fisiologia Cerebral durante Isquemia e Ressuscitação

Modelo de Parada Cardíaca em Camundongos para Monitoramento por Imagem e Fisiologia Cerebral durante Isquemia e Ressuscitação

Modelo de roedor melhorado de Isquemia do Miocárdio e Lesão de Reperfusão