Marie Curie Uluslararası Giden Bursu (Avrupa Birliği FP/2007-2013 Hibe Sözleşmeleri # 221.834 ve 254.780), JD McDonnell Vakfı NSF Hibe SBE 0.542.013, Sağlık Grant NS034994 National Institutes, Ruh Sağlığı Hibe MH5467 Ulusal Enstitüsü ve Howard Hughes Tıp Enstitüsü (Janelia Farm Araştırma Yerleşkesi hibe).

1. Microdrive İnşaatı Elektrot ve kafatası tutturulduğu sabit bir parçası taşıyan hareketli bir parçası: Tüm sürücüler aynı temel elementlerden yapılır. İdeal Microdrive, çok sayıda küçük adımlarla elektrodun düzgün ama yeterince uzun seyahat etmeyi sağlar hayvanın boyutu küçük davranış ve hafifliği ile müdahale etmeden deneyci tarafından manipüle kolay elektrot yanlışlıkla hareketi önlemek için yeterince sağlam. Bu rakip gereksinimleri bir sonucu olarak, farklı bir sürücü paketi farklı uygulamalar. Bir pirinç düz kafalı vida, eşleşen bir somun, bir tek satır pin başlık ve iki özel kesim pirinç plakalardan hazırlanan bir plastik köprü: Sadece 4 parça temel sürücü oluşturmak için gereklidir. <ol><li> Başlığından 3 pinli bir parça Break </li><li> Yavaşça orta pin çekin. </li><li> Bir matkap boyutu # 55 ile ile delerek delik büyüt. </li><li> Bir inci Kes00-90 musluk kullanarak okuyun. </li><li> Pirinç levha dışında iki parça kesin. </li><li> Bir Dremmel ile plakaların kenarları hazırlamaktadır. </li><li> Bir matkap boyutu # 65 kullanarak iki parçanın ortasında bir delik delin. </li><li> Pirinç plakalar pimlere dokunmaktan, böylece sürücü parçaları birleştirin. Bunu başarmak için, art arda aracılığıyla pirinç levha, vidalı pimi başlık delik, ikinci pirinç levha ve somun pirinç vida takın. Yavaşça montaj stabil hale gelmesi vidayı sıkın. </li><li> Lehim pin pirinç levhalara biter. </li><li> Vida çıkıntılı sonuna Dosya. </li><li> Vida üzerine lehimleyin somun. Dikkatli olun değil lehim pirinç levha için fındık. </li><li> Sürücünün hareket test edin: plastik köprü yükseltmek için saat yönünde vidasını. </li></ol> 2. Silikon prob hazırlanması Sürücüye prob sabitleme önce, cerebr önlemek için prob bağ alanı için ekstra yalıtım ekleyinospinal sıvısı (BOS) veya kısa devreler üretmekten nem: <ol><li> Tartılır ve 10:1 oranında Sylgard Elastomer karıştırınız. </li><li> Sivriltilmiş bir pamuk aplikatör kullanarak, prob üst ucuna Sylgard geçerlidir. </li><li> 2 saat boyunca 60 ° C&#39;de ısıtılmış bir fırın içinde kuru edelim. </li></ol> Kayıt sitelerin herhangi bir enkaz yoksun olduğundan emin olmak için, prob uçları temizlenmesi gerekir: <ol start="4"><li> Contrad deterjan% 4 seyreltme hazırlayın. </li><li> Prob, en azından 2 saat boyunca 63 ° C&#39;de deterjan emmek sağlar. </li><li> Distile su ile tekrar tekrar probu batırarak deterjan durulayın. </li></ol> Sürücüye prob sabitleme önce, her kayıt sitenin empedansı kontrol edilmelidir: <ol start="7"><li> % 0.9 serum fizyolojik içinde prob daldırın ve bir empedans metre bağlayın. Çok kaydına yanlış empedansı adımları tekrar 2,4-2,6 varsa veya farklı bir prob kullanarak düşünün.Burada el yapımı bir kanal seçici ile birlikte Frederick Haer, Co (FHC), bir Empedans İklimlendirme Modülü. Alternatif olarak, Neuralynx, Inc NeuroNexus, Inc veya NanoZ bir niPOD eşzamanlı olarak her prob kanalların empedansının izleme sağlar. </li></ol> 3. Microdrive için prob İliştirilmesi <ol><li> Bir jilet kullanarak, engebeli bir yüzey oluşturmak için köprü birden çok oluklar kesti. </li><li> Sürücünün köprüye prob Appose. Bu prosedür iyi bir kelepçe ile sürücü tutarak ve Shanks sürücü vida ile mükemmel paralel olacak şekilde bir micromanipulator tarafından prob ayarlayarak, bir işletim mikroskop altında yapılır. Bu gelişme sırasında, olmayan beyin dokusu içine probu Shanks hareket baştan sona &#39;kesme&#39; olmasını sağlar. Sürücünün tabanına göre prob uçları arasında tam derinliği yüzeyinden dikkate hedef yapısı derinliği alarak, bu aşamada tespit edilmelidirkafatası. </li><li> Prob daha sonra tutuş çimento ile köprü sabitlenir. </li><li> İsteğe bağlı: beyin prob parça görselleme için, DII solüsyonu (etanol içinde seyreltilmiş% 1-2) Bu aşamada, probun geri uygulanabilir. </li></ol> 4. Kafatası hazırlanması Ameliyat öncesi, referans elektrotlar ve öğütülmüş, ve on-kafası Faraday kafesinin parça hazırlanır: <ol><li> Bakır tel iki 2 &quot;-uzun parçalar ve yaklaşık 1 mm için her yalıtılmış bakır tel lehim bir ucunu kesin. </li><li> Bir iğne kullanarak, bakır tel 00-90, 1/8 &quot;paslanmaz çelik vida ve lehim tek parça başı kazıyın. Lehimleme gibi paslanmaz çelik zemin vida elektrotlar uygun bir akı (örneğin, N-3 Her amaca gerektirir La-Co&#39;dan akı) ve yüksek sıcaklıklarda lehimleme ucu. dikkatlice vida oluk akan herhangi bir lehim engeller. Bu toprak elektrot olarak kullanılır. hazırlamak için başka bir vida ve bakır tel ile tekrarlayınreferans elektrot. </li><li> Bakır mesh gelen trapeziodal parçalar kesin. Bu parçalar headstage korumak üzere monte edilir. </li></ol> Cerrahi aletler ve hazırlama çok sayıda küçük hayvan cerrahisinde kullanılan aynıdır. Tüm cerrahi NIH onaylı yönergelere göre, aseptik koşullarda kullanarak, derin izofluran anestezisi altında yapılır. Bu video gösterilir (alay) cerrahi gösteri amaçlıdır unutmayın. Uygun görüş ve filme amaçları, birkaç hazırlık adımları, cerrahi ve postoperatif önlemleri prosedürleri için gösterilen görünür / veya tartışılmamıştır. Ameliyattan önce tüm bileşenleri ve malzemeleri uygun prosedürler (; http://oacu.od.nih.gov/ARAC/surguide.pdf Survival Kemirgen Cerrahisi Yönergeleri) takiben, sterilize edilmelidir. Ameliyat sırasında, kafatası üzerinde steril bir alan steril örtü tarafından hazırlanmış ve izole edilir. Sonunda cerrahi, geniş spektrumlu bir antibiyotiklokal pplied ve bir uzun-etkili ağrı kesici (örn., buprenorfin, [Buprenex] 0,05 mg / kg) intramüsküler verilir. Buna ek olarak, ağrı kesici (örn., ibuprofen) 5 gün süre yaklaşık 60 saat mg/kg/24 azından içme suyu temin edilir. Uygun cerrahi ve anestezi prosedürleri için, uygun kaynakları 12 danışın. <ol start="4"><li> Stereotaksik aparatı hayvan yükleyin, tıraş ve saç derisi 13 temizleyin. </li><li> Orta hat boyunca deri kesin ve kafa derisi kenara itin. , Periost çıkarın temizleyin ve kafatası kurulayın. </li><li> Bregma ve lambda arasındaki mesafeyi ölçün ve buna göre bir stereotaksik atlas 14 ile sonda implantasyon sitenin x ve y koordinatlarını belirlemek. Bir neşter ile kafatası üzerinde bir haç kazınarak sitesi işaretleyin. </li><li> Üst bir farklı kemik plakalar üzerinde, yarım kemik içine bir yuvarlak başlı matkap (boyut ¼) ve sürücü destek vidalarını (paslanmaz çelik, 000-120, 1/16 &quot;) kullanarak kafatası MatkapKafatasının tarafında nd. Vidaları güvenli bir bağ başlıklar için kafatasına çapa sağlayacaktır. </li><li> Beyincik üzerinde delik açın ve yere ve adım 4.2 hazırlanmış referans elektrotlar yerleştirin. Yerel alan potansiyeller (LFP) kayıt için referans site seçimi önemlidir. Serebellar LFP bu orta hat yerde minimal tüm kortikal bölgelerinde ve kas eserler içinde en küçüğü olduğu için bu site seçilir. </li><li> Kafatasının tüm yüzey üzerinde küçük bir fırça kullanarak dentin aktivatörü (Metabond kiti) uygulayın. % 0.9 tuzlu su ile durulayın. </li><li> Diş çimento Uygula (Metabond kiti; karıştırma için üreticinin talimatlarına) dikkatlice demir vida ve zemin ve referans elektrotlar kapsayan, ama sonda implantasyon sitesi açık bırakarak, kafatası üzerinde. </li><li> Dört bakır mesh flep (adım 4.3 hazırlanmış) kafatasına sabitleyin. Bunun için, kafatasının ön, sağ, sol ve arka taraf için bunların her birinin dar tabanı çimento. The bakır kemik ile doğrudan temas halinde olabilir ama her zaman çimento bir katmanı ayrılmış asla. </li></ol> 5.. Beynin yüzey hazırlama <ol><li> Sık sık serum fizyolojik ile kemik sulama sırasında bir yuvarlak başlı matkap ucu kullanarak, birden fazla aşamada implantasyon site çevresinde delin. </li><li> Dikkatle kemik flep kaldırmak ve beyin yüzeyi sulanması. </li><li> Bir çok-şaft prob yerleştirilmesi için, dura büyük bir şerit kaldırılır. Bir neşter ve bir böcek iğnesi (alternatif olarak, standart bir tungsten mikroelektrot) hazırlanan bir kanca: İki araç dura kaldırmak için gereklidir. Sert bir yüzeye (örneğin cam mikroskop lamı) karşı iterek iğne ucu bükün ve (burada, tahta Q-tip bir parça; alternatif bir microdissecting iğne tutucu) bir kulpa takınız. </li><li> Kanca ile dura kaldırın ve bir neşter ile kesmek. Özel bakım pia, gemi ve neokorteks yüzeyine zarar vermemek için alınır. Küçük kanama çözülebilirtuzlu sulama ile. Majör kanama meydana geldiğinde veya neokorteks herhangi bir şekilde tehlikeye atılırsa, bir ameliyat sonlandırma ve başka bir hayvan hazırlamak düşünmelisiniz. </li></ol> 6. Prob yerleştirilmesi Bu aşamada, kortikal yüzey damarlarının yoğunluğu ve yönü dikkatle değerlendirilmektedir. Prob büyük gemilerin serbest bir alanda beyin nüfuz çünkü Stereotaksik koordinatları, ayarlanmalıdır. Implantasyon için, sürücü montaj stereotaksik sahibine bağlı bir timsah klibi ile tutulabilir. Kesintisiz beyin yüzeyinin görüş ve prob uçları başarılı penetrasyon için önemlidir. <ol><li> Sürekli serum fizyolojik ile kraniotomi sulama yavas, amaçlanan hedefin üzerinde yaklaşık 1 mm prob aşağı düşürmek. Neokortikal kayıt için, prob uçları korteksin yaklaşık 0,5 mm içine indirilir ve yüzeye yakın geri kaldırdı. </li&gt; <li> Bir iğne (10 mL parafin yağı mumu 10-20g, 65 ° C&#39;de ısıtıldı) vasıtasıyla balmumu ve parafin yağı sıcak erimiş karışımın uygulanması ile kraniotomi mühürlemek. Uygulamadan önce, 30 ° C karışımı serin ve yoğunluğu test edin. It) kolay prob hareketi sağlayacak kadar yumuşak olmalıdır. Tam kapsama kolaylaştırmak için, karışım, bir mikro-cauterizer ucu ile sertleştirilmiş balmumu yaklaşarak in situ eritilerek verilebilir. </li><li> Açmak için fındık serbest bırakmak için dikkatli olmak, kavrama çimento ile kafatasına sürücünün alt takın. Bu aşamada, sürücünün herhangi bir kaza &quot;bump&quot; önlemek için son derece önemlidir, aksi takdirde prob korteks zarar verecektir. Sürücü kafatasına sabitlenir sonra prob düzgün hareket doğrulanması gerekir. </li><li> Kafatasına prob bağlantı parçası Çimento. </li></ol> 7. Üzerinde kafa Faraday kafesi Bina <ol><li> Prob ve dri çevresinde koruyucu bir silindirin içine bakır mesh kapakları yukarı çekin ve montajıettik. Silindir ayrıca çevresel gürültü ve davranışlar hayvan tahsil bıyıkları tarafından üretilen yavaş dalga eserler karşı bir elektrik kalkan görevi görür. </li><li> Bakır mesh prob konektörünün üst düzey yüzden fazla malzeme uzak keserek silindir yüksekliğini ayarlayın. </li><li> Lehim referans ve toprak vidası gelen konektörün uygun pinlerine teller. Ayrıca lehim bitişik bakır mesh flep birlikte bakır mesh için topraklama kablosu, elektriksel sürekliliği sağlamak ve lehim. </li><li> Bu durumu güçlendirir ve metal ve hayvanın deri arasında herhangi bir doğrudan temas önlemek için bakır mesh kavrama çimento tabakası uygulayın. İsteğe bağlı olarak, daha fazla başlık pekiştirmek için epoksi reçine tabakası uygulayın. </li><li> Sürücü vida hareketi test. </li><li> Bir lastik eldiven bir parça kesme ile headgear üst örtün. </li></ol> 8. Serbestçe hareket eden hayvan kayıt <ol><li> Appropri sonraameliyat sonrası bakım yedik, yüksek empedanslı bir headstage ve hafif, ultraflexible çok telli kablo kullanarak kayıt sistemine hayvan bağlamak. Denkleştirme başlık ağırlığı. </li><li> Homecage her gün kayıt kalitesini test edin. Kayıt sitelerin konumu birimi ateş desenleri ve yerel alan potansiyelleri şeklinde iki tarafından değerlendirilecektir. Hedef yapısı ulaşılana kadar küçük artışlarla (genellikle 1/8 günde 1/4 tur, yani 35-70 mikrometre) vidasını yavaş yavaş prob indirin. </li></ol> 9. Temsilcisi Sonuçlar Elektrofizyolojik sinyaller (yerel alan potansiyel ve birim faaliyet) kaydedilen yapısı ve hayvan geçerli davranış bağlı olarak değişir. Sıçan açık bir alanda keşfe iken Şekil 1 32 kanallı CA1 hipokampal kayıtların örneklerini gösterir. Sup keşif sırasında yerel alanın potansiyelinin önemli 8 Hz (teta bant) salınım Notbirden Shanks ve siteler (ok ile gösterilen başak örnekler) üzerinde spiking erimposed. Nöronal birim faaliyet analiz etmek, ani dalga biçimlerinin 15-16 küme analizi kullanılarak tek birimler halinde algılanır ve sıralanır. <img src="/files/ftp_upload/3568/3568fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. 4 saplar x 8 siteleri silikon prob kullanarak davranmaya sıçan CA1 Hipokampal kayıtları. Kayıtlar geniş bant ve yerel alanda potansiyel dalgalanmalar (örneğin, &quot;teta&quot; band 8 Hz ritm) ve nöronal çivileme aktivite hem de çalışmak için izin 20 000 Hz de örneklenmiş vardır. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3568/3568table1_lg.jpg"><img src="/files/ftp_upload/3568/3568table1.jpg" alt="Tablo 1" /></a> Tablo 1. Kullanılan reaktifler ve ekipman alternatifleri.

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-frequency+network+oscillation+in+the+hippocampus.">High-frequency network oscillation in the hippocampus.</a> Science. 256, 1025-1027 (1992).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+Large-Scale+Patterns+of+Activity+in+the+Brain:+Optical+and+Electrical+Signals.">Visualizing Large-Scale Patterns of Activity in the Brain: Optical and Electrical Signals.</a> Society for Neuroscience. , (2004).</li><li>Nicolelis, M. A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods for Neural Ensemble Recordings. , (2008).</li><li>Hatsopoulos, N. G., Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+science+of+neural+interface+systems.">The science of neural interface systems.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 249-266 (2009).</li><li>Battaglia, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lantern:+an+ultra-light+micro-drive+for+multi-tetrode+recordings+in+mice+and+other+small+animals.">The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals.</a> J. Neurosci. Methods. 178, 291-300 (2009).</li><li>Kloosterman, F., Davidson, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Drive+Fabrication.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication.</a> J. Vis. Exp. 26, e1094-e1094 (2009).</li><li>Nguyen, D. P., Layton, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Tetrode+Assembly.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly.</a> J. Vis. Exp. (26), e1098-e1098 (2009).</li><li>Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniaturized+chronic+microelectrode+drive+for+awake+behaving+head+restrained+mice+and+rats.">A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats.</a> J. Neurosci. Methods. 187, 67-72 (2010).</li><li>Cerf, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On-line,+voluntary+control+of+human+temporal+lobe+neurons.">On-line, voluntary control of human temporal lobe neurons.</a> Nature. 467, 1104-1108 (2010).</li><li>Kohn, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+Analgesia+in+Laboratory+Animals.">Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals.</a> American College of Laboratory Animal Medicine. series, (1997).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+Large-scale+Neuronal+Ensembles+with+Silicon+Probes+in+the+Anesthetized+Rat.">Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat.</a> J. Vis. Exp. (56), e3282-e3282 (2011).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Rat+Brain.">The Rat Brain.</a> Stereotaxic Coordinates. , (1982).</li><li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Hazan, L., Zugaro, M., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Klusters,+NeuroScope,+NDManager:+a+Free+Software+Suite+for+Neurophysiological+Data+Processing+and+Visualization.">Klusters, NeuroScope, NDManager: a Free Software Suite for Neurophysiological Data Processing and Visualization.</a> J. Neurosci. Methods. 155, 207-216 (2006).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li><li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li><li>Sodagar, A. M., Wise, K. D., Najafi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fully+integrated+mixed-signal+neural+processor+for+implantable+multichannel+cortical+recording.">A fully integrated mixed-signal neural processor for implantable multichannel cortical recording.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 54, 1075-1088 (2007).</li><li>O'Connor, D. H., Huber, D., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse+engineering+the+mouse+brain.">Reverse engineering the mouse brain.</a> Nature. 461, 923-929 (2009).</li><li>Boyden, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circuit-breakers:+optical+technologies+for+probing+neural+signals+and+systems.">Circuit-breakers: optical technologies for probing neural signals and systems.</a> Nat. Rev. Neurosci. 8, 577-581 (2007).</li><li>Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-array+silicon+probes+with+integrated+optical+fibers:+light-assisted+perturbation+and+recording+of+local+neural+circuits+in+the+behaving+animal.">Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal.</a> Eur. J. Neurosci. 31, 2279-2291 (2010).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Bu film davranmaya sıçan kronik büyük ölçekli kayıtları için silikon probların implantasyon prosedürü gösterir. Nöronal aktivitenin kaliteli kayıtlar sağlamak için kritik adımlar hem biyolojik (beyin dokusu) ve teknik (silikon prob) malzemelerin kırılganlığı ortaya çıkar. Herhangi bir uzaktan &quot;sert&quot; yüzey (bir dura çıkarmadan beyinde bunları implant çalıştı örneğin, Shanks kıracak) ile saplar herhangi bir teması önlemek için prob işlerken özel bir dikkat gerekir. Benzer...

<table border="1"><tbody><tr><td> Isim </td><td> Tip </td><td> Şirket </td><td> Katalog Numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> Silikon prob Buzsaki32, 4 saplar x 8 siteleri. Ambalaj: esnek polyamid kablo </td><td> Malzeme </td><td> NeuroNexus </td><td> Probe: buzsaki32 Ambalaj: HC32 </td><td> Kayıt prob </td></tr><tr><td> Yuvarlak Pirinç Vida, 00-90 x 1/2 Yuvarlak Pirinç vidalar </td><td> Malzeme </td><td> JIMorris </td><td> R0090B500 </td><td> Sürücü parçası </td></tr><tr><td> Pirinç Hex Nut, 00-90 </td><td> Malzeme </td><td> JIMorris </td><td> N0090B </td><td> Sürücü parçası </td></tr><tr><td> Pirinç C260 Strip, ASTM-B36 Kalınlık: 0.025 &quot;, Süre: 12&quot;, Genişlik: 1/2 &quot; </td><td> Malzeme </td><td> Küçük Parçalar </td><td> B000FMYU72 </td><td> Sürücü parçası </td></tr><tr><td> Bağlayıcı Başlık, zift 2mm, male, tek satır straigt, 36 pozisyonları </td><td> Malzeme </td><td> Digikey </td><td> 2163S-36-ND </td><td> Sürücü parçası </td></tr><tr><td> 2-bileşenli Sylgard silikon elastomer </td><td> Malzeme </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> SYLG184 </td><td> Prob ekstra izole etmek için </td></tr><tr><td> Temizlenme 70 Sıvı Deterjan Contrad </td><td> Reaktif </td><td> Fisher Scientific </td><td> 04-355 Temizlenme Laboratuvarları No: 1002 </td><td> Kayıt siteleri temizlemek için </td></tr><tr><td> Empedans İklimlendirme Modülü </td><td> Ekipman </td><td> FHC A.Ş. </td><td> 55-70-0 </td><td> Empedans metre </td></tr><tr><td> niPOD - 32 kanal </td><td> Ekipman </td><td> Neuronexus </td><td> niPOD -32 </td><td> Empedans metre </td></tr><tr><td> Kavrama Çimento Sanayi Sınıf </td><td> Malzeme </td><td> Caulk Dentsply </td><td> 675.571 (toz) 675.572 (solvent) </td><td> Kavrama ceMent </td></tr><tr><td> 1,1 &#39;-dioktadesil-3, 3,3&#39;, perklorat (; DiIC18 (3) &#39;DII&#39;) 3&#39;-tetramethylindocarbocyanine </td><td> Reaktif </td><td> Invitrogen </td><td> D282 </td><td> Beyinde prob parça leke </td></tr><tr><td> Paslanmaz Çelik Makine Vida, bağlama Başkanı, Oluklu Drive, # 00-90, 1/8 &quot; </td><td> Malzeme </td><td> Küçük Parçalar </td><td> MX-0090-02B </td><td> Zemin ve referans vidalar </td></tr><tr><td> Mıknatıs tel, 20G, naylon-poliüretan kaplama, MW80 </td><td> Malzeme </td><td> Küçük Parçalar </td><td> B000IJYRP2 </td><td> Zemin ve referans tel </td></tr><tr><td> Paslanmaz Çelik Makine Vida, Sürücü Yarıklı Cilt Başkanı, # 000-120, 1/16 &quot; </td><td> Malzeme </td><td> Küçük Parçalar </td><td> MX-000.120-01B </td><td> Çapa vidalar </td></tr><tr><td> N-3 Her amaca Akı Sıvı </td><td> Reaktif </td><td> La-Co (Markal) </td><td> 23512 </td><td> Lehim paslanmaz çelik sağlar </td></tr><tr><td> MicroGrid Hassas Bakır Genişletilmiş </td><td> Malzeme </td><td> Dexmet </td><td> 3 CU6-050 FA </td><td> Üzerine kafa Faraday kafesi için bakır örgü </td></tr><tr><td> C &amp; B Metabond Hızlı! Çimento Sistemi - Dentin Activator </td><td> Malzeme </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> C &amp; B Metabond Hızlı! Çimento Sistemi - Diş çimento </td><td> Malzeme </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> Sharp noktası tungsten iğne ve tutucu </td><td> Araç </td><td> Roboz Cerrahi aletler </td><td> RS-6064 ve RS-6061 </td><td> Kanca dura kaldırmak için yapmak için </td></tr><tr><td> Karbür Bur HP 1/4 </td><td> Araç </td><td> Henry Schein </td><td> 9990013 </td><td></td></tr><tr><td> Parafin (Granül) </td><td> Malzeme </td><td> Fisher Scientific </td><td> P31-500 </td><td></td></tr><tr><td> Madeni Yağ, Işık (NF / FCC) </td><td> Malzeme </td><td> Fisher Scientific </td><td> O121-1 </td><td></td></tr><tr><td> GC ELECTRONICS 10-114 2-Bölüm Epoksi Yapıştırıcı </td><td> Malzeme </td><td> Newark </td><td> 00Z416 </td><td></td></tr><tr><td> Tip 1 LITZ 21 AWG 40/36 Kırmızı 0.041 TO (MW80-C) Poliüretan-Naylon Tek &quot;+ / -0.002&quot; OD </td><td> Malzeme </td><td> New England Tel Technologies Corporation </td><td> N28-36E-400-2 </td><td> Headstage ve amplifikatör arasındaki kablo yapmak için </td></tr><tr><td> 32-kanal Çok Büyük Ölçekli Entegrasyon headstage, 20x kazanç </td><td> Ekipman </td><td> Plexon </td><td> HST/32V-G20 </td><td> Headstage </td></tr></tbody></table>

large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents

Nörobilimdeki büyük bir zorluk nöral meclislerinin kolektif etkinlik davranış bağlantı olduğunu. Nöron ve devrelerin girdi-çıktı ilişkileri anlama mekansal seçicilik ve davranışlar hayvan nöral topluluklar, izole tek nöronların temsili büyük örnekleri yani kayıt mekanistik analizi için uygun zamansal çözünürlüğe sahip yöntemleri gerektirir. Nöronal aktivitenin Ensemble izleme insan denekler 1-11 dahil olmak üzere küçük ve büyük beyinli hem hayvanlar, geçtiğimiz on yılda oldukça ilerlemiştir. Silikon tabanlı cihazlar ile çoklu-site kayıt dolayı ölçeklenebilirlik, küçük hacimli ve geometrik tasarım özellikle etkilidir. Burada, birden çok tek nöronlar ve ısmarlama aksesuar parçaları ile piyasada bulunan mikro-işlenmiş silikon problar kullanılarak, kemirgenler davrandığını yerel alanda potansiyel kaydedilmesi için yöntemler açıklanmaktadır. İki temel seçenek f vardırya preamplifikatörler silikon sondalar arayüz: baskılı devre kartlarına ve esnek kablolar. Prob temin şirketlerin ( <a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a> ; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a> ; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a> ) genellikle bağ hizmet sunmak ve baskılı devre kartlarına bağlanmış probları teslim veya esnek kabloları. Burada, esnek poliimid kablo bağlı bir 4-şaftı, 32 yerinde prob implantasyon tarif eder, ve bir hareket ettirilebilir microdrive üzerine monte edilmiştir. Prob hazırlanması her adım, microdrive yapı ve cerrahi son kullanıcı kolaylıkla işlem çoğaltmak böylece gösterilmiştir.

Watch this Scientific Journal Video about Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents at JoVE.com

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Biz büyük ölçekli birden çok tek birimlerinin kayıt ve silikon sondalar ile kemirgenlerde davranan yerel alanda potansiyel yöntemleri açıklanmaktadır. Sürücü imalat, sürücü ve prob implantasyon süreçleri prob eki kolay çoğaltma için yeterli ayrıntıları gösterilmiştir.

Kemirgenler davranmak yılında Hareketli Silikon Problar tarafından Nöronlar Büyük ölçekli Kaydı

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

large-scale-recording-neurons-movable-silicon-probes-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

34.5K Görüntüleme.  University of New Jersey. Biz büyük ölçekli birden çok tek birimlerinin kayıt ve silikon sondalar ile kemirgenlerde davranan yerel alanda potansiyel yöntemleri açıklanmaktadır. Sürücü imalat, sürücü ve prob implantasyon süreçleri prob eki kolay çoğaltma için yeterli ayrıntıları gösterilmiştir.

Video: Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Anestezi Rat Silikon Probları Büyük ölçekli Nöronal Toplulukları Kaydı

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

Nörobilim

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

Kemirgenler Faaliyet teker Running kayıt ve Sirkadiyen Rhythms Analizi

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Pedunculopontine Nucleus Nöronlar Kayıt Gama Bant Salınımlılığı

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Large-scale Reconstructions and Independent, Unbiased Clustering Based on Morphological Metrics to Classify Neurons in Selective Populations

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a comprehensive survey of the morphological characteristics observed among a selective neuronal population. Combination of these techniques constitutes a novel approach for the collection and analysis of neuroanatomical data. Together, these techniques enable large-scale, and therefore more comprehensive, sampling of selective neuronal populations and establish unbiased quantitative methods for describing morphologically unique neuronal classes within a population.
The protocol outlines the use of modified rabies virus to selectively label neurons. G-deleted rabies virus acts like a retrograde tracer following stereotaxic injection into a target brain structure of interest and serves as a vehicle for the delivery and expression of EGFP in neurons. Large numbers of neurons are infected using this technique and express GFP throughout their dendrites, producing &#34;Golgi-like&#34; complete fills of individual neurons. Accordingly, the virus-mediated retrograde tracing method improves upon traditional dye-based retrograde tracing techniques by producing complete intracellular fills.
Individual well-isolated neurons spanning all regions of the brain area under study are selected for reconstruction in order to obtain a representative sample of neurons. The protocol outlines procedures to reconstruct cell bodies and complete dendritic arborization patterns of labeled neurons spanning multiple tissue sections. Morphological data, including positions of each neuron within the brain structure, are extracted for further analysis. Standard programming functions were utilized to perform independent cluster analyses and cluster evaluations based on morphological metrics. To verify the utility of these analyses, statistical evaluation of a cluster analysis performed on 160 neurons reconstructed in the thalamic reticular nucleus of the thalamus (TRN) of the macaque monkey was made. Both the original cluster analysis and the statistical evaluations performed here indicate that TRN neurons are separated into three subpopulations, each with unique morphological characteristics.

This protocol describes large-scale reconstructions of selective neuronal populations, labeled following retrograde infection with a modified rabies virus expressing fluorescent markers, and independent, unbiased cluster analyses that enable comprehensive characterization of morphological metrics among distinct neuronal subclasses.

Morfolojik Ölçümler dayanarak büyük ölçekli yeniden düzenlemesi ve Bağımsız, Unbiased Kümelenme Seçici Populasyonlarında Nöronlar Sınıflandıran

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

Floresan Probları Kullanan Kültürlü Nöronlarda Endozom ve Lizozom Hareketlerinin Nicelendirilmesi

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Kronik silikon sondalar ve kayıt bir zenginleştirilmiş koşu bandı aparat Hipokampal yer hücre implantasyonu

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized animals. Highly sensitive, genetically encoded fluorescent reporters of Ca2+ have revolutionized the recording of cell and synaptic activity using non-invasive optical approaches in behaving animals. When combined with genetic and optogenetic techniques, the molecular mechanisms that modulate cell and circuit activity during different behavior states can be identified.
Here we describe methods for ratiometric Ca2+ imaging of single neurons in freely behaving Caenorhabditis elegans worms. We demonstrate a simple mounting technique that gently overlays worms growing on a standard Nematode Growth Media (NGM) agar block with a glass coverslip, permitting animals to be recorded at high-resolution during unrestricted movement and behavior. With this technique, we use the sensitive Ca2+ reporter GCaMP5 to record changes in intracellular Ca2+ in the serotonergic Hermaphrodite Specific Neurons (HSNs) as they drive egg-laying behavior. By co-expressing mCherry, a Ca2+-insensitive fluorescent protein, we can track the position of the HSN within ~ 1 &#181;m and correct for fluctuations in fluorescence caused by changes in focus or movement. Simultaneous, infrared brightfield imaging allows for behavior recording and animal tracking using a motorized stage. By integrating these microscopic techniques and data streams, we can record Ca2+ activity in the C. elegans egg-laying circuit as it progresses between inactive and active behavior states over tens of minutes.

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

This protocol describes the use of genetically encoded Ca2+ reporters to record changes in neural activity in behaving Caenorhabditis elegans worms. &#8195;

Ratiometric kalsiyum görüntüleme Caenorhabditis Elegans davranışlar içinde bireysel nöronların

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bir geliştirilmiş çoklu tetrot hiper motor yapımı fareler davranışlar içinde büyük ölçekli sinirsel kayıt için

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

Ürünleri ve tüm hücre yama kelepçe kayıt Xenopus laevis Tectal nöronlar için iletişim kuralları

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...