Name: administering and detecting protein marks on arthropods for dispersal research
Uploaded: 2016-01-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research at JoVE.com

Harçlar Tarım ve Gıda Araştırmaları Girişimi Rekabetçi Grant hayır, kısmen, USDA CRIS 5347-22620-021-00D tarafından sağlandı ve. Gıda ve Tarım USDA Ulusal Enstitüsü 2011-67009-30141. Biz Johanna Nassif teknik destek için müteşekkiriz. Biz de Şekil 3&#39;te kullanılan resimlerin bazılarını sağlamak için Paul Baker, David Horton, Diego Nieto ve Frances Sivakoff teşekkür ederiz.

1. İç Mark, Tutma ve Algılama Prosedürü <ol><li> İç işaretleme prosedürü <ol><li> Yapay diyet veya alanından yetiştirilen bir laboratuvar kolonisinden (n 100 bireyleri ≈) ilgi böcekleri toplamak ve iki temiz yetiştirme kapları bölün. </li><li> Kapların birine düzenli bir 20 ml&#39;lik diyet paketi (işaretsiz negatif kontrol tedavisi) yerleştirin. , 1.0 mg / ml tavuk IgG / IgY çözeltisi 1.0 ml ile ikinci 20 mi yapay bir diyet paket Supplement iyice karıştırın ve başka bir kap içine koyun. Not: ilgi böcek yapay diyet yoksa işaretleyiniz veya normalde (örn, yeşil fasulye, güve yumurtaları, su, şeker, bal) üzerine sürekli ne olursa olsun diyet yerleştirilebilir. </li><li> Böcekler 24 saat onların beslenme etkinliğini sürdürmek için izin verin. </li></ol></li><li> İç işareti tutma işlemi <ol><li> Her kaptan diyet paketlerini çıkarın ve w böcekler kaynağıBaşka bir besin kaynağı i deney (örneğin, yeşil fasulye) süresi boyunca onları sürdürmek. </li><li> Günlük olarak (veya arzu edilen herhangi bir zaman aralığı) her tedavi için bir böcek kohort (n = 20) toplamak ve -20 ° C &#39;de hemen dondurma. </li></ol></li><li> Sandviç ELISA prosedürü <ol><li> 1 seyreltilmiş tavşan anti-tavşan IgY birincil antikor 50 ul ekle Tris 500 temiz bir ELISA mikrolevhamn her çukuruna tuz (TBS) tampon ve RT (not 1 saat en az inkübe: mikro de inkübe edilebilir, O / N), 4 ° C&#39;de ilave edildi. </li><li> Plaka antikorun atın ve 30 dakika boyunca% 1.0 yağsız kuru süt çözeltisi 300 ul her bir blok. </li><li> Önceki İnkübasyon beklerken, TBS 1,0 ml ile ayrı ayrı 1,6 ml mikrosantrifüj tüpleri içinde dondurulmuş böcek yerleştirin. </li><li> İyice homojenize edilene kadar temiz bir havan tokmağı ile her bir böcek öğütün ve ELISA iyi bir birey için her numunenin 100 ulplaka. Numuneler 1 saat boyunca oda sıcaklığında inkübe olmasına izin verin. </li><li> Her ELISA plakasının ilk sütunda kuyulara 100 (TBS yumurta akı) negatif (TBS sadece) ve pozitif ul kontrolleri ekleyin. Ayrıca, her bir plakanın (Şekil 1) son sütununda 8 kuyu olumsuz böcek denetimleri (işaretsiz böcekler) 100 ul ekleyin. Kontrol numuneleri, 1 saat boyunca oda sıcaklığında inkübe olmasına izin verin. Şekil 1&#39;de verilen şablon bizim standartlaşmış deneyleri için kullanmak şablon olduğunu unutmayın. Kuyularda örneklerin yerleştirme araştırmacı takdirine kalmıştır. </li><li> Her bir oyuk, fosfat tamponlu tuzlu su (PBS) ile üç kez -tween yıkayın ve daha sonra tavşan anti-tavşan IgG / IgY yaban turpu peroksidaz ile konjuge 1 seyreltilmiş 50 ul: 10.000,% 1 süt çözeltisi ve oda sıcaklığında 1 saat süreyle inkübe edin. </li><li> PBS-Tween ile, her oyuğa üç kez yıkayın ve her bir tetrametilbenzidin (TMB) substrat 50 ul ekle. </li><li> 10 dakika sonra, kuyunun okunması650 nm dalga boyuna ayarlanmış bir mikroplaka spektrofotometre ile. </li></ol></li></ol><img alt="figür 1" src="/files/ftp_upload/53693/53693fig1.jpg" /> Şekil 1., tipik bir 96 için kullanılan standart bir sıra belirtme gösteren bir şematik diyagramdır ELISA mikrotablaya ilave edilmiştir. Her bir plaka, bir pozitif protein kontrolü (Pos Ctrl) bir de, özel Tris-tamponlu tuzlu su, negatif kontroller için adanmış 7 kuyu (TBS) içerir, işaretsiz (negatif) böcek kontrolleri adanmış recaptured böcekler (Numune 1 ... 80) ve 8 kuyu adanmış 80 ayrı kuyu (Neg Ctrl 1 ... 8). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53693/53693fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> 2. Dış Mark, Tutma ve Algılama Prosedürü <ol><li> Dış işaretleme işlemi <ol><li> Çevrede böcekleri toplayın (n 100 ≈2.5 cm çaplı bir deliği olan bir laboratuvar kolonisinden veya iki 1,0 litrelik plastik kaplara alan ve yerden birey) her bir kabın yan kesilerek. </li><li> Tıbbi bir nebulizer kullanılarak dH 2 O (negatif kontrol tedavisi) 1,0 ml ilk kap içinde böceklerin püskürtün. Tıbbi bir nebulizer kullanılarak tavuk yumurtası akı bir% 5.0 çözeltisinin 1.0 ml&#39;si ile ikinci kabın böcekleri püskürtün. </li><li> Standart bir laboratuvar hava çıkışına nebulizatör hortumu takın ve daha sonra kabın 2.5 cm deliğine nebulizatör ağzını yerleştirin. Nebulizatör bir buhar üretir kadar Sonra yavaş yavaş hava çıkışına açın. </li><li> Yumurta akı çözeltisi (yakl. 2-5 dakika) dağıtılan kadar (işaretleme) püskürtme devam edin. </li><li> Nebulizatörü çıkarın ve plastik kabın deliğe bir mantar yerleştirin. Çözelti tamamen kuruyana kadar böcekler oda sıcaklığında bekletin. </li></ol></li><li> Dış işareti tutma işlemi<ol><li> Işareti daha maruz kalmaktan kaçınmak için ayrı bir temiz yetiştirme kabına kuru böceklerin her tedavisini yerleştirin. </li><li> Çalışmanın süresi boyunca böcekler sürdürmek için temiz kaplarda yiyecek ve su ekleyin. </li><li> Günlük olarak her tedavi için bir böcek kohort (n = 20) toplamak ve -20 ° C &#39;de hemen dondurma. </li></ol></li><li> Dolaylı ELISA prosedürü <ol><li> Bireysel 1.6 ml mikrosantrifüj tüpler içine donmuş böcekler yerleştirin ve TBS 1.0 ml ekleyin. </li><li> 120 rpm&#39;de bir orbital çalkalayıcı sette 1 saat için numune bekletin. </li><li> Aşama 1.3.5 tarif edildiği gibi pozitif ve negatif kontroller ekleyin. </li><li> Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi nemlendirici sonra, yeni bir 96 oyuklu ELISA levhası üzerine 80 belirlenen örnek kuyu birine her bir örnek bir 100 ul tablet pipetle numune oda sıcaklığında 1 saat boyunca inkübasyona izin verin. (Not: mikro da olabilir kuluçkalanmıştır O / N 4 ° C&#39;de). </li><li> Ile wells üç kez yıkayınPBS-Tween ile yıkandı ve daha sonra% 1 de her sığır serum albümini (PBS-BSA) içeren fosfat tamponlu tuzlu su içinde 300 ul ilave edin. </li><li> Oda sıcaklığında 30 dakika sonra, PBS-Tween ile iki kez yıkanır. </li><li> Her bir oyuğa, PBS-BSA-Silwet (% 0.05) &#39;de 8.000 ve oda sıcaklığında 1 saat boyunca inkübe edilir: 1 seyreltilmiş tavşan anti-yumurta albümininin birincil antikor 50 ul ekle. </li><li> PBS-Tween ile, her oyuğa üç kez yıkayın ve daha sonra 1 seyreltilmiş bayır turbu peroksidazı ile konjüge edilmiş keçi anti-tavşan IgG&#39;si 50 ul: oda sıcaklığında 1 saat için PBS-BSA-Silwet (% 0.05) &#39;de 2000. </li><li> PBS-Tween ile, her oyuğa üç kez yıkayın ve her bir TMB substratı 50 ul ekle. </li><li> 10 dakika sonra, 650 nm dalga boyuna ayarlanmış bir mikroplaka spektrofotometre ile kuyu okuyun. </li></ol></li></ol> 3. Veri Analizi <ol><li> Fro toplanmış negatif kontroller dayanarak standart sapmayı her ELISA plaka üzerinde 8 negatif kontrol böceklerin ortalama absorbans değerini hesaplayın ve daha sonra hesaplamasım, belirli bir çalışma 12 ELISA plakalar her. </li><li> ELISA pozitif eşik değerini elde etmek için her ELISA plakası için elde edilen ortalama altı kat toplanmış standart sapmayı ekleyin. Bu değere eşit ya da daha büyük bir absorbans değeri elde herhangi bir böcek Numune, protein işareti varlığı için pozitif olduğu kabul edilir. </li></ol>

Bu yayındaki ticari adları veya ticari ürünlerin Mansiyon belirli bilgi vermek amacıyla sadece ve ABD Tarım Bakanlığı tarafından öneri veya onaylandığı anlamına gelmez. USDA bir fırsat eşitliği sağlayıcı ve işverendir.

Eklembacaklı protein immunomarking prosedürü ilk yüzyıl önce 9 neredeyse dörtte tanımlanmıştır. O zamandan beri, prosedür hem dahili ve harici uygulanan IgG / IgYs kullanarak eklembacaklıların geniş bir yelpazede dağılma modellerini incelemek için adapte edilmiştir. Bu proteinler şu ana kadar test edilen böcek türlerinin çok çeşitli kararlı işaretleri kanıtlamıştır. Ancak yukarıda belirtildiği gibi, IgG / IgYs kullanmak için önemli bir sınırlama çok pahalı olmasıdır. S...

Doğada Eklembacaklı zararlıların doğal düşmanları (parazitoit ve predatör) ve tozlayıcı hareketini izleme ekosistem hizmetlerini geliştirmek için nasıl daha iyi anlaşılması için gereklidir. Dispersal araştırma türlerinin çoğu için temel bileşeni ilgi eklembacaklıların (ler) etiketlemek için güvenilir bir yöntem yaşıyor. Malzemelerin çeşitli (örneğin, boyalar, boya, renkli tozlar, etiketler, nadir elementler, proteinler) davranışları ve diğer ekolojik etkileşimleri 1,2 beslenme, nüfus dinamikleri, dağılma yeteneklerini değerlendirmek için eklembacaklılar işaretlemek için kullanılmıştır. Herhangi bir dağıtma araştırma için kullanılan bir marker uygunluğu çalışma tipi yürütülen bağlı olacaktır. (1) mark-release-tekrar yakalama (MRR), (2) mark-yakalama ve (3) kendi kendine mark yakalama: eklembacaklılar markalama üç geniş kategorizasyonlar vardır. Mark-release-tekrar yakalama araştırma için, araştırmacı tipik Laborato kolektif eklembacaklılar işaretlerry ve bu alanda merkezi bir noktada serbest bırakır. Eklembacaklılar daha sonra farklı toplama cihazları (örneğin, süpürme, net, vakum, yapışkan tuzak) 3,4,5 kullanarak çeşitli mekansal ve zamansal aralıklarla yeniden ele alınır. Belirli işareti yerli bireylerden serbest ayırt etmek için recaptured numuneler daha sonra incelenir. Mark-yakalama araştırma için, araştırmacı genellikle alanını kullanarak sprey ekipmanı (örneğin, sırt çantası püskürtücü, bom ve meme püskürtücü) doğrudan işareti uygular. Mark-yakalama araştırma için en iyi belirteçler ucuz ve kolay artropodun yaşam uygulanır vardır. Öz-mark-yakalama araştırma için, araştırmacı genellikle eklembacaklı yem 6,7 veya yuva girişine 8 işaretleri uygular. Buna karşılık, eklembacaklıların o yuvayı çıkarken yukarı işareti karşı &quot;fırçalama&quot; tarafından dışarıdan belirgin yem veya yiyor tarafından içten kendini gösteriyor. Yukarıda zikredildiği gibi, belirteçler, çok çeşitli bize olmuştured Artropod türlerinin çeşitli etiketlemek için. Ancak, çok az bu dağılımı araştırma kategorilerinin her üçü için yararlıdır. Protein immunomarking prosedürünün geliştirilmesi böcekleri işaretlenmesi için büyük bir atılım oldu. Immunomarking artropodları bir protein etiket koyar dahili veya harici olan da, bir anti-protein belirli bir enzim bağlantılı immunosorbent tahlil (ELISA) ile saptanır. Kullanılan bu tür ilk protein belirteçlerinin tavşan immunoglobulin (IgG) ve tavuk IgG / IgY 9,10 idi. Onlar MRR ve kendini mark-yakalama araştırma (tartışma) için çok etkili işaretler olduğunu kanıtladı. Ne yazık ki, IgG / IgY proteinleri pahalı ve bu nedenle mark-yakalama araştırma ve kendini mark-yakalama araştırma türlerinin çoğu için pratik değildir. Daha sonra, ikinci nesil protein algılama ELISA&#39;lar tavuk yumurta akı (albümin), inek sütü (kazein) ve soya sütü (tripsin inhibitörü protein) içerdiği proteinler için geliştirilmiştir. Her bir deney, yüksek ölçüde duyarlı, spesifik, ve en çokDaha da önemlisi, daha az pahalı IgG / IgY proteinleri 11 daha olan proteinleri kullanılır. Bu proteinler MRR, mark-yakalama ve kendini mark-yakalama araştırma (tartışma) için etkili olduğu kanıtlanmıştır. Bu yazıda tarif ve protein işareti laboratuvar tutma çalışmaları yapmak nasıl gösterilmektedir. Bu tür çalışmalar saha dağılımı çalışmasında herhangi bir türü için gerekli olan araştırmanın ilk aşaması vardır. Araştırmacılar işareti öncesinde saha dağılma çalışmalarına başlamadan hedeflenen eklembacaklı türler üzerinde muhafaza edilecektir ne kadar biliyoruz Özellikle, kritik öneme sahiptir. Burada, tarif ve dahili ve harici MRR için böcekler, mark-yakalama ve kendini mark-yakalama tipi saha çalışmaları işaretlemek için nasıl gösterilmektedir. Biz o zaman dolaylı ve sandviç ELISA ile işaretleri varlığını tespit etmek için nasıl gösterilmektedir.

<table><tbody><tr><td>Food storage container (for insect rearing)</td><td>Rubbermaid/Tupperware</td><td>Various sizes</td><td>Various manufacturers &amp;amp; vendors. Mesh fabric is glued in a window</td></tr><tr><td>Small volume nebulizer (Micro Mist)</td><td>Teleflex-Hudson RCI</td><td>1881</td><td>Available online and in medical supply shops. Other brands will work as well.</td></tr><tr><td>Microcentrifuge tubes, 1.6 ml w/cap</td><td>Continental Lab Products</td><td>4445.X</td><td>Any similar type will work. We prefer brands that have easy to open lids.</td></tr><tr><td>Styrofoam storage box for microcentrifuge tubes (5x20 grid)</td><td>RPI Corp.</td><td>145746</td><td>This design is nice because it doesn&#039;t crowd the tubes.</td></tr><tr><td>Dispenser, repeater</td><td>Eppendorf</td><td>4982000322</td><td>Anything similar will help speed up the dispensing.</td></tr><tr><td>Pestles, plastic disposable tissue grinders, 1.5 ml</td><td>Kimble Chase</td><td>749521-1500</td><td>Available with various vendors. Pestles can be cleaned and autoclaved for reuse.</td></tr><tr><td>BD Falcon ELISA plates, 96-well (flat bottom)</td><td>BD</td><td>351172</td><td></td></tr><tr><td>Ovation pipette, manual (20-200 &amp;micro;l)</td><td>VistaLab</td><td>1057-0200 or 1070-0200</td><td>Any similar type will work. This model is ergonomic.</td></tr><tr><td>Reservoirs, sterile reagent</td><td>VistaLab</td><td>4054-1000</td><td>Anything similar will work.</td></tr><tr><td>Electronic pipette, 8-channel (50-1,200 &amp;micro;l) (Biohit eLine)</td><td>Sartorius</td><td>730391</td><td>If you had to pick one electronic model, this size is most useful.</td></tr><tr><td>Electronic pipette, 8-channel (10-300 &amp;micro;l) (Biohit eLine)</td><td>Sartorius</td><td>730361</td><td>Anything similar will work.</td></tr><tr><td>Manifold, multiwell plate washer (8-position, straight)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z369802&amp;nbsp;</td><td>Anything similar will work for manual plate washing.</td></tr><tr><td>Microplate reader with absorbance detection</td><td>Molecular Devices</td><td>SpectraMax 250</td><td>Anything similar will work.</td></tr><tr><td>Chicken IgG/IgY</td><td>United States Biological</td><td>I1903-15R</td><td>Also available from other sources</td></tr><tr><td>Egg whites</td><td>Grocery store</td><td>&amp;ldquo;All Whites&amp;rdquo;, &amp;ldquo;Egg Beaters&amp;rdquo;, &lt;em&gt;etc.&lt;/em&gt;</td><td>Mix 5 ml with 95 ml dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O for 5% solution</td></tr><tr><td>Tris (Trizma Base)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1503</td><td>2.42 g/L to make TBS</td></tr><tr><td>Sodium chloride (NaCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9888</td><td>29.22 g/L to make TBS and 8.0&amp;nbsp;g&amp;#8288;/&amp;#8288;L for PBS</td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic (Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S0876</td><td>1.14 g/L for PBS</td></tr><tr><td>Potassium phosphate monobasic (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5655</td><td>0.2 g/L for PBS</td></tr><tr><td>Potassium chloride (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9541</td><td>0.2 g/L for PBS</td></tr><tr><td>Tween 20, EIA grade</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1379</td><td>Add 0.5 ml per L to PBS after salts are dissolved.</td></tr><tr><td>PBS with 1% BSA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3688</td><td>Mix 1 packet in 1 L dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule) antibody produced in rabbit (1:500)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6409</td><td>Mix 100 &amp;micro;l in 50 ml TBS</td></tr><tr><td>Dry Milk, Powdered or Fresh Milk (1%)</td><td>Grocery store</td><td></td><td>Mix 10 g with 1 L dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O for 1% solution</td></tr><tr><td>Anti-Chicken IgY (IgG) (whole molecule)-Peroxidase antibody produced in rabbit (1:10,000)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9046</td><td>Mix 100 &amp;micro;l in 1 L of 1% milk</td></tr><tr><td>Anti-Chicken Egg Albumin antibody produced in rabbit (1:8,000)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6534</td><td>Dilute 125 &amp;micro;l in 1 L PBS-BSA</td></tr><tr><td>Goat Anti-Rabbit IgG Peroxidase Conjugate (1:2,000)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6154</td><td>Dilute 0.5 ml in 1 L PBS-BSA, then add 1.3&amp;nbsp;ml Silwet</td></tr><tr><td>Vac-In-Stuff (Silwet L-77) silicon-polyether copolymer</td><td>Lehle Seeds</td><td>VIS-01</td><td>Add as last ingredient</td></tr><tr><td>TMB Microwell One Component Peroxidase Substrate</td><td>SurModics</td><td>TMBW-1000-01</td><td></td></tr></tbody></table>

administering and detecting protein marks on arthropods for dispersal research

İzleme eklembacaklı hareketi genellikle daha iyi ilişkili popülasyon dinamikleri, dağılma şekilleri, konukçu bitki tercihleri ​​ve diğer ekolojik etkileşimleri anlamak için gereklidir. Eklembacaklılar genellikle benzersiz bir işareti ile etiketleyerek doğada izlenir ve daha sonra yeniden toplayarak onların dağılma yeteneklerini belirlemek için zaman ve mekan onları edilir. Bu tür renkli toz veya boya gibi gerçek fiziksel etiketler, ilave olarak, proteinler çeşitli ekolojik araştırmaları için eklembacaklıları işaretlenmesi için oldukça etkili olduğu kanıtlanmıştır. Proteinler dahili ve / veya harici olarak tatbik edilebilir. Bu proteinler daha sonra bir proteine ​​özgü enzime bağlı immünosorbent deneyi (ELISA) ile yeniden ele artropodları tespit edilebilir. Burada harici ve dahili protein ile eklembacaklılar etiketleme için protokolleri açıklar. İki basit deney örnekleri gösterilmiştir: haricen bir protein açısından zengin bir diyet ve (2) bir dış proteini işareti sağlayarak bir böcek kişiye (1), bir iç bir protein işaretiTıbbi nebulizer kullanarak bir böceğe pplied. Daha sonra sandviç ve böcekler üzerinde protein işaretleri algılamak için kullanılan dolaylı ELISA yöntemlerinin bir adım-adım rehber ilgilidir. Bu gösteri, mark-release-alınışında, mark-yakalama ve araştırma öz-mark-yakalama türleri için eklembacaklılar üzerinde edinimi ve protein belirteçlerinin tespiti çeşitli yönleri immunomarking yöntem olmuştur çeşitli yollarla birlikte, tartışılır Araştırma hedeflerinin geniş bir yelpazede uyacak şekilde adapte.

İç işaretleme: İç işareti tutma testi sonuçları Şekil 2A&#39;da gösterilmektedir. Hesaplanan ELISA kritik eşik değeri 0,054 idi. Genel (dört örnek tarihleri ​​kombine), protein olmadan tedavi böcekler sürekli düşük ELISA değerleri (X = 0.038 ± 0.002, n = 80) vermiştir. Tersine, böceklerin tüm protein zenginleştirilmiş diyet sürekli güçlü ELISA değerl...

Watch this Scientific Journal Video about Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research at JoVE.com

Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated.

Yönetme ve Dağılma Araştırma Arthropodlara Protein Marks algılama

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ...

administering-detecting-protein-marks-on-arthropods-for-dispersal

Research

JoVE Journal

Environment

7.3K Görüntüleme.  Arid-Land Agricultural Research Center. Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated. 

Video: Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

A Calcium Bioluminescence Assay for Functional Analysis of Mosquito (Aedes aegypti) and Tick (Rhipicephalus microplus) G Protein-coupled Receptors

Arthropod hormone receptors are potential targets for novel pesticides as they regulate many essential physiological and behavioral processes. The majority of them belong to the superfamily of G protein-coupled receptors (GPCRs). We have focused on characterizing arthropod kinin receptors from the tick and mosquito. Arthropod kinins are multifunctional neuropeptides with myotropic, diuretic, and neurotransmitter function. Here, a method for systematic analyses of structure-activity relationships of insect kinins on two heterologous kinin receptor-expressing systems is described. We provide important information relevant to the development of biostable kinin analogs with the potential to disrupt the diuretic, myotropic, and/or digestive processes in ticks and mosquitoes.
The kinin receptors from the southern cattle tick, Boophilus microplus (Canestrini), and the mosquito Aedes aegypti (Linnaeus), were stably expressed in the mammalian cell line CHO-K1. Functional analyses of these receptors were completed using a calcium bioluminescence plate assay that measures intracellular bioluminescence to determine cytoplasmic calcium levels upon peptide application to these recombinant cells. This method takes advantage of the aequorin protein, a photoprotein isolated from luminescent jellyfish. We transiently transfected the aequorin plasmid (mtAEQ/pcDNA1) in cell lines that stably expressed the kinin receptors. These cells were then treated with the cofactor coelenterazine, which complexes with intracellular aequorin. This bond breaks in the presence of calcium, emitting luminescence levels indicative of the calcium concentration. As the kinin receptor signals through the release of intracellular calcium, the intensity of the signal is related to the potency of the peptide.
This protocol is a synthesis of several previously described protocols with modifications; it presents step-by-step instructions for the stable expression of GPCRs in a mammalian cell line through functional plate assays (Staubly et al., 2002 and Stables et al., 1997). Using this methodology, we were able to establish stable cell lines expressing the mosquito and the tick kinin receptors, compare the potency of three mosquito kinins, identify critical amino acid positions for the ligand-receptor interaction, and perform semi-throughput screening of a peptide library. Because insect kinins are susceptible to fast enzymatic degradation by endogenous peptidases, they are severely limited in use as tools for pest control or endocrinological studies. Therefore, we also tested kinin analogs containing amino isobutyric acid (Aib) to enhance their potency and biostability. This peptidase-resistant analog represents an important lead in the development of biostable insect kinin analogs and may aid in the development of neuropeptide-based arthropod control strategies.

A Calcium Bioluminescence Assay for Functional Analysis of Mosquito Aedes aegypti and Tick Rhipicephalus microplus G Protein-coupled Receptors

This protocol provides instructions for clonal-cell line selection and a calcium bioluminescence assay to analyze the structure-activity relationships of synthesized arthropod neuropeptides on their cognate GPCRs. This assay can be used for receptor deorphanization and structure-activity relationship studies for synthetic analog design and peptide/drug-lead discovery.

Sivrisinek Fonksiyonel Analiz için Kalsiyum Biyoparlaklık Testi ( Aedes aegypti) Ve Tick ( Rhipicephalus Microplus) G Protein-çiftli Reseptörler

Arthropod hormone receptors are potential targets for novel pesticides as they regulate many essential physiological and behavioral processes.  The ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

A Rapid and Efficient Method to Dissect Pupal Wings of Drosophila Suitable for Immunodetections or PCR Assays

Wing development in Drosophila melanogaster is an ideal model for studying morphogenesis at tissue level. These appendages develop from a group of cells named wing imaginal discs formed during embryonic development. In the larval stages the imaginal discs grow, increasing its number of cells and forming monolayered epithelial&#160;structures. Inside the pupal case, the imaginal discs bud out and fold into bilayers along a line that becomes the future margin of the wing. During this process, the longitudinal primodia veins originate vein cells on the prospective dorsal and ventral surfaces of the wing. During the pupal stage the stripes of vein cells of each surface communicate in order to generate tight tubes; at the same time, the cross-veins begin their formation.
With the help of appropriate molecular markers, it is possible to identify the major elements composing the wing during its development. For this reason, the ability to accurately detect transcripts or proteins in this structure is critical for studying their abundance and localization related to the development process of the wing.
The procedure described here focuses on manipulating pupal wings, providing detailed instructions on how to dissect the wing during the pupal stage. The dissection of pupal tissue is more difficult to perform than their counterparts in third instar larvae. This is why this approach was developed, to obtain rapid and efficient high quality samples. Details of how to immunostain and mount these wing samples, to allow the visualization of proteins or cell components, are provided in the protocol. With little expertise it is possible to collect 8-10 high quality pupal wings in a short amount of time.

A Rapid and Efficient Method to Dissect Pupal Wings of Drosophila Suitable for Immunodetections or PCR Assays

The ability to accurately detect transcripts or proteins in Drosophila tissues is critical for studying their abundance and localization related to the development process. Here is the description of a straightforward procedure to dissect pupal wings. These wings can be used as samples in several techniques (immunohistochemistry, PCR assay, etc.).

Drosophila Immunodetections veya PCR deneyleri için uygun pupa Wings incelemek için hızlı ve etkili bir yöntem

Wing development in Drosophila melanogaster is an ideal model for studying morphogenesis at tissue level. These appendages develop from a group of cells ...

Gelişim Biyolojisi

Dissection of Drosophila melanogaster Flight Muscles for Omics Approaches

Drosophila flight muscle is a powerful model to study diverse processes such as transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and mechanobiology, which all influence muscle development and myofibrillogenesis. Omics data, such as those generated by mass spectrometry or deep sequencing, can provide important mechanistic insights into these biological processes. For such approaches, it is beneficial to analyze tissue-specific samples to increase both selectivity and specificity of the omics fingerprints. Here we present a protocol for dissection of fluorescent-labeled flight muscle from live pupae to generate highly enriched muscle samples for omics applications. We first describe how to dissect flight muscles at early pupal stages (&#60;48 h after puparium formation [APF]), when the muscles are discernable by green fluorescent protein (GFP) labeling. We then describe how to dissect muscles from late pupae (&#62;48 h APF) or adults, when muscles are distinguishable under a dissecting microscope. The accompanying video protocol will make these technically demanding dissections more widely accessible to the muscle and Drosophila research communities. For RNA applications, we assay the quantity and quality of RNA that can be isolated at different time points and with different approaches. We further show that Bruno1 (Bru1) is necessary for a temporal shift in myosin heavy chain (Mhc) splicing, demonstrating that dissected muscles can be used for mRNA-Seq, mass spectrometry, and reverse transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) applications. This dissection protocol will help promote tissue-specific omics analyses and can be generally applied to study multiple biological aspects of myogenesis.

Dissection of Drosophila melanogaster Flight Muscles for Omics Approaches

Drosophila flight muscle is a powerful model to study transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and mechanobiology. We present a protocol for dissection of fluorescent-labeled flight muscle from live pupae to generate highly enriched samples ideal for proteomics and deep-sequencing. These samples can offer important mechanistic insights into diverse aspects of muscle development.

Omics Yaklaşımlar için Drosophila melanogaster Uçuş Kasları Diseksiyon

Drosophila flight muscle is a powerful model to study diverse processes such as transcriptional regulation, alternative splicing, metabolism, and ...

Genetik

A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density requires a method with high detection probability and a known sampling area. While most described methods provide a qualitative or semi-quantitative estimate adequate for describing species presence, richness, and diversity, few provide an adequately consistent detection probability and known or consistent sampling areas to provide an index or estimate with adequate precision to detect differences in abundance across environmental, spatial, or temporal variables. We describe how to quantify leaf-dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate and quantify them. As we demonstrate, this method can be used at a landscape scale to quantify leaf-dwelling arthropods with adequate precision to test for and describe how spatial, temporal, environmental, and ecological variables influence arthropod richness and abundance. This method allowed us to detect differences in density, richness, and diversity of leaf-dwelling arthropods among 5 genera of trees commonly found in southeastern deciduous forests.

We describe how to quantify leaf dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate for quantification.

Yaprak-Konut Eklembacaklıların Ölçülme Yöntemi

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...

Çevre

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila express gustatory receptors1,2, ion channels3-6, and ionotropic receptors7 that are involved in the detection of volatile and non-volatile sensory cues. These neurons directly contact tastants such as food, noxious substances and pheromones and therefore influence many complex behaviors such as feeding, egg-laying and mating. Electrode recordings and calcium imaging have been widely used in insects to quantify the neuronal responses evoked by these tastants. However, electrophysiology requires specialized equipment and obtaining measurements from a single taste sensillum can be technically challenging depending on the cell-type, size, and position. In addition, single neuron resolution in Drosophila can be difficult to achieve since taste sensilla house more than one type of chemosensory neuron. The live calcium imaging method described here allows responses of single gustatory neurons in live flies to be measured. This method is especially suitable for imaging neuronal responses to lipid pheromones and other ligand types that have low solubility in water-based solvents.

Measuring Physiological Responses of Drosophila Sensory Neurons to Lipid Pheromones Using Live Calcium Imaging

The forelegs and proboscis of Drosophila contain a rich repertoire of gustatory sensory neurons. Here, we present a method using calcium imaging to measure physiological responses from sensory neurons in the foreleg and proboscis of live flies upon exogenous application of a gustatory pheromone.

Fizyolojik Yanıtları Ölçüm<em&gt; Drosophila</em&gt; Canlı Kalsiyum Görüntüleme kullanma Lipit Feromonlar Sensory Nöronlar

Unlike mammals, insects such as Drosophila have multiple taste organs. The chemosensory neurons on the legs, proboscis, wings and ovipositor of Drosophila ...

SwarmSight: Real-time Tracking of Insect Antenna Movements and Proboscis Extension Reflex Using a Common Preparation and Conventional Hardware

Many scientifically and agriculturally important insects use antennae to detect the presence of volatile chemical compounds and extend their proboscis during feeding. The ability to rapidly obtain high-resolution measurements of natural antenna and proboscis movements and assess how they change in response to chemical, developmental, and genetic manipulations can aid the understanding of insect behavior. By extending our previous work on assessing aggregate insect swarm or animal group movements from natural and laboratory videos using the video analysis software SwarmSight, we developed a novel, free, and open-source software module, SwarmSight Appendage Tracking (SwarmSight.org) for frame-by-frame tracking of insect antenna and proboscis positions from conventional web camera videos using conventional computers. The software processes frames about 120 times faster than humans, performs at better than human accuracy, and, using 30 frames per second (fps) videos, can capture antennal dynamics up to 15 Hz. The software was used to track the antennal response of honey bees to two odors and found significant mean antennal retractions away from the odor source about 1 s after odor presentation. We observed antenna position density heat map cluster formation and cluster and mean angle dependence on odor concentration.

This protocol describes steps for using the novel software, SwarmSight, for frame-by-frame tracking of insect antenna and proboscis positions from conventional web camera videos using conventional computers. The free, open-source software processes frames about 120 times faster than humans and performs at better than human accuracy.

SwarmSight: Gerçek zamanlı izleme böcek anten hareketleri ve hortum uzantısı refleks bir ortak hazırlık ve geleneksel donanım kullanarak

Many scientifically and agriculturally important insects use antennae to detect the presence of volatile chemical compounds and extend their proboscis ...

Nörobilim

Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host plant.1,2 When a host plant is an important agronomic commodity feeding damage by insect pests can inflict serious economic losses to growers. Accordingly, kairomones can be used as attractants to lure or confuse these insects and, thus, offer an environmentally friendly alternative to pesticides for insect control.3 Unfortunately, plants can emit a vast number volatiles with varying compositions and ratios of emissions dependent upon the phenology of the commodity or the time of day. This makes identification of biologically active components or blends of volatile components an arduous process. To help identify the bioactive components of host plant volatile emissions we employ the laboratory-based screening bioassay electroantennography (EAG). EAG is an effective tool to evaluate and record electrophysiologically the olfactory responses of an insect via their antennal receptors. The EAG screening process can help reduce the number of volatiles tested to identify promising bioactive components. However, EAG bioassays only provide information about activation of receptors. It does not provide information about the type of insect behavior the compound elicits; which could be as an attractant, repellent or other type of behavioral response. Volatiles eliciting a significant response by EAG, relative to an appropriate positive control, are typically taken on to further testing of behavioral responses of the insect pest. The experimental design presented will detail the methodology employed to screen almond-based host plant volatiles4,5 by measurement of the electrophysiological antennal responses of an adult insect pest navel orangeworm (Amyelois transitella) to single components and simple blends of components via EAG bioassay. The method utilizes two excised antennae placed across a "fork" electrode holder. The protocol demonstrated here presents a rapid, high-throughput standardized method for screening volatiles. Each volatile is at a set, constant amount as to standardize the stimulus level and thus allow antennal responses to be indicative of the relative chemoreceptivity. The negative control helps eliminate the electrophysiological response to both residual solvent and mechanical force of the puff. The positive control (in this instance acetophenone) is a single compound that has elicited a consistent response from male and female navel orangeworm (NOW) moth. An additional semiochemical standard that provides consistent response and is used for bioassay studies with the male NOW moth is (Z,Z)-11,13-hexdecadienal, an aldehyde component from the female-produced sex pheromone.6-8

A method to rapidly screen host plant volatiles by measurement of the electrophysiological response of adult navel orangeworm (Amyelois transitella) antennae to single components and blends via electroantennographic analysis is demonstrated.

Konak Bitki uçucu için bir tarama aracı olarak Electroantennographic Biyoassay

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host ...

Biyoloji

Monitoring On-Target Signaling Responses in Larval Zebrafish - Z-REX Unmasks Precise Mechanisms of Electrophilic Drugs and Metabolites

Reactive metabolites and related electrophilic drugs are among the most challenging small molecules to study. Conventional approaches to deconstruct the mode of action (MOA) of such molecules leverage bulk treatment of experimental specimens with an excess of a specific reactive species. In this approach, the high reactivity of electrophiles renders non-discriminate labeling of the proteome in a time- and context-dependent manner; redox-sensitive proteins and processes can also be indirectly and often irreversibly affected. Against such a backdrop of innumerable potential targets and indirect secondary effects, linking phenotype to specific target engagement remains a complex task. Zebrafish targeting reactive electrophiles and oxidants (Z-REX)-an on-demand reactive-electrophile delivery platform adapted for use in larval zebrafish-is designed to deliver electrophiles to a specific protein of interest (POI) in otherwise unperturbed live fish embryos. Key features of this technique include a low level of invasiveness, along with dosage-, chemotype-, and spatiotemporally-controlled precision electrophile delivery. Thus, in conjunction with a unique suite of controls, this technique sidesteps off-target effects and systemic toxicity, otherwise observed following uncontrolled bulk exposure of animals to reactive electrophiles and pleiotropic electrophilic drugs. Leveraging Z-REX, researchers can establish a foothold in the understanding of how individual stress responses and signaling outputs are altered as a result of specific reactive ligand engagement with a specific POI, under near-physiologic conditions in intact living animals.

Zebrafish targeting reactive electrophiles and oxidants (Z-REX) is a chemical biology-based method for the investigation of reactive small-molecule signaling. This technique can be applied to live fish of different developmental stages. Here, we couple standard assays in zebrafish with Z-REX for signaling pathway analysis.

Larva Zebra Balıklarında Hedef Sinyalizasyon Yanıtlarının İzlenmesi - Z-REX Elektrofilik İlaçların ve Metabolitlerin Hassas Mekanizmalarının Maskesini Çıkarır

Reactive metabolites and related electrophilic drugs are among the most challenging small molecules to study. Conventional approaches to deconstruct the ...

<meta charset="utf8"></head><body>Drosophila Göz Kusurlarının Yüksek Çözünürlüklü Görüntülenmesi ve Analizi

A Rapid, Simple Workflow for Quantification of External Adult Drosophila Structures

The Drosophila compound eye is a precisely patterned tissue that has revealed molecular mechanisms and biological processes that drive morphogenesis. It is a simple structure of repeating unit eyes, termed ommatidia, that is used to characterize genetic interactions and gene functions. Mutations that affect eye architecture can be easily detected and analyzed; hence, this system is frequently used in under-resourced institutions. Further phenotypic analysis often includes a Scanning Electron Microscope (SEM) to generate high-magnification images suitable for quantitative analysis. However, SEMs are expensive and require costly reagents; sample preparation spans days; and, often, they need full-time staff for sample preparation and instrument maintenance. This limits their utility at under-resourced institutions or during budgetary austerity. In entomology, the use of high-resolution digital imaging technology is a common practice for the identification and characterization of species. This paper describes a method that combines strategies and allows for high-resolution digital imaging of adult Drosophila structures and quantitative analysis using the open software ImageJ. The workflow is a rapid and student-friendly alternative that remedies the limitations of underfunded and under-resourced research facilities with a cost-effective and rapid approach to quantitative phenotypic analysis.

<meta charset="utf8"></head><body>Harici yetişkin Drosophila yapılarının miktarının belirlenmesi için hızlı ve basit bir iş akışı

Here, we present a rapid, low-cost, workflow for high-resolution imaging of adult Drosophila eyes to quantify patterning and growth defects. We describe our protocol for sample preparation by point-mounting, high-resolution image acquisition, and image analysis.

Harici yetişkin Drosophila yapılarının miktarının belirlenmesi için hızlı ve basit bir iş akışı

The Drosophila compound eye is a precisely patterned tissue that has revealed molecular mechanisms and biological processes that drive morphogenesis. It ...

Yönetme ve Dağılma Araştırma Arthropodlara Protein Marks algılama

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Sivrisinek Fonksiyonel Analiz için Kalsiyum Biyoparlaklık Testi ( Aedes aegypti) Ve Tick ( Rhipicephalus Microplus) G Protein-çiftli Reseptörler

Drosophila Immunodetections veya PCR deneyleri için uygun pupa Wings incelemek için hızlı ve etkili bir yöntem

Omics Yaklaşımlar için Drosophila melanogaster Uçuş Kasları Diseksiyon

Yaprak-Konut Eklembacaklıların Ölçülme Yöntemi

Fizyolojik Yanıtları Ölçüm

SwarmSight: Gerçek zamanlı izleme böcek anten hareketleri ve hortum uzantısı refleks bir ortak hazırlık ve geleneksel donanım kullanarak

Konak Bitki uçucu için bir tarama aracı olarak Electroantennographic Biyoassay

Larva Zebra Balıklarında Hedef Sinyalizasyon Yanıtlarının İzlenmesi - Z-REX Elektrofilik İlaçların ve Metabolitlerin Hassas Mekanizmalarının Maskesini Çıkarır

Harici yetişkin Drosophila yapılarının miktarının belirlenmesi için hızlı ve basit bir iş akışı

Harici yetişkin Drosophila yapılarının miktarının belirlenmesi için hızlı ve basit bir iş akışı