Bu eser Kore Enstitüsü bilim ve Teknoloji Kurumsal programı (Proje No 2E26190 ve 2E26170) ve insan sınır bilim programı (RGY0089/2012) tarafından desteklenmiştir.

tüm yöntemleri açıklanan hayvan bakım ve Kore Enstitüsü bilim ve teknoloji kullanımı Komitesi tarafından onaylanmış olan.
 1. mikro-sürücü ve elektrodu hazırlanması <ol><li>mikro sürücü montaj.
	<ol><li>Mikro sürücü (kaymak, beden ve kabuk) bölümlerini yazdırmak bir yüksek çözünürlüklü 3D printerlere harcama maddeler kullanarak 14. Parçalar hiçbir kusurları olduğundan emin olun.</li>
		<li>Kaydırıcıyı mikro-sürücü vücuda bir vida (boyut 000-120 x 1/4) ile düzeltmek.</li>
		<li>Bir somun lehim (000-120 000 120/64 onaltılık boyut) vida ucu üzerine.</li>
		<li>Vida kaydırıcıyı yukarı veya aşağı taşımak için saatin tersi yönde taşımak için saat yönünde döndür.</li>
		<li>Kabuk vücut için bir vida (boyut 000-120 x 1/4) ile düzeltmek.</li>
	</ol></li> <li>Sonda üzerinde mikro sürücü montaj.
	<ol><li>Binoküler mikroskop altında yatay bir konumda mikro tahrik düzeltmek.</li>
		<li>Bir düz timsah klip dikkatle Forseps ile sevk irsaliyesi muhafaza sonda ayırma sırasında silikon sonda flex kablosu kapmak için kauçuk doldurma ile kullanın. Bir manipülatör timsah klibine düzeltmek.</li>
		<li>Manipülatör kullanarak lay mikro-sürücü kaydırıcıyı silikon sonda paralel hareket yönü için.</li>
		<li>Geçerli bir damla diş çimento (oda sıcaklığında kür akrilik diş tamir malzemesi) kaydırıcıyı için prob düzeltmek için. Bu kaymıştır sonda pozisyon düzelt. Tutkal gibi çok hızlı tedavileri ve elektrot konumunu yeniden düzenlemek zordur tavsiye etmiyoruz.</li>
		<li>Sonda C-sahibi (bağlayıcı sahibi) için bağlayıcı diş çimento ile düzeltmek.</li>
	</ol></li> <li>Temizleme ve boya sondası koyarak.
	<ol><li>Düzeltme Microdrive/sonda montaj prob Temizleme cihaz üzerinde. Cihazın küçük köpük sünger (non-steril temizleme bezi) dönen 2 ile donatılmıştır. Tarafından manipülatör boşluğu ayarlamak.</li>
		<li>Deterjan ile süngerler emmek.</li>
		<li>Yavaş yavaş yukarı ve aşağı yumuşak bir dokunuş sağlayan süngerler arasında sonda taşımak. Mikroskop altında temizlik işlemi izlemek.</li>
		<li>Soruşturma distile su ile yıkayın. Alkol soruşturma sterilizasyon için daldırma.</li>
		<li>Bir köpük bez kullanarak Uygula Dil (lipofilik floresan boya) prob, shanks arkası. Bu bir sonraki aşamada beyin yerlerde şaftlı görselleştirme sağlayacaktır.</li>
	</ol></li> <li>Şapka montaj <ol><li>hat (baş-plaka, bağlayıcı tutucu ve cap) bölümlerini 3D yazıcı kullanarak 14. 3 parça mühürlü bir muhafaza oluşturmak üzere birbirine.</li>
		<li>Ekle (boyut M2 ve 00-90 00 90/4) fındık kafa-plaka ve tutkal ve diş çimento ile saptamak yuvalarında.</li>
		<li>Bir çamaşır makinesi kap yuvaya takýn ve tamir ile diş çimento.</li>
	</ol></li></ol> 2. Ameliyat için kafatası üzerinde şapka tespit ameliyat için kullanılan tüm araçları önceden tarafından ısıyla sterilize. Kuru sıcak boncuk aygıtı kullanılan reaksiyonunu kontamine ve ameliyat sırasında sterilize edilecek gereken araçları sterilize.
<ol><li>%4 için anestezi inisiyasyon isoflurane düzeyini ayarlayın. 5 dakika süreyle anestezi odasında fare koymak</li>
	<li>Fare stereotaksik bir cihaz yüklemek.</li>
	<li>% 1.5-2'ye isoflurane düzeyini azaltmak. Hayvan durumuna, solunum hızı, göre ameliyat sırasında seviyesini ayarlamak ve vücut sıcaklığı 20.</li>
	<li>Göze göz merhem uygulamak.</li>
	<li>Kafa derisi tıraş ve antiseptik (iodopovidone) ile hayvanın kafasını temizleyin. Cerrahi tüm adımları sırasında aseptik koşullar korumak.</li>
	<li>Kafa derisi altında enjekte bupivacaine (1 mg/kg). Kesme ve kenarlarından kafatasına ortaya çıkarmak için iyi makas kullanırken fare kafa parietal deri parçası kaldırmak. Serum ve kan durdurucu sargı süngerle temizlemek ve ameliyat sırasında kanamayı kontrol için kullanın.</li>
	<li>Bir kazıyıcı aracını kullanarak kapaklarini kaldırmak.</li>
	<li>Kafatası 21 tarihinde referans noktaları bulmak: bregma, lambda, koronal ve sagittal dikiş. Baş ayarlamak &#39; s açı sagittal ekseni boyunca Bregma ve lambda noktaları aynı yükseklikte vardır öyle ki.</li>
	<li>İki (~0.5 mm çap) başvuru ve zemin elektrotlar için kafatasındaki delik. Delikleri yaklaşık 1 mm Kaudal ve Lambda 1 mm lateral olmalıdır.</li>
	<li>Zemin ve referans elektrotlar (boyutu 000-120 000 120/16 minyatür paslanmaz çelik vidaları tel birleştiğinde-pim konektörleri için) ekleyin.</li>
	<li>Uygula ultraviyole (UV) ışık dentin aktivatör kafatası üzerinde bağ ve UV ışığı 45-60 s. için uygulayın</li>
	<li>Kafatası kenarlarında diş çimento bir tabaka uygulayın. Çimento cilt ve saç farelerin üzerinde yayılmasını önlemek.</li>
	<li>Stereotaksik manipülatör kafa plakasına düzeltmek ve kafatası üzerinde konumlandırın. Yavaş yavaş kafatası hafifçe dokunana dek kafa-plaka indirin ve kafatası ile kavşağında diş çimento uygulayın. Diş çimento tedavi 15 dakika süreyle izin</li>
	<li>Anestezi kaldırın. Fix bir bağlayıcı sahibi ve baş plaka bir kap. Ketaprofen alt kutanöz bir enjeksiyon verdikten sonra onun kafes içinde fare koymak 5 mg/kg</li>
	<li>Vermek ketaprofen alt Kutanöz enjeksiyonlari 5 mg/kg iki sonraki gün ve dikkatli bir şekilde acı bir iz için monitör için. Fareler genellikle anestezi 20-40 dakika içinde uyanmayı. Şapka implant nispeten olduğunu ışık (3,34 g), öyle ki fareler var onların başını kaldır, labirentler içinde koşmak ve tırmanmak için hiçbir sorun ev onların kafes kenarlarında.</li>
</ol> 3. Davranışsal eğitim <ol><li>sonra bir ameliyat sonrası iyileşme döneminde 7 gün, günde 1 mL su kısıtlama başlatın.</li>
	Koşu bandı kemer yapmak <li>kadife kumaş (1-2 m 5 cm) bir parça kesti ve küçük nesneleri üzerinde sıcak tutkal kullanarak bunu düzeltin. Fareyi hareket ile karışmaması amacıyla kemer kenarları dikilen nesneleri.</li>
	<li>Birlikte iki ucu dikiş tarafından koşu bandı tekerlek üzerinde kemer düzeltmek.</li>
	<li>Ekleyerek ve iki vidayı baş plaka baş-fiksasyon plaka yuvalarına sıkma baş-koşu bandı içinde sabit fare yükleyin.</li>
	<li>Kafa ölçülü su ödül için koşu bandı üzerinde çalıştırmak için fareyi eğitim Başlat. Su ödül yalamak bağlantı noktası üzerinden teslim. Başlangıçta, günde 3 kez 10 dk bir süre için koşu bandı üzerinde fare koymak.</li>
	<li>Fare kafa fiksasyon için kullanılan alır ve (genellikle ~ 3 gün sonra), kemer taşımak başlar artırmak eğitim oturumu süresi 30 dk. 2-3 hafta sonra bazı fareler 100'den fazla deneme 30 dk (kemer tam bir dönüşü olmak bir deneme sürümü) çalıştırmak.</li>
	<li>Kayıt deneyler için en iyi davranış performansları gösterilen fareler seçin.</li>
</ol> 4. Silikon sonda implantasyonu <ol><li>anestezi altında fare koymak.</li>
	<li>Fare kafa-plaka düzelterek stereotaksik aparatı yükleyin. Serum fizyolojik ile kafatası yüzeyi temizleyin.</li>
	<li>Bulmak stereotaksik işaretleri: bregma, lambda, koronal ve sagittal dikiş. Ekleme noktasına mesafeyi ölçmek ve onu işaretle</li>
	İnce ve saydam hale gelene kadar <li>kemik dikkatle matkap. Nemlendirin ve delme sırasında serum temiz.</li>
	<li>Dikkatli bir şekilde inceltilmiş kemik ve hassas güç kullanarak Dura sorun çıkarınPS. serum sürekli ıslak beyin yüzey tutun.</li>
	<li>Microdrive/silikon sonda montaj stereotaksik manipülatör için düzelt. Silikon sonda kranyotomi üzerinde de getir. Kafa-plaka silikon sonda bağlayıcı sahibine vida.</li>
	<li>Kayıt amplifikatör ve zemin/referans elektrotlar bağlayın. Kalkan elektromanyetik gürültü korumak için alüminyum folyo ile fare. Beyin elektriksel aktivitesinin izlemek için kayıt sistemi başlatmak.</li>
	<li>Yavaş yavaş micromanipulator kullanarak beynine silikon sonda yerleştirin. Sürekli elektrik sinyallerini, seyahat manipülatör mesafe ve sonda shanks kontrol (onlar beyin delici emin olun). Beyaz madde altında nispeten sessiz olmakla birlikte birim faaliyet korteks içinde görünür. Hipokampüs piramit tabakası shanks dokunduğumda birim faaliyet tekrar görünür. Bu noktadan sonra silikon sonda 200 µm geri çekmek (mikro sürücü ertesi gün bıçağı geri piramit tabaka haline getirmek için kullanabilirsiniz).</li>
	<li>Beyin yüzeyinde kemik balmumu ve mineral yağ karışımı ile kapak.</li>
	<li>Diş çimento kullanarak kafa plakasına mikro sürücü düzeltmek. Diş çimento tedavi 15 dakika izin ver. O zaman stereotaksik manipülatör mikro sürücüden bağlantısını kesin ve şapka ilham toplamak.</li>
	<li>Fareyi onun kafese koyun ve ketaprofen alt kutanöz bir iğne yapın 5 mg/kg. Acı bir iz için kontrol edin. Bu ameliyatı ilk olandan daha az invaziv ve 45 dakika içinde onlar uyanmak-yukarıya anesteziden sonra fareler genellikle etkindir. Ancak, silikon sonda beyinde stabilize etmek ihtiyacı olduğu bir gün kurtarmak fare izin.</li>
</ol> 5. Kayıt <ol><li>yüklemek fare kafa-sabit koşu bandı üzerinde. Şapka başIıkIı kaldırmak</li>
	<li>Kayıt amplifikatör bağlamak ve Kayýt iþlemini baþlatmak.</li>
	<li>İlk gününde, mikro sürücü silikon sonda hipokampüs piramit katmanına taşımak için kullanın. Vida yönünün her dönüş daha derin shanks 200 µm taşır. Yavaş yavaş şaftlı konumunu ayarlamak (~ 20-50 µm teker) dalgalanma salınımlarını 13 ve birim faaliyet görününceye.</li>
	<li>Sonraki günlerde, şaft konum ayarlamak ve ~ 1 h fare üzerinde kemer çalışırken Hipokampal etkinlik kaydetmeden önce bekleyin. Birkaç gün için iyi kayıt sinyal kalitesini korumak için sabit nesneleri kaldırmak ve fare tavan düşük &#39; şapka sert yüzeyler çarpma olasılığını en aza indirmek için s kafesi.</li>
</ol> 6. Sonda kurtarma <ol><li>anestezi altında fare koymak.</li>
	<li>Fare kafa-plaka düzelterek stereotaksik aparatı yükleyin. Şapka başIıkIı kaldırmak</li>
	<li>Hemen üzerinde mikro sürücü stereotaksik manipülatör getir. Mikro-sürücü manipülatör düzeltmek. Kafa-plaka bağlayıcı sahibinden sökün. Kabuk ve mikro sürücünün gövdesini birbirine bağlayan vidayı çıkarın.</li>
	<li>Binoküler mikroskop gözetiminde, yavaş yavaş mikro-sürücü/silikon sonda montaj stereotaksik manipülatör ile Yüksel kabuk bölümü geride bırakarak.</li>
	<li>Silikon sonda ile temizleme cihazı temizlemek.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Schjetnan, A. G., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li><li>Suner, S., Fellows, M. R., Vargas-Irwin, C., Nakata, G. K., Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+signals+from+a+chronically+implanted,+silicon-based+electrode+array+in+non-human+primate+primary+motor+cortex.">Reliability of signals from a chronically implanted, silicon-based electrode array in non-human primate primary motor cortex.</a> IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 13 (4), 524-541 (2005).</li><li>Csicsvari, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J Neurophysiol. 90 (2), 1314-1323 (2003).</li><li>Hochberg, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+ensemble+control+of+prosthetic+devices+by+a+human+with+tetraplegia.">Neuronal ensemble control of prosthetic devices by a human with tetraplegia.</a> Nature. 442 (7099), 164-171 (2006).</li><li>Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+Term+Recordings+with+Immobile+Silicon+Probes+in+the+Mouse+Cortex.">Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex.</a> PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> J Vis Exp. (61), e3568 (2012).</li><li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li><li>Royer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+timing,+rate+and+bursts+of+hippocampal+place+cells+by+dendritic+and+somatic+inhibition.">Control of timing, rate and bursts of hippocampal place cells by dendritic and somatic inhibition.</a> Nat Neurosci. 15 (5), 769-775 (2012).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Royer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-array+silicon+probes+with+integrated+optical+fibers:+light-assisted+perturbation+and+recording+of+local+neural+circuits+in+the+behaving+animal.">Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2279-2291 (2010).</li><li>Geiller, T., Fattahi, M., Choi, J. S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+cells+are+more+strongly+tied+to+landmarks+in+deep+than+in+superficial+CA1.">Place cells are more strongly tied to landmarks in deep than in superficial CA1.</a> Nat Commun. 8, 14531 (2017).</li><li>Ylinen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sharp+wave-associated+high-frequency+oscillation+(200+Hz)+in+the+intact+hippocampus:+network+and+intracellular+mechanisms.">Sharp wave-associated high-frequency oscillation (200 Hz) in the intact hippocampus: network and intracellular mechanisms.</a> J Neurosci. 15 (1 Pt 1), 30-46 (1995).</li><li>Battaglia, F. P., Sutherland, G. R., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+sensory+cues+and+place+cell+directionality:+additional+evidence+of+prospective+coding+in+the+hippocampus.">Local sensory cues and place cell directionality: additional evidence of prospective coding in the hippocampus.</a> J Neurosci. 24 (19), 4541-4550 (2004).</li><li>Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Klusters,+NeuroScope,+NDManager:+a+free+software+suite+for+neurophysiological+data+processing+and+visualization.">Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization.</a> J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).</li><li>Kadir, S. N., Goodman, D. F., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-dimensional+cluster+analysis+with+the+masked+EM+algorithm.">High-dimensional cluster analysis with the masked EM algorithm.</a> Neural Comput. 26 (11), 2379-2394 (2014).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9 (4), R53-R78 (1998).</li><li>Battaglia, F. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lantern:+an+ultra-light+micro-drive+for+multi-tetrode+recordings+in+mice+and+other+small+animals.">The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals.</a> J Neurosci Methods. 178 (2), 291-300 (2009).</li><li>Blumberg, M. S., Sokoloff, G., Tiriac, A., Del Rio-Bermudez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+valuable+and+promising+method+for+recording+brain+activity+in+behaving+newborn+rodents.">A valuable and promising method for recording brain activity in behaving newborn rodents.</a> Dev Psychobiol. 57 (4), 506-517 (2015).</li><li>Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniaturized+chronic+microelectrode+drive+for+awake+behaving+head+restrained+mice+and+rats.">A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats.</a> J Neurosci Methods. 187 (1), 67-72 (2010).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake,+mobile+mice.">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).</li><li>Villette, V., Malvache, A., Tressard, T., Dupuy, N., Cossart, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internally+Recurring+Hippocampal+Sequences+as+a+Population+Template+of+Spatiotemporal+Information.">Internally Recurring Hippocampal Sequences as a Population Template of Spatiotemporal Information.</a> Neuron. 88 (2), 357-366 (2015).</li><li>Ziv, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+dynamics+of+CA1+hippocampal+place+codes.">Long-term dynamics of CA1 hippocampal place codes.</a> Nat Neurosci. 16 (3), 264-266 (2013).</li><li>Danielson, N. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+Contribution+of+Adult-Born+Hippocampal+Granule+Cells+to+Context+Encoding.">Distinct Contribution of Adult-Born Hippocampal Granule Cells to Context Encoding.</a> Neuron. 90 (1), 101-112 (2016).</li><li>Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diode+probes+for+spatiotemporal+optical+control+of+multiple+neurons+in+freely+moving+animals.">Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals.</a> J Neurophysiol. 108 (1), 349-363 (2012).</li><li>Wu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+implantable+neural+probe+with+monolithically+integrated+dielectric+waveguide+and+recording+electrodes+for+optogenetics+applications.">An implantable neural probe with monolithically integrated dielectric waveguide and recording electrodes for optogenetics applications.</a> J Neural Eng. 10 (5), 056012 (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Nöronal aktivite kronik kayıt Hipokampal yer alanları gibi sinirsel süreçleri anlamak için önemlidir. Kronik silikon sonda implantantation gerçekleştirmek için bizim yaklaşım kendisini ayıran diğer yöntemleri7,18,19,20 aslında bu elektrot paket at kurtarmak nispeten basit tarafından denemenin sonu. Yer hücreleri genellikle serbestçe hareket eden içinde incelendiği süre ko?...

Silikon sondalar gerçeğini onlar doku hasarı ve onlar mevcut yoğun dolu siteler1kayıt hassas bir düzeni en aza indirerek keskin profilleri ile tasarlanmıştır dahil olmak üzere Elektrofizyolojik kayıtlar için çeşitli avantajları sunmak, 2,3,4. Onlar farklı türler, insanlar3,5,6, farklı yaklaşımlar1,7ile de dahil olmak üzere çeşitli sistemleri incelemek için kullanılır. Henüz, tekrarlayan kullanımları bunların maliyet, kırılganlık ve kronik deneyleri için uygun yöntemleri8eksik olan gerçek yüzünden hala nispeten sınırlıdır. 3D baskı teknolojisinde son gelişmeler mikro-sürücüleri ve bu hassas elektrotlar daha kolay bir kullanımı sağlamak için baş-tabak gibi cihazların özel tasarımı mümkün kılmıştır. Bir ilk adım olarak, biz inşa ve kronik silikon sondalar14implantasyon için geliştirdiğimiz araçlar kümesi kullanmak nasıl anlatacağım.
Yer hücreleri genellikle serbestçe hareket hayvan labirentler içinde çalışan kullanarak incelendiği iken, son zamanlarda onlar da sanal ortamlar15 ve koşu bandı apparatii9 (şekil 1A) araştırıldı. Bu deneysel yöntemler hayvanlar baş-, 2 fotonlu mikroskop15, yama-kelepçe16ve optrode9,10,11 kullanımını ölçülü olduğunu avantaj sunuyor teknikleri daha kolay, hayvan davranışları ve çevre ipuçları12gelişmiş denetimi sağlayan ek olarak. İkinci adımda, fareler eğitim ve bir koşu bandı cihaz yer hücre etkinliği kaydetmek için yordamlar sunacak.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Silicon Probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>Buzsabi32</td>
			<td>Recording electrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording system</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHD2132/RHD2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Asiga</td>
			<td>Pico Plus 27</td>
			<td>High resolution printer for micro-drive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>Stratasys</td>
			<td>Mojo</td>
			<td>Lower resolution printer for hat components</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic apparatus</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 963</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Treadmill apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>We build them</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of chronic silicon probes and recording of hippocampal place cells in an enriched treadmill apparatus

Beyin fonksiyonlarını anlamak için önemli bir koşul davranış tanımlamasıdır ve hücre etkinlik karşılıklı olarak ilişkilendirir. Silikon sondalar elektrotlar nöronal aktivite büyük ölçekli Elektrofizyolojik kayıt için gelişmiş, ama onların kronik implantasyon için yordamlar hala gelişmemiş. Hipokampal yer hücrelerin aktivitesini bir hayvanın bulunduğu çevre ile ilişkilendirmek için bilinir, ama temel mekanizmaları hala belirsiz. Yer hücreleri araştırmak için burada yer alan faaliyet bir işaret zenginleştirilmiş koşu bandı cihazları izleme için fabrikasyon kronik silikon sonda için aygıt hangi aralıktan implantlar teknikleri bir dizi tarif. Mikro sürücü ve bir şapka uygun ve birlikte 3D baskılı plastik parçalar Tespitleme inşa edilir. Bir silikon sonda mikro sürücüde takılı, temizlenir ve boya ile kaplı. İlk ameliyat şapka bir fare kafatasında düzeltmek için gerçekleştirilir. Küçük simge fabrikasyon ve bir koşu bandı kemeri bağlı. Fare kafa-sabit çalıştırmak için eğitim koşu bandı üzerinde. İkinci bir ameliyat hangi geniş bant Elektrofizyolojik sinyalleri kaydedilir takip Hipokampus, silikon soruşturma implantı yapılır. Son olarak, silikon sonda yeniden elde etmek ve yeniden kullanılmak üzere temizledim. Koşu bandı yer hücre etkinliğini analiz yer alan mekanizmaları, yaklaşım yararı özetleyen bir çeşitlilik ortaya koymaktadır.

Bir fare ilk bir iki metre uzun kemer yardımlar (şekil 1 c) yoksun çalıştırmak için eğitildim. Elektrot implantasyonu, aynı uzunlukta yeni bir kemer takip ama 3 çift-in ipuçları sunan koşu bandı üzerinde allocentric kayma temsilcilikleri12,14oluşturmak için kuruldu. Geniş bant sinyalleri 250-kanal kayıt sistemi (amplifikatör kurulu USB arabirim kartını ve ısmarlama LabVIEW aray?...

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus at JoVE.com

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Kronik silikon sondalar implant ve bir işaret zenginleştirilmiş koşu bandı cihazları üzerinde çalışan kafa-sabit farelerde yer hücreleri kaydetmek için çeşitli adımlar açıklanmaktadır.

Kronik silikon sondalar ve kayıt bir zenginleştirilmiş koşu bandı aparat Hipokampal yer hücre implantasyonu

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

implantation-chronic-silicon-probes-recording-hippocampal-place-cells

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.6K Görüntüleme.  Korea Institute of Science and Technology. Kronik silikon sondalar implant ve bir işaret zenginleştirilmiş koşu bandı cihazları üzerinde çalışan kafa-sabit farelerde yer hücreleri kaydetmek için çeşitli adımlar açıklanmaktadır.

Video: Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Bozulmamış Duyu Organ Öncü Hücreler Canlı hücre Görüntüleme Drosophila Pupa

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Nörobilim

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Anestezi Rat Silikon Probları Büyük ölçekli Nöronal Toplulukları Kaydı

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

Tek Birim Faaliyet ve elektrokortikografik Sinyalleri Kayıt için Kronik Sinir Elektrotların Cerrahi İmplantasyonu

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Kemirgenler davranmak yılında Hareketli Silikon Problar tarafından Nöronlar Büyük ölçekli Kaydı

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Küçük Hayvanlar Kronik Sinir Kayıtlar için Ultra-hafif Motorlu Microdrive Tasarımı ve Montajı

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

Beyin Dokusu Kronik Optogenetic uyarılması için Fiber-optik İmplantasyon

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

Floresan Probları Kullanan Kültürlü Nöronlarda Endozom ve Lizozom Hareketlerinin Nicelendirilmesi

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Kronik Transkraniyal elektriksel stimülasyon ve Sıçanlarda Intracortical kayıt

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...