NOTE: Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité pour les Animaux institutionnel Lifespan soin et l&#39;utilisation et tous les animaux et les procédures selon le Guide du Conseil national de recherche pour les soins et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire 10. 1. Fabrication et Balloon ventriculaire gauche surveillance de la pression Circuit <ol><li> Construire ballons LV selon Miller et al. 11 Dans un bêcher avec une barre d&#39;agitation, mélanger 9,5 ml d&#39;eau distillée, 14,2 ml de sirop de maïs léger et 33,8 g de saccharose, et de la chaleur sur une plaque chaude, mélanger jusqu&#39;à ce que le sucre soit dissous . Continuer solution de chauffage jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne environ 150 ºC. NOTE: De nombreuses méthodes existent pour construire des ballons BT y compris la modification de conseils de préservatifs et la construction de film étirable 9,12. Nous trouvons la méthode ci-dessus pour être relativement facile de construire des ballons sans fuite, mais un avantage de cling ballons de films comprend la caractérisation précédente pour fré appropriéerelations cy-réponse 9. </li><li> Casser brins de spaghetti secs en morceaux d&#39;environ 5 cm de longueur et tremper un côté de chaque morceau d&#39;environ 1 cm de profondeur dans la solution de sucre et retirer lentement. </li><li> Placez l&#39;extrémité sèche de la bande de pâte dans un bloc de mousse de polystyrène et de suspendre ainsi le mélange de sucre dégouline et forme un moule en forme de larme. Laissez O / N dans un dessiccateur de sorte que le moule durcit. </li><li> Le lendemain, tremper les moules en gel de dispersion de silicone. Placez brins de pâtes de nouveau dans polystyrène bloc de mousse et le placer dans le four aa 37 ºC pendant 2 heures ou jusqu&#39;à ce que sec. Répétez cette étape une fois de plus donc deux couches de silicone sont appliqués. </li><li> Une fois sec, le placer dans l&#39;eau pendant plusieurs heures pour aider à l&#39;enlèvement de ballon du moule. des ballons de magasins dans une solution de l&#39;azide de sodium à 0,02%. </li><li> Utilisez une collecte de sang de 23 G mis à produire une canule à ballonnet personnalisé en coupant une aiguille pour créer une pointe émoussée et en plaçant des encoches dans l&#39;aiguille. </li><li> Branchez le tuyau à une pression transproducteur et rincer avec de l&#39;eau tout en gardant un tube et la canule complètement immergés pour empêcher l&#39;air de pénétrer dans le système. Placez un ballon qui a été rempli avec de l&#39;eau sur la canule et utiliser 2-0 sutures de soie à nouer sur la canule. ballon d&#39;essai par la capacité à maintenir la pression (~ 100 mmHg pour au moins 1 heure) </li></ol> 2. Préparation du système de perfusion isolée Coeur <ol><li> Initialement, laver et réchauffer le système. Tourner sur un circulateur d&#39;eau chaude 37 ºC de bain qui a été relié à l&#39;appareil de Langendorff, et remplir le réservoir tampon avec de l&#39;eau distillée. Branchez un nouveau filtre en fibre de verre pour tubes circulant dans l&#39;appareil et tourner sur la pompe à débusquer le système. Pendant le temps de préparation, de surveiller la température de l&#39;eau expulsée à partir du bloc de Langendorff en utilisant une sonde de température, pour faire en sorte que le bain d&#39;eau est réglée avec précision. Aussi, tourner sur un circulateur réfrigérée et mettre à 20 ºC qui sera utilisé lors de l&#39;arrestation cardioplégique du cœur. </li><li> JEn attendant préparer les solutions suivantes. Préparer une L de solution de cardioplégie (NaCl 110 mM, KCl 16 mM, 16 mM de MgCl2, 1,5 mM de CaCl2, 10 mM de NaHCO 3) et le filtre. Aussi, préparer 2 L de KHB (NaCl 118 mM, 4,8 mM de KCl, 1,2 mM KH 2 PO 4, 1,7 mM MgSO 4, 2 mM de Na-pyruvate, le dextrose 6 mM, 24,9 mM NaHCO 3 (pré-aéré avec du CO 2) , 1,4 mM de CaCl2 (ajoutée dernière). Une fois dissous, éliminer les précipités par filtration dans un flacon en utilisant un verre de 5 um entonnoir fritte. Mettre un peu dans un petit plat sur ​​la glace pour être utilisé lors de la chirurgie et de l&#39;isolement. </li><li> Oxygéner le liquide de perfusion (KHB) avec 95% O 2/5% CO 2 pendant au moins 30 min avant utilisation. Système Perfuse Langendorff avec KHB pour enlever l&#39;eau restant dans le système et le tampon réservoir. Pour les souris, régler la vitesse de la pompe initiale à ~ 2,0 ml / min. Placez 2-0 et 4-0 sutures de soie près de perfusion canule. Faire fonctionner la pompe jusqu&#39;à ce que le tube et l&#39;appareil sont remplis d&#39;esprith de perfusion et d&#39;assurer la strup bulle est rempli de liquide de perfusion. NOTE: Pour de longues périodes de perfusion et de la fonction stable, il est fortement recommandé d&#39;installer un filtre en fibre de verre en ligne (~ 1 pm) dans le circuit de perfusion pour collecter les précipités qui pourraient former des caillots dans le cœur </li></ol> 3. Chirurgie Souris 3.1) Souris anesthésie et de Manutention <ol><li> Préparer seringue avec la dose anesthésique de 80 mg / kg de kétamine et 5 mg / ml de xylazine mélange, et ajouter une solution saline stérile à 0,9% pour élever le volume à 0,2 ml. Injecter IP héparine (50 pl de 1 000 U / ml de solution). </li><li> Placez la souris dans le contenant de transport (~ 10-20 min) et attendre de lui faire perdre la conscience que l&#39;héparine prend effet. Périodiquement faire une pincée de pointe pour surveiller réflexe de la douleur. </li></ol> 3.2) Retirez le coeur <ol><li> Une fois que la souris est totalement inconscient et ne réagit pas à pincement de l&#39;orteil, le fixer sur une table d&#39;opération approprié à l&#39;aide des broches ou 25 G<html> embouts de seringue à travers les extrémités. Effectuez une thoracotomie pour exposer le coeur. Couper un petit trou juste en dessous du sternum et d&#39;étendre la coupe sur les côtés de la souris en évitant le diaphragme. </li><li> Couper rapidement le diaphragme et puis couper rapidement sur les côtés de la cage thoracique. Retourner en arrière de la cage thoracique comme une coquille de palourde pour exposer la cavité thoracique. Saisissez doucement le cœur, placer des ciseaux en dessous et retirez le cœur. NOTE: Il est essentiel d&#39;éliminer rapidement le coeur une fois qu&#39;il est exposé dans la cavité thoracique et les poumons ne sont pas fonctionnelles. </li></ol> 3.3) Nettoyez le cœur <ol><li> Placez le coeur dans le plat contenant de la glace KHB froid et couper les gros morceaux de tissu pulmonaire attachés. Utilisez une pince pour ramasser le cœur et localiser l&#39;aorte. Pressez doucement le cœur et rechercher tout sang qui apparaît, comme cela devrait être l&#39;extrémité ouverte de l&#39;aorte. Utilisez des pinces fines de pointe pour maintenir le coeur par l&#39;extrémité ouverte de l&#39;aorte. </li></ol>e &quot;&gt; 4. Montage du Coeur, à partir de perfusion, et en plaçant le ballon 4.1) Montage et cannulating Cœur <ol><li> Avant de transporter le cœur de l&#39;appareil de Langendorff, tourner sur la pompe veiller à ce que la pression de perfusion est faible (~ 20 mmHg). Maintenez le cœur par l&#39;aorte juste sous la canule. Utilisation d&#39;un autre ensemble de fines pinces de pointe, ouvrir avec précaution l&#39;aorte et faites glisser cardiaque sur la canule. Maintenez-le en place avec un jeu de pinces et ensuite utiliser un soft clip tranchant pour fixer temporairement à canule. NOTE: le montage rapidement le cœur de la canule de perfusion est critique pour une bonne préparation. Avec l&#39;expérience, les procédures de l&#39;ouverture de la cavité thoracique jusqu&#39;à ce que le montage du cœur devraient prendre entre 1 et 2 min. </li><li> Attachez et initier perfusion comme suit, en utilisant 4-0 suture de soie aorte sécurisé à la canule directement sous le clip. Vérifiez que la cravate est également autour de la canule aortique en métal, donc l&#39;aorte ne soit pas liée au large lors du serragele noeud. Une fois un match nul est fermement placé, retirer le clip. </li><li> Utilisez des sutures en soie supplémentaires pour fixer l&#39;aorte en toute sécurité à la canule en veillant à attacher sous les branches des vaisseaux qui peuvent être à venir l&#39;aorte. Ceux-ci peuvent souvent être repérés par les fuites de perfusion ou le tir à partir de l&#39;aorte. NOTE: Durant les étapes initiales de la perfusion artérielle doit être lavait du cœur et l&#39;ensemble du coeur devrait apparaître une couleur rose tendre. Décolorations sombres qui ne lavent indiquent les zones ischémiques probablement due à des embolies ou caillots air et le coeur ne doit pas être utilisé. </li></ol> 4.2) Établir perfusion et LVP mesure <ol><li> Lentement augmenter la pression de perfusion et d&#39;augmenter la vitesse de la pompe jusqu&#39;à ce que la pression de perfusion atteint 70 mmHg. NOTE: pressions de perfusion standard pour perfusion de la souris peuvent être 70-90 mmHg, mais doit être maintenue constante d&#39;un animal à l&#39;intérieur d&#39;une expérience. </li><li> Nettoyez le tissu restant (poumon, thyroïde, etc.) Qui peut encore être fixé à cœur. Utilisez des ciseaux pour couper les oreillettes gauche afin de créer une ouverture dans le ventricule gauche. </li><li> Placez le ballon sur le support et dégonfler. Positionner la canule à ballonnet à proximité de la canule aortique, directement au-dessus de l&#39;ouverture dans le ventricule gauche. Insérez soigneusement ballon vers le bas dans le ventricule gauche tout en maintenant le cœur en place pour l&#39;aorte ne se déchire pas. </li><li> Une fois qu&#39;il est en place lentement commencer à gonfler le ballon jusqu&#39;à ce que le LVEDP atteint ~ 8 mmHg. Placer la sonde de température contre le fond du coeur de sorte qu&#39;il mesure la température de l&#39;effluent. </li></ol> 4.3) Mesure Basal <ol><li> Sceller le coeur dans une chambre de perfusion de chemise d&#39;eau. Pendant ce temps perfuser constamment le cœur avec KHB, et de veiller à ce que la température continue d&#39;augmenter. Surveiller la température et régler le bain d&#39;eau en conséquence jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne environ ~ 37 ºC. NOTE: temperat surveillanceure dans les phases initiales de perfusion est essentiel que les flux coronaires et ensuite la température peut varier de cœur à cœur. Température de l&#39;effluent liquide de perfusion est surveillé pour la température souhaitée par l&#39;intermédiaire d&#39;un infarctus une sonde de température placée à l&#39;apex du cœur. En outre, en comparaison à d&#39;autres protocoles de perfusion de Langendorff, le cœur ne immergé dans CP ou KHB pendant la perfusion ou l&#39;arrestation, cela est principalement fait pour régler rapidement la température ainsi que de fournir la prestation de CP efficace sans diffusion. </li><li> Commencer à enregistrer en continu la mesure fonctionnelle en utilisant un système d&#39;acquisition de données attaché à des capteurs appropriés, y compris la pression de perfusion, la pression ventriculaire gauche (capteur de pression attaché à LVP ballon), de la température, et les paramètres électrophysiologiques (ECG, CARTE si équipé) (pièce jointe sera selon les constructeurs et spécifique pour les différents capteurs et le système d&#39;acquisition de données). Une fois que le KHB effluents atteint ~ 37 ºC pendant au moins 15<html> min et les paramètres fonctionnels cardiaques sont stables, noter le temps pour les mesures de base. NOTE: critères d&#39;inclusion / exclusion sont appliqués à chaque cœur. Un LVDP de &lt;60 mmHg à base indique un cœur qui doit être supprimé à partir de l&#39;analyse. En outre, le débit coronaire&gt; 4,5 ml / min, ou de l&#39;incapacité à maintenir la pression de perfusion au départ indique probablement une fuite ou l&#39;aorte déchirée. Aussi des cœurs qui ont des zones claires ischémiques peuvent être confirmés visuellement (c.-à-caillot) ou des réductions d&#39;ischémie-associé exposition de la fonction cardiaque (par exemple, l&#39;augmentation LVEDP, extrêmement arythmique) sont retirés de l&#39;analyse. </li><li> Mesurer le débit coronaire via la collecte de l&#39;effluent coronaire dans une éprouvette graduée pendant 1 min. Fermez la chambre et laisser fonctionner la température et de revenir aux valeurs de base. Alternativement mesurer le débit coronaire en continu dans la ligne de perfusion via une sonde d&#39;écoulement placé après le circuit de décharge de pression. </li></ol>&quot;&gt; 5. Initiatrice cardioplégique arrestation <ol><li> Placer 100 ml de tampon de cardioplégie froide dans un autre réservoir, et. transférer la canule KHB réservoir vers le réservoir de cardioplégie. </li><li> Détachez le boîtier de chemise d&#39;eau et le circuit de réchauffement de perfusion du bain d&#39;eau chaude et de vous connecter à l&#39;aide de tubes circulateur réfrigérée raccords rapides. Utilisez chauffage et de refroidissement circulateurs séparés pour permettre des changements rapides de température du cœur et de perfusion. </li><li> Suivez la bulle d&#39;air qui obtient introduit dans le tube pendant l&#39;interrupteur, et une fois qu&#39;il atteint près du coeur isolé commencer le calendrier de cardioplégie. Livrer cardioplégie pendant 2 min. Après la dose initiale arrêter la pompe. Assurez-vous d&#39;arrêter le coeur en diastole et être proche de la température de CP souhaité. NOTE: Un piège à bulles suffisante est nécessaire pour éviter les embolies d&#39;air dans le cœur. Alternativement, un système de livraison pour les deux réservoirs commutés par un robinet d&#39;arrêt peut être facilement construit, mais nous trouvons suivreing la petite bulle d&#39;air qui est introduit lorsque l&#39;échange de la canule entre réservoirs, une méthode facile de la prestation de CP de synchronisation donnée vitesses de pompe potentiellement différents entre expériences (c., en raison de la souris / rat, la pression de perfusion, la résistance du filtre, etc.) </li><li> Garder le coeur en cardioplégie pendant 2 h à ~ 20 ° C. Chaque demi-heure au cours de CP tourner la pompe en marche pendant 1 min donc une autre dose est administrée. REMARQUE: des doses intermittentes de CP toutes les 30 min dans les résultats de la déficience fonctionnelle du cœur sans nécrose du tissu. Des périodes plus longues entre les doses de CP (à savoir,&gt; 45 min) peuvent aboutir à une nécrose et contracture ischémique et serait plus approprié pour un modèle de lésion nécrotique associée à l&#39;ischémie non protégés. </li></ol> 6. reperfusion <ol><li> A la fin du CP, transférer la canule du réservoir vers le KHB oxygéné. Connecter les circuits de contrôle de la température du circulateur de chauffage et tourner la pompeà commencer reperfusion. À ce stade de la cardioplégie délave, observer la montée en température et le cœur commence à battre de nouveau après 2-4 min de reperfusion. Quand le cœur commence le battement de coeur est lent et souvent arythmique. NOTE: Il est généralement pas une forte hausse diastolique LVP (c.-à-≤10 hausse mmHg) qui est souvent caractéristique des modèles d&#39;ischémie pures. Arythmies peuvent persister bien dans reperfusion et parfois le cœur devront être défibrillation. Ceci peut être obtenu avec l&#39;utilisation d&#39;un ensemble de stimulateur à des tensions plus élevées (~ 10 à 50 V) et des électrodes placées à la base et l&#39;apex du cœur. </li><li> Laisser le cœur à la reperfusion pendant 30 minutes, et pendant cette période de temps de prendre des mesures de débit coronaires que nécessaire. Mesurer le flux coronarien en recueillant l&#39;effluent avec une éprouvette graduée pour 30-60 sec. </li></ol> 7. Collecte des tissus <ol><li> Dégonfler le ballon et le retirer du ventricule gauche. Prenez le cœur au large de lacanule et le peser. Dans des expériences initiales, au moins une tranche transversale du cœur doit être prise et TTC teinté d&#39;évaluer la nécrose de veiller à ce que le coeur est libre de toute blessure nécrotique. </li><li> Recueillir tranches cardiaques pour les études de microscopie, poids humide / sec, etc. Le reste ou tout cœur doivent être congelés rapidement en plaçant dans l&#39;azote liquide. Magasin coeurs congelés dans un congélateur -80 ºC. NOTE: Pour la mesure des composés de phosphate de haute énergie (c.-à-ATP, créatine phosphate), le cœur doit être congelé immédiatement. </li></ol>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

Les détails du protocole méthodes précédentes pour évaluer la sidération myocardique secondaire à l&#39;ischémie globale liée à l&#39;arrêt cardioplégique. Dans nos mains ce protocole produit une participation d&#39;environ ~ 40% de réduction de la fonction cardiaque (LVDP, +/- dP / dt) avec des changements minimes de la fréquence cardiaque à la post-reperfusion point de temps de 30 min. Comme le cœur est reperfusé et réchauffé tous les paramètres de la fonction cardiaque sont réduits à des points ...

La sidération myocardique est défini comme une activité contractile réduite réversibles malgré la restauration du flux sanguin adéquat après une brève période d&#39;ischémie ou de longues périodes de lésions ischémiques avec cardioprotection 1,2,3,4,5. La méthode présentée est spécifiquement utilisé pour modéliser insultes ischémiques cliniquement pertinentes qui peuvent entraîner des troubles réversibles de la fonction contractile (ie, accidents ischémiques associés à la chirurgie cardiaque en utilisant un arrêt cardioplégique, de brèves périodes d&#39;ischémie, l&#39;angine de poitrine, etc.). Contrairement aux études d&#39;ischémie graves (infarctus du myocarde, la nécrose) ce protocole a été développé pour évaluer la récupération fonctionnelle du myocarde et cardioprotection sans lésion tissulaire, la rénovation, et la mort cellulaire. La majorité de l&#39;article discute un protocole d&#39;arrêt cardioplégique standard avec des éléments similaires à une chirurgie cardiaque en utilisant l&#39;hypothermie et la livraison de cardioplégie intermittente. Prot myocardeection pendant la majorité des chirurgies cardiaques repose sur cardioplégie et la circulation extracorporelle. Bien cardioplégie (CP) des solutions et des stratégies varient largement (sang, cristalloïde, froid, chaud, etc.) les éléments les plus communs sont: 1) l&#39;hyperkaliémie et / ou d&#39;autres stratégies pour arrêter le coeur en diastole, limitant ainsi l&#39;utilisation de l&#39;énergie résultant de la contraction myocardique, et 2) l&#39;hypothermie pour ralentir le métabolisme et aider à maintenir l&#39;ATP et d&#39;autres réserves d&#39;énergie tout arrêté. Solutions de cardioplégie actuelles fournissent une protection au cœur contre les insultes ischémiques qui seraient autrement prouver mortel. Cependant, les stratégies cardioprotecteurs pendant insultes ischémiques chirurgicales ne sont pas parfaits, et la lésion ischémique légère résultante peuvent entraîner réversible dysfonction contractile cardiaque malgré un débit sanguin adéquat (sidération myocardique), l&#39;acidose, dégâts des cardiomyocytes, et les effets vasculaires, y compris la perfusion coronaire réduite et vasospasme. Ce protocole diffèreà partir de modèles d&#39;ischémie cardiaque isolés standards d&#39;évaluation infarctus du myocarde et ischémie sévère en ce qu&#39;il évalue plus douces insultes ischémiques qui peut entraîner une insuffisance cardiaque après une brève ischémie ou d&#39;accidents ischémiques associés à un arrêt cardioplégique. (Pour une revue sur les techniques de perfusion de Langendorff et I / études de R voir 6 - 8). Pour les lignes directrices générales et une analyse approfondie des paramètres expérimentaux liés à la souris coeurs isolés perfusés voir Sutherland e t al., 2003 9 La technique présentée ici Détails de l&#39;équipement nécessaire, des réactifs, des mesures, des stratégies et des conseils pour induire de manière fiable magnifique dans les cœurs de souris. Des modifications mineures sont nécessaires pour appliquer la technique à des rats. Brièvement coeurs de souris isolé de Langendorff perfusés sont environ 30 min avec un tampon physiologique de Krebs-Henseleit (KHB), suivis par un arrêt cardiaque protégé du froid par délivrance d&#39;une hypothermie hyperkaliémiqueic solution de cardioplégie. Après l&#39;arrestation, la récupération fonctionnelle cardiaque est surveillée pendant le réchauffement et la reperfusion du cœur avec KHB. Les changements dans le degré de récupération de la fonction contractile cardiaque peuvent être évaluées afin de déterminer agents cardioprotecteurs et différentes stratégies de cardioprotection.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Cardioplegia Solution (St Thomas II)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td >Symbol / Concentrations (mM)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 110</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.5</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgCL2; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 10</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Krebs-Heinslet Buffer</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 118</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 4.8</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Sulfate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgSO4; 1.7</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 24.9</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Phosphate (monobasic)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KH2PO4; 1.2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.4</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Pyruvate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>Na pyruvate; 2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glucose</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>C6H12O6; 6</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Balloon reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Corn Syrup</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Spaghetti</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicon Dispersion Gel</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >styrofoam block</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >lab oven/incubator ( 50C)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Langendorff Perfusion equipment</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isolated perfused heart sytem (IH-SR (Hugo-Sachs) or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Data acquisition system (DSI, ADinstruments or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Heated water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cooling water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Perfusion pump capable of 2-30 ml/min</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Inline perfusion filters - 1 um glass fiber</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pressure sensors and amplifiers for LVP and perfusion pressure</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small graduated cylinder (~10 mL)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small temperature probe and thermometer (Werner or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >perfusion resevoir (1L)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >cardioplegia resevoir (~200 mL)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >gas bubbler</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >95/5 O2/CO2 mix</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Surgical tools and reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metzenbaum and Potz surgical scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >two Dumont size 5 forceps</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ketamine</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >xylazine</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >heparin</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >small clamp with soft sides to hold aorta (i.e. terminal clamp with taped ends)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silk 2-0 and 4-0 sutures</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest

Le protocole suivant est d&#39;usage pour évaluer la fonction cardiaque altérée ou des insultes ischémiques modérés suivants magnifique myocarde. La technique est utile pour la modélisation de la lésion ischémique associée à de nombreux phénomène cliniquement pertinents, y compris la chirurgie cardiaque avec arrêt cardioplégique et la circulation extracorporelle, un pontage coronarien à cœur battant, la transplantation, l&#39;angine de poitrine, l&#39;ischémie brève, etc. Le protocole présente un procédé général pour modéliser hypothermique arrêt cardioplégique hyperkaliémique et la reperfusion dans le cœur de rongeurs de focalisation sur la mesure de la fonction contractile du myocarde. En bref, un coeur de la souris est perfusé en mode Langendorff, instrumenté avec un ballon intraventriculaire, et les paramètres fonctionnels cardiaques de base sont enregistrées. Après la stabilisation, le cœur est ensuite soumis à informer perfusion d&#39;une solution de cardioplégie hypothermique cardioprotecteur pour initier arrestation diastolique. Cardioplégie est livré par intermittence pendant 2 h. Le cœur est alors reperfusé et warmed à des températures normothermiques et la récupération de la fonction myocardique est surveillée. Utilisation de ce protocole les résultats de la fonction contractile cardiaque fiable déprimé exempts d&#39;attaques de brut tissu myocardique chez les rongeurs.

La figure 1 présente des résultats typiques d&#39;une expérience de la souris. LVP (ligne rouge), dP / dt (ligne verte), et la température (ligne violette) ont été continusouly enregistré plus de ~ 3 h. Les lettres indiquent un - mesure de base, b, c, d, e - la livraison de la solution de cardioplégie, f - début de la reperfusion, g, h, i, j - mesure du débit cornary pendant la reperfusion. Remarque, LVDP déprimé et dP / dt la reperfusion par rapport au scénario de référence. Figu...

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Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Murin isolé Modèle de Cœur de sidération myocardique liée à l&#39;arrêt cardioplégique

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.6K vues.  Brown University. The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Vidéo: Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Recherche

Médecine

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modèle murin de la cicatrisation

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other biologicals that enhance angio- or vasculogenesis into the infarct border zone (IBZ), tissue perfusion is improved, and the myocardium can be protected from further damage. For maximum therapeutic effect, it is hypothesized that the regenerative substance is best delivered to the IBZ. This requires accurate injections and has led to the development of new injection techniques. To validate these new techniques, we have designed a validation protocol based on myocardial tissue analysis. This protocol includes whole-heart myocardial tissue processing that enables detailed two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) analysis of the cardiac anatomy and intramyocardial injections. In a pig, myocardial infarction was created by a 90-min occlusion of the left anterior descending coronary artery. Four weeks later, a mixture of a hydrogel with superparamagnetic iron oxide particles (SPIOs) and fluorescent beads was injected in the IBZ using a minimally-invasive endocardial approach. 1 h after the injection procedure, the pig was euthanized, and the heart was excised and embedded in agarose (agar). After the solidification of the agar, magnetic resonance imaging (MRI), slicing of the heart, and fluorescence imaging were performed. After image post-processing, 3D analysis was performed to assess the IBZ targeting accuracy. This protocol provides a structured and reproducible method for the assessment of the targeting accuracy of intramyocardial injections into the IBZ. The protocol can be easily used when the processing of scar tissue and/or validation of the injection accuracy of the whole heart is desired.

This protocol describes a novel method for the 3D comparison of whole-heart myocardial tissue with MRI. This is designed for the accurate assessment of intramyocardial injections in the infarct border zone of a chronic porcine model of myocardial infarction.

3D entier coeur Myocardial analyse des tissus

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other ...

The Inverted Heart Model for Interstitial Transudate Collection from the Isolated Rat Heart

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. After isolation and retrograde perfusion of the heart according to the Langendorff technique, the heart is inverted into an upside-down position and is mechanically stabilized by a balloon catheter inserted into the left ventricle. Then, a thin latex cap &#8211; previously cast to match the average size of the rat heart &#8211; is placed over the epicardial surface. The outlet of the latex cap is connected to silicon tubing, with the distal opening 10 cm below the base level of the heart, creating slight suction. CT continuously produced on the epicardial surface is collected in ice-cooled vials for further analysis. The rate of CT formation ranged from 17 to 147 &#181;L/min (n = 14) in control and infarcted hearts, which represents 0.1-1% of the coronary venous effluent perfusate. Proteomic analysis and high performance liquid chromatography (HPLC) revealed that the collected CT contains a wide spectrum of proteins and purinergic metabolites.

This protocol describes a method to collect cardiac interstitial fluid from the isolated, perfused rat heart. To physically separate interstitial transudate from coronary venous effluent perfusate, the Langendorff perfused heart is inverted, and the transudate (interstitial fluid) formed on the cardiac surface is collected using a soft latex cap.

Le modèle de coeur inversé pour la collecte de transudat interstitielle à partir du coeur de rat isolé

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

Établissement d’un modèle porcin d’insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique pour le traitement des cellules souches

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization and cardiovascular drugs, a significant proportion of patients develop pathological left-ventricular remodeling and progressive heart failure following MI. Therefore, new therapeutic options, such as cellular and gene therapies, among others, have been developed to repair and regenerate injured myocardium. In this context, animal models of MI are crucial in exploring the safety and efficacy of these experimental therapies before clinical translation. Large animal models such as swine are preferred over smaller ones due to the high similarity of swine and human hearts in terms of coronary artery anatomy, cardiac kinetics, and the post-MI healing process. Here, we aimed to describe an MI model in pig by permanent coil deployment. Briefly, it comprises a percutaneous selective coronary artery cannulation through retrograde femoral access. Following coronary angiography, the coil is deployed at the target branch under fluoroscopic guidance. Finally, complete occlusion is confirmed by repeated coronary angiography. This approach is feasible, highly reproducible, and emulates the pathogenesis of human non-revascularized MI, avoiding the traditional open-chest surgery and the subsequent postoperative inflammation. Depending on the time of follow-up, the technique is suitable for acute, sub-acute, or chronic MI models.

Myocardial infarction (MI) animal models that emulate the natural process of the disease in humans are crucial to understanding pathophysiological mechanisms and testing the safety and efficacy of new emergent therapies. Here, we describe an MI swine model created by deploying a percutaneous embolization coil.

Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...

Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or regenerative strategies. An essential component of drug development is determining how a novel therapeutic is to be administered. Physiologically relevant large animal models are of critical importance in assessing the feasibility and efficacy of various therapeutic delivery strategies. Due to their similarities to humans in cardiovascular physiology, coronary vascular anatomy, and heart weight to body weight ratio, swine is one of the preferred species in the preclinical evaluation of new therapies for myocardial infarction. The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. After percutaneously induced myocardial infarction, female landrace swine received treatment with novel agents through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump. The procedures employed for each technique are reproducible, resulting in reliable cardioactive drug delivery. These models can be easily adapted to suit individual study designs, and each of these delivery techniques can be used to investigate a variety of possible interventions. Therefore, these methods are a useful tool for translational scientists pursuing novel biological approaches in cardiac repair following myocardial infarction.

The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. Female landrace swine received treatment through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump.