Biz perfüzyon fiksasyon tekniği ile ilgili onun tavsiye Daniel Duerr teşekkür ederim.

1. Anestezi indüksiyonu <ol><li> Izofluran ile indüksiyon için, Vol 3.0 ve% 0.5 L / dk oksijen akışına buhar seti bağlı bir endüksiyon kutusuna fare koyun. </li><li> Bilinçsizlik bir tepki ve devamsızlık veya arka ayakların ön ayaklardan pedalı geri çekme refleksi neden başarısız dokunsal uyaran ile elde edilir sonra, yatar pozisyonda sıcaklık kontrollü bir ameliyat masasında fare yerleştirin. Indüksiyon kutusu üzerinden buhar bağlı bir burun konisi üzerinde anestezi koruyun. Entübasyonu kolaylaştırmak için bir 5-0 naylon sütür ile üst ön dişler sabitleyerek kafa yatırabilir. </li><li> 37 vücut çekirdek sıcaklığını korumak için rektal ısı probu yerleştirin ° C Bant ile ekstremite Fix. Sol göğüs açmak ve daha iyi kalp duyurmak için sağ bacak üzerinde sol alt bacak çapraz. </li><li> Boyun ve sol göğüs için tüy dökücü krem ​​uygulayın. 1 dakika sonra krem ​​silin. Lokal deri için povidon-iyot uygulayındezenfeksiyon. Subkutan ağrı kesici buprenorfin 0.05 mg / kg vücut ağırlığı enjekte edilir. </li><li> Küçük bir makas ile bir orta hat boyun cilt kesisi olun. Trakea kapağı bezleri ve kasları disseke künt. Vantilatör açın. Ventilatör ayarları fizyolojik parametreler ayarlanmalıdır. Biz Minivent, Hugo Sachs Elektronik, 105/min bir solunum hızı ile Harvard Apparatus ve 200 ul bir soluk hacmi kullanın. Bir forseps ile dil çekin ve bir 22 G metal tüp takın. Trakea ve göğüs hareketi içindeki tüp direkt görüntülenmesini tarafından entübasyon onaylayın. </li><li> Laboratuvar alanı bulaşmasını önlemek için gaz boru atık geçerek indüksiyon kutusunu atlamak. 2.0 Vol% için buhar ayarlayın. </li></ol> 2. Torakotomi <ol><li> Sol köprücük kemiği çizgisinde bir cilt kesisi olun. Aksilla doğru deri altı dokusu diseke künt. Başlıca pektoralis kas sınır belirleme ve küçük p onu teşrih küntectoralis kas altında. Sağ pektoralis minör kas çekin. Bu göğüs kafesinin doğrudan bir görünüm kazanacaktır. </li><li> Belirleme ve dobra dobra bir forseps ile 4&#39;ncü interkostal pentetrate. Forseps ipuçları kendinizi ameliyat masasında bağlı lastik bantlar ile ayarlanır retraktörler eklemek için izin interkostal yayılan edelim. Sol kulak dahil kalbi net bir görüş açısına sahip olmalıdır. Bu erişim genellikle elektrik koagülasyon gerek kalmadan böylece herhangi bir kan kaybı olmadan elde edilmesini. </li></ol> 3. Kalp hazırlanması <ol><li> Yavaşça kalp zarar vermeden perikard çekin. </li><li> Sol ventrikül ön duvar sol atriyal kulak off kaldırarak sol ön inen arter (LAD) tanımlayın. LAD sadece bulanık sınırlar ve damarlar ile karşılaştırıldığında parlak kırmızı renk ile kısa bir düz boyunca görülecektir. </li></ol> 4. Koroner ArterAletler <ol><li> U şeklinde içine oluşturarak konik bir iğne ucu ile 8-0 prolen sütür hazırlayın. LAD altında yeterince derin miyokard yoluyla iğne geçirin. </li><li> Her tarafında sütür 1 cm olması dikiş iğnesi sonu kesin. </li><li> Herhangi bir keskin köşeleri engelleyen bir oklüder olarak 1 mm PE-10 tüp bölümü kesti. . Tıkayıcı alkollü Dezenfeksiyon ıslattı ve kullanım Not önce dışarı dokunun izin verin: boru uygun 4 sterilize için 24 saat% 100 etanol içinde iliklerine edilmelidir. </li><li> Konu sütür hem tıkayıcı yoluyla sona erer. </li><li> Her iki dikiş üst interkostal dışarı biter yol gösterecek bir boyutu 3 Kalt dikiş iğnesi kullanın. </li></ol> 5.. Göğüs Kapanış <ol><li> Bir 6-0 prolen dikiş ile birlikte açılmış interkostal boşluğun üst ve alt ribana tie. Eğer göğüs kapatın önce 5.2 geçmek gerekir. </li><li> Açmak için bir kaç solunum devir için akciğerler Hyperinflateekspiratuar tüp sıkma tarafından atelektazi. Bu manevra, kullandığınız ventilatör türüne göre farklılık gösterebilir. Göğüs kapanıncaya kadar tidal hacmi 300 ul olarak ayarlayın. </li><li> Ventilatör tidal volüm geri 200 ul olarak ayarlayın. </li><li> Onları bir döngü oluşturmak için 8-0 LAD ligasyonu sütür her iki ucuna bağlayın. </li><li> EKG takın. </li><li> 8-0 döngü ağırlıkları bağlayın ve ağırlıkları dikkatle durmasını sağlayın. Birkaç kalp atışları içinde ST yükselmesi önemli bir görmelisiniz. . Ağırlıkları Not serbest: Bu deneyler, ağırlıkça 5.5 g, toplam kullanan, ancak ağırlığı gerginlik ve farelerin vücut ağırlığına dayalı olarak değişebilmektedir. </li><li> Subkütan cebinde döngü yerleştirin ve 6-0 tek düğüm dikişlerle deri kapatın. </li><li> Fare bir ısınma lambası altında ekstübasyon sonrası kurtarmak olsun. </li></ol> 6. Miyokard İskemi ve Reperfüzyon <ol><li> En az 5 gün arasında iyileşme süresi ketamin, xylazin karışımı ile anestezi neden sonrave atropin (4 ml / kg, ketamin 10 mg / ml, ksilazin 2 mg / ml, atropin 0.06 mg / ml, 1. </li><li> Entübe ve iskemi reperfüzyon yapılan deneyler için oda havası ile havalandırın. </li><li> Göğüs sütüre cilt açın. 8-0 sütür döngü hazırlayın. EKG takın. </li><li> Ağırlıkları bağlayın ve bunları ortada kalsın. Lütfen iskemi protokol izleyin. ST yükselmesi 2 potansiyel dağılması için EKG izleyin. </li><li> Iskemi sonunda ağırlık bırakın. Cilt kapatın, fare ekstübe ve kurtarmanızı sağlar. </li></ol> 7. Kadar 3 Days Reperfüzyon Time İnfarktı Boyutu Değerlendirmesi <ol><li> Uyuşturmak ve istenen reperfüzyon süresi sonunda fare entübe. </li><li> Xyphoid için orta hatta göğüs cilt kesin. Karın açın ve göğüs kafesi altındaki diyafram kesti. Köprücük kemiği hattının her iki tarafında açık göğüs kesin. </li><li> Kalp engelsiz erişim kazanmak için bir dikiş ile flapped göğüs ön duvarı Fix. </li><li> Dikkatlice 8-0 sütür döngü hazırlamak. Döngü kesin ve LAD tıkamak için bir düğüm. </li><li> Sol atriyum içine% 10 phthalo mavi enjekte edilir. Kardiyak volüm yükü önlemek için, yavaş yavaş boya ve zaman zaman aspire enjekte. </li><li> Sol atriyum içine potasyum klorür enjekte edilir. Bu eşit infarkt değerlendirmesi için diyastolde kalp tutuklama olacaktır. </li><li> Kalp kesme kolaylığı kadar extracardial doku mümkün bırakarak, kalp kesin. </li><li> Fosfat tampon çözeltisi içinde kalp yıkanır. </li><li> Izopentan ve sıvı azot içinde kalp dondurun. Hafifçe donmuş kadar Alternatif olarak, kalpleri bir dondurucu içine yerleştirilebilir. </li><li> 1 mm dilimler halinde kalp kesin. Biz eşit dilimler (Şekil 4) kalp kesmek için tıraş bıçakları yapılmış bir dilimleme aygıtı var. Kalp doğru kalbin uzun ekseni dik olarak kesilmiş hizalandığından emin olun. </li><li> 20 dakika boyunca 37 ° C&#39;de% 1.5 &#39;in TTC dilimleri inkübe. Biz nerede bir 96 plaka kullanabilirsinizher dilim de içine konur. Bu TTC kaydetmek ve eserler önlemek için bir Whatman filtre kullanımı kaçınmayacağız. </li><li> Bir gecede% 4 formaldehit ile dilimleri Fix. Bu kesitler, ancak küçültmek boya kontrastı olacaktır. </li><li> Bir mikroskop lamı üzerinde dilimi koyun. Başka bir slayt ile kaplayın. Slayt her sonunda 1 mm metal pullar kullanın ve ataç ile birlikte slaytlar tutun. </li><li> Her bir dilimin her iki tarafından bir dijital görüntü atın. Her zaman aynı ayarları kullanmak ve daha küçük dilimler için yakınlaştırmak yok. </li><li> Planimetri için bir yazılım kullanın. Biz NIH tarafından ImageJ kullanın. Daima enfarkte alanlar için de aynı kriterleri kullanmalısınız, örneğin sadece beyaz alanlar enfarkte edilir. Beyaz pembemsi alanlar enfarkte değildir. Biz de müdahaleler ve planimetri için araştırmacılar kör var. </li></ol> 8. Histoloji Alternatif Kalp Hazırlık <ol><li> 7.2 adımlar 7.1 izleyin. ve 8.2 geçin. TTC boyama ile güvenilir infarkt değerlendirmesi 7 içinde yapılabilirReperfüzyon nedeniyle skar büzülmesi 2 saat. </li><li> Herhangi bir extracardial doku kapalı hazırlayın ve aort kökü kaplayan timus teşrih künt. </li><li> Forseps ile aort alın ve mümkün olduğunca az ekstrakardiyak doku ile kalp kesip. </li><li> Yıkama ve kardiyoplejik çözüm yavaşça kalp sıkın. </li><li> Kardiyoplejik çözeltisi ile doldurulmuş bir p35 çanağı içine kalp yerleştirin. </li><li> Aorta hazırlayın. </li><li> Formaldehit ile doldurulmuş bir kanül ile aorta kanüle. Biz çinko-formalin fiksatif ve 24 G iv hat 3 kullanın. </li><li> Sol kulak ve sol atrium arasında bir delik kesin. </li><li> Ona bağlı bir 16 cm uzunluğunda hortum ile sol atriyum içine bir 26 G kateter yerleştirin. Ayrıca PE50 tüp kullanabilirsiniz. </li><li> Formalin fiksatif ile on dakika boyunca kalbi serpmek. </li><li> 7 ° C&#39;de 24 saat bir süre için sabitleştirici ile doldurulmuş bir tüp içine yerleştirin kalp </li><li> Hazırlık ile devamhistoloji / immünhistokimya için aration. </li></ol> 9. Temsilcisi Sonuçlar Kronik koroner arter ligasyonu birden tuzaklar karmaşık bir tekniktir. Ancak, bir kez onu çok düşük ölüm oranları ve son derece güvenilir sonuçlar ile yapılabilir hakim edilir. Fareler ve kalp erişim için en uygun konumu LAD başarılı kimlik ve enstrümantasyon için çok önemlidir. Ligasyon pozisyonu açıkça böylece standart ligasyonu site var gerektiren, infarkt etkileyecektir. Septal dallar etkilenir Ayrıca, eğer bu bir dal bloğu yerine ST yükselmesine neden olabilir. Epimyocardial damarlarından veya ventrikül kanama, ligasyon çok derin ise, oluşabilir ve kanama fazla ise farelerin ekarte edilmelidir. Perikard mümkün olduğu kadar tamamen çıkarılması gerekir. Perikard bırakmak ligasyonu için miyokard içine iğne iterek kötüleştirecektir. Ayrıca, en sonunda, perikardit neden olacaktıryapışıklıklar neden ve histolojik inceleme zorlaştıracak. PE-tıkayıcı miyokard travmanın en aza indirmek için keskin köşeler olmadan mümkün olduğunca kısa olmalıdır. Akciğerlerin hiperenflasyon göğüs kapatıldıktan sonra tansiyon pnömotoraks önlemek için kesinlikle çok önemlidir. Bir göğüs drenajı için gerek yoktur. Gerginliği çekme kontrol etmek zordur, çünkü dikiş uçlarını çekerek açık göğüs ligasyon doğru bir konumda test çıkarılmalıdır. LAD enstrümantasyon başarısız olursa bu miyokarda travma ve ödem katacak, çünkü daha girişimleri kaçınılmalıdır. Güvenilir bir sonuç elde etmek için, standart protokol parametreleri olmalıdır. Bu nedenle, fare entübe ve oda hava ve vücut sıcaklığı sıkı bir geri besleme sistemi ile kontrol edilmektedir ile ventile edilir. Asılı ağırlıkların kullanılması zaten vurgulanmıştır. Diğer çekerek cihazlar gerginlik kaybı ve standart olmayan çekerek gerilim dezavantajı var. İskemikreperfüzyon ve oklüzyon birden fazla kür öncesi ve postconditioning protokolleri daha kolay onlar sadece kaldırılması gerekir ve (Şekil 1) asılı izin çünkü ağırlıkları asılı yapılmaktadır. Infarkt alanları (beyaz) risk (kırmızı) ve riskler (mavi) (Şekil 2A-B) olmayan alanda alanları ayırt olmalıdır. Infarkt boyutları iskemi süresine bağlıdır. Reperfüzyon zaman başarılı TTC boyama (Şekil 1 ve 2) izin vermek için en az 2 saat olmalıdır. En önemlisi, sitokin RNA ifade miyokard enfarktüsü (Şekil 3A-C) uygulanan hayvanlara kıyasla iskemi ve reperfüzyon hariç tüm cerrahi işlemler vardı sham operasyonu hayvanlarda düşük. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> Şekil 1. Riski (IS / AAR%) seviyesinde alanın yüzde olarak boyutunu enfarkt. Fareler 1 takiben 30 dakika iskemi uygulandıReperfüzyon 20 dakika (I / R, n = 10). IPC: İskemik postconditioning, fareler reperfüzyon / oklüzyon 20 sn her 3 kür takiben iskemi 30 dakika uygulandı (n = 6, * p &lt;0.05 belirtir). <img alt="Şekil 2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> Şekil 2A. Temsilcisi TTC-lekeli kalp dilim. Beyaz: Kırmızı infarkt alanı, alanı: risk, Mavi: non-tıkalı alanı. <img alt="Şekil 2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> Şekil 2B. Enfarkte (beyaz) alanı Temsilcisi dilim. Apekse sol ventrikül yakın konik şekli nedeniyle, epimyocard düzlem alanı olarak belirecek ve planimetrik ölçümü (mavi / pembe dış alanı) için dikkate alınması gerektiğini unutmayın. Kırmızı = TTC canlı miyokard boyandı. <img alt="Şekil 3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> Şekil 3A. Benim açısından önemli bir fark30 dakika iskemi ve 120 dakika sonra, reperfüzyon ocardial TNF-α mRNA ekspresyonu. n grup başına = 4-6. <img alt="Şekil 3B," src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> Şekil 3B. Miyokard IL-1β mRNA 30 dakika iskemi ve 120 dakika reperfüzyon (I / R) sonra. Anlamlı kontrol arasındaki fark (hiçbir cerrahi) ve grup (hayır iskemi / reperfüzyon) Yalancı operasyon var. n grup başına = 4-6, * p &lt;0.05 gösterir. <img alt="Şekil 3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> Şekil 3C. Miyokard IL-6 30 dakika iskemi sonrası mRNA ve 120 dakika reperfüzyon (I / R). Anlamlı kontrol arasındaki fark (hiçbir cerrahi) ve grup (hayır iskemi / reperfüzyon) Yalancı operasyon var. n grup başına = 4-6, * p &lt;0.05 gösterir. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> Şekil 4A-C. Heart cihaz kesme. A: kesim pozisyonu tıraş bıçağı ile kapatılır. B: açık, yandan görünüm. C: açık, ön görünüm. Kalp tıraş bıçakları (ok) uzun ekseni dik olan beyaz plastik yatak oluk hizalanır.

<ol>
	<li>Lim, S. Y., Davidson, S. M., Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preconditioning+and+postconditioning:+the+essential+role+of+the+mitochondrial+permeability+transition+pore.">Preconditioning and postconditioning: the essential role of the mitochondrial permeability transition pore.</a> Cardiovasc. Res. 75, 530-535 (2007).</li><li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Hanging+Weight+System+for+Coronary+Artery+Occlusion+in+Mice.">Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice.</a> J. Vis. Exp. (50), e2526 (2011).</li><li>Michael, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+and+remodeling+in+mice:+effect+of+reperfusion.">Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion.</a> Am. J. Physiol. 277, H660-H668 (1999).</li><li>Nossuli, T. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chronic+mouse+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion:+essential+in+cytokine+studies+52.">A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies 52.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 278, H1049-H1055 (2000).</li><li>Irwin, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+expression+and+immunolocalization+of+tumor+necrosis+factor-alpha+in+postinfarction+dysfunctional+myocardium+846.">Tissue expression and immunolocalization of tumor necrosis factor-alpha in postinfarction dysfunctional myocardium 846.</a> Circulation. 99, 1492-1498 (1999).</li><li>Michael, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creatine+kinase+and+phosphorylase+in+cardiac+lymph:+coronary+occlusion+and+reperfusion.">Creatine kinase and phosphorylase in cardiac lymph: coronary occlusion and reperfusion.</a> Am. J. Physiol. 248, 350-359 (1985).</li><li>Tonkovic-Capin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+cardioprotection+by+isoflurane:+role+of+K(ATP)+channels+765.">Delayed cardioprotection by isoflurane: role of K(ATP) channels 765.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 283, H61-H68 (2002).</li><li>Tsutsumi, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+caveolin-3+and+glucose+transporter-4+in+isoflurane-induced+delayed+cardiac+protection.">Role of caveolin-3 and glucose transporter-4 in isoflurane-induced delayed cardiac protection.</a> Anesthesiology. 112, 1136-1145 (2010).</li><li>Benedict, P. E., Benedict, M. B., Su, T. P., Bolling, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opiate+drugs+and+delta-receptor-mediated+myocardial+protection.">Opiate drugs and delta-receptor-mediated myocardial protection.</a> Circulation. 100, II357-II360 (1999).</li><li>Ren, X., Wang, Y., Jones, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TNF-alpha+is+required+for+late+ischemic+preconditioning+but+not+for+remote+preconditioning+of+trauma.">TNF-alpha is required for late ischemic preconditioning but not for remote preconditioning of trauma.</a> J. Surg. Res. 121, 120-129 (2004).</li><li>Andrassy, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-mobility+group+box-1+in+ischemia-reperfusion+injury+of+the+heart.">High-mobility group box-1 in ischemia-reperfusion injury of the heart.</a> Circulation. 117, 3216-3226 (2008).</li><li>Kim, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+heat+shock+protein+60,+cardiac+myocytes,+and+apoptosis.">Extracellular heat shock protein 60, cardiac myocytes, and apoptosis.</a> Circ. Res. 105, 1186-1195 (2009).</li><li>Lin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HSP60+in+heart+failure:+abnormal+distribution+and+role+in+cardiac+myocyte+apoptosis.">HSP60 in heart failure: abnormal distribution and role in cardiac myocyte apoptosis.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 293, 2238-2247 (2007).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Biz sol yanal interkostal torakotomi yoluyla kalbe erişim ve sol köprücük kemiği çizgisinde göğüs LAD sütür dışarı önde gelen bir fare kapalı göğüs modeli değiştirdiniz. Kemikli göğüs kafesi zedelemeden, travmanın en aza indirmek, böylece ağrı kesiciler, cerrahi alan enfeksiyonu ve ihtiyacı, kurtarma kolaylaştıracaktır. Sol iç memeliye arter koruyarak elektrokoter için bir ihtiyaç vardır. Daha sonra kolay erişim için subkutan dokuda sütür döngü terk ve tanımlanmış bir oklüzy...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif Adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td></tr><tr><td> Buhar </td><td> Drägerwerk AG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td> Mikroskop </td><td> Leica </td><td> M80 </td></tr><tr><td> Işık kaynağı </td><td> Schott </td><td> KL 1500 LCD </td></tr><tr><td> Sıcakkanlı Battaniye Kontrol Ünitesi </td><td> Harvard Apparatus </td><td></td></tr><tr><td> MiniVent Tipi 845 </td><td> Hugo Sachs Elektronik </td><td></td></tr><tr><td> 8-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV130-5 6.5mm 3/8c </td></tr><tr><td> 6-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV-1 9.3 mm 3/8c </td></tr><tr><td> Kalt dikiş iğnesi boyutu 3 </td><td> FST </td><td> 12050-03 </td></tr><tr><td> Triphenyltetrazolium </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 93145 </td&gt; </tr><tr><td> Phthalo mavi </td><td> Heucotech LTD </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

Koroner ligasyon açık göğüs modellerinde torakotomi ile cerrahi travma ve iskemi reperfüzyon yer alan farklı mekanizmalar değiştiren bir bağışıklık yanıtı indükler. İmmün yanıt sitokin salınımını ve immün reseptörlerin endojen ligand serbest bırakılması veya salgı içerir. Doğal bağışıklığın aktivasyonu potansiyel infarkt modüle olabilir. Biz miyokard öncesi ve postconditioning ve iskemi ve reperfüzyon sırasında bağışıklık rolünü incelemek için yararlı olabilir asılı ağırlıklar kullanarak mevcut bir fare kapalı göğüs modeli değiştirdiniz. Bu model hayvan miyokard iskemi başlangıcından önce cerrahi travma gelen geri verir. Uçucu anestezikler yoğun olarak çalışılmış ve iskemik kalp için kendi önkoşullaması etkisi iyi bilinmektedir. Ancak, bu koruyucu etkisi koroner arter ligasyonu açık göğüs modellerinde kullanımını engellemektedir. Bu nedenle, bir başka avantajı th kullanılması olabilirKronik bir kapalı göğüs model araçları için e iyi kontrol edilebilen uçucu anesteziklerin, kendi önkoşullaması etkisi 72 saat kadar sürer bu yana. Intermitan iskemi ve birden fazla hit modelleri ile kronik kalp hastalıkları bu modelin diğer olası uygulamaları vardır. Kronik kapalı göğüs modeli için, entübe ve havalandırılmış fareler 4. interkostal üzeri yanal künt torakotomiye. Bir ligatür sol ön inen ve ardından kimlik geminin altına geçirilir ve her iki sütür ucu bir oklüder ile diziliyor. Ondan sonra iki sütür ucu bir döngü oluşturmak için düğümlenmiş göğüs duvarının üzerinden geçen ve deri altı doku kalır. Göğüs kapatılması ve 5 gün boyunca kurtarma sonra, fareler tekrar anestezi, göğüs deri tekrar açılır ve asılı ağırlıklar EKG kontrolü altında döngü bağladım edilir. Iskemi / reperfüzyon protokolünün sonunda, kalp enfarktüsü için TTC ile boyanmış edilebilirboyutu değerlendirmesi veya histoloji ve immünhistokimya yanında morfometrik çalışmaların izin perfüzyon fiksasyon uğrarlar.

Watch this Scientific Journal Video about A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion at JoVE.com

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Cerrahi travma inflamatuvar yanıt indükler. Sitokinler ve endojen ligand iskemi ve reperfüzyon sonrası miyokard infarkt modüle bilinmektedir. Biz torakotomi etkilerini en aza indirmek için asılı ağırlıklar kullanılarak murin iskemi ve reperfüzyon değiştirilmiş bir kapalı göğüs modeli sunuyoruz.

Miyokard İskemi ve Reperfüzyon bir Mürin Kapalı göğüs Modeli

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

a-murine-closed-chest-model-of-myocardial-ischemia-and-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K Görüntüleme.  University of Bonn, Germany. Cerrahi travma inflamatuvar yanıt indükler. Sitokinler ve endojen ligand iskemi ve reperfüzyon sonrası miyokard infarkt modüle bilinmektedir. Biz torakotomi etkilerini en aza indirmek için asılı ağırlıklar kullanılarak murin iskemi ve reperfüzyon değiştirilmiş bir kapalı göğüs modeli sunuyoruz.

Video: A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermik Kardiyak Arrest ve Kardiyopulmoner Resusitasyon: İskemi-Reperfüzyon Hasarı Fare Modeli

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Tıp

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Spinal Kord İskemi-reperfüzyon bir Mürin Modelinde Torasik Aort Tıkanıklığı tarafından tekrarlanabilir Parapleji

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Sol ön inen arter ligasyonu ile Miyokard İskemi-reperfüzyon Hasarı bir fare modeli

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Konvansiyonel Kapalı göğüs Tekniği ile Rat Ventriküler Fibrilasyon Modeli ve Resüsitasyon

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Bağırsak İskemi-reperfüzyon Hasarı Murin Modeli

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Yüzey Pad Elektrokardiyografi kullanılması Farelerde Miyokard İskemi ve Reperfüzyon Hasarı Onayı

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Kapalı göğüs domuz miyokard infarktüsü manken standardizasyon doku ve kan örnekleme prosedürleri tarafından geliştirilmesi

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Transvers aort daralma farelerde ikna etmek için kapalı-göğüs manken

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Farelerde miyokardiyal Iskemi reperfüzyon sonrası koroner akış rezervi değerlendirilmesi

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Bir Murine Modelinde İskemi Reperfüzyon Yaralanması Sonrası Kök Hücrelerin Gecikmiş İntramiyokardiyal Teslimi

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...