Bu eser Program tarafından için ortam araştırma geliştirme için özel koordinasyon fonlar genç araştırmacıları teşvik bilim ve Teknoloji (SCF) (için T.S.), Grants-in-Aid için bilimsel araştırmalar (No. 16 K 09494, T.S., No. 26293052, desteklenir T.F. için) Milli Eğitim Bakanlığı, kültür, spor, bilim ve Teknoloji (MEXT) Japonya'nın. Brainvision ve Bay Kenji Tsubokura teknik yardım için teşekkür ederiz ve biz de Bay John Martin onun dilsel yardım için teşekkür ederiz.

Bu hayvan deney onaylanmış ve kurumsal hayvan bakım ve kullanım Komitesi Tokyo tıbbi ve diş Üniversitesi yönetmelik altında gerçekleştirilen.
1. hazırlık
<ol><li>Hisse senedi çözümleri<ol>
<li>Voltaj duyarlı boyalar (di-4-ANEPPS ve RH237) ve Ca2 + göstergesi (AM Rhod-2) ile % 100 Dimetil sülfoksit (DMSO sırasıyla 6 mM, 10 mM ve 10 mM, konsantrasyonları ile hisse senedi çözümleri yapmak).</li>
		<li>Uyarma-kasılma (E-C) uncoupler, blebbistatin, yapmak a 50 mM hisse senedi eriyik için % 90 DMSO ile geçiyoruz.</li>
		<li>Aliquot 0.2 mL PCR hisse senedi çözümlerinde karanlık bir odada tüp ve oksidasyon önlemek için azot gazı kullanarak hisse senedi tüp havada değiştirin.</li>
		<li>Alüminyum folyo ışık koruma için tek tek hisse senedi tüpler şal ve -20 ˚C depolayabilirsiniz.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Çalışma çözümleri<ol>
<li>Fosfat tamponlu tuz (PBS) olmadan Ca2 + (137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 8.0 mM Na2HPO4ve 1.5 mM KH2PO4, pH NaOH tarafından ayarlanmış 7,40) 1 L hazırlamak</li>
		<li>1 L Tyrode'nın çözüm (135 mM NaCl, 5.4 mM KCl, 1.8 mM CaCl2, 0,53 mM MgCl2, 0,33 mM NaH2PO4, 5.5 mM D-glukoz ve 5.0 mM HEPES, pH NaOH tarafından ayarlanmış 7,40) hazırlayın.</li>
		<li>Tyrode'nın çözüm 0,22 µm şişe ilk filtre ile filtre ve de bir O2 gaz silindir bağlı bir hava taşı kullanarak kabarcık havalandırma tarafından havalandırmak.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. optik Langendorff periosteum kalbimizde eşleme
<ol><li>İki tamamlayıcı metal oksit yarı iletkeni (CMOS) kamera (Şekil 1a& b) kullanarak optik haritalama sistemi montajı<ol>
<li>Şekil 1a& bgösterildiği gibi optik haritalama sistemi içine CMOS Kameralar, ışın bölücü, objektif lens, lens tabanca, ışık kaynağı, dikroik ayna, filtreleri ve diğer parçaları toplayın.</li>
		<li>Büyütme oranını farklı büyüklüklerde (1.6 X ve 5 X) ile donatılmış bir taret objektif lensi değiştirerek seçin. Not: CMOS sensör boyutu 10 mm × 10 mm, demektir, 5 X objektif lens ile bu sistem 20 µm Uzaysal çözünürlük sağlar 100 × 100 çözünürlük olduğunu.</li>
		<li>Işık yayan diyot (LED) lamba 530 bir merkezi dalga boyu ile kullanarak uyarma ışık ayarlaması bant geçiren filtreden geçirilen nm (520/35 nm) ve bir dikroik ayna ile yansıyan (560 nm).</li>
		<li>Kayıt emisyon sinyal bölünmüş bir ayırıcı tarafından (665 nm), hangi ayarı fotoğraf makinesi 1 ile uzun bir filtre geçirin (697/75 nm) bir membran voltaj duyarlı boya (di 4-ANEPPS veya RH237) ve kamera 2 olan bir bant geçiren Filtre kullanarak Floresans algılar (572/28 nm) algılar sinyal göstergesinin Ca2 + (Rhod2-AM).</li>
	</ol></li>
	<li>Langendorff perfüzyon devre montajı<ol>
<li>Polivinil klorür (PVC) tüpler Peristaltik pompa için ekleyin.</li>
		<li>PVC boru emme tarafında adım 1.2.3 belirtildiği gibi % 100 O2 ile gazlı Tyrode'nın çözüm içine koymak.</li>
		<li>Deşarj PVC boru el yapımı hava tuzak bağlamak, sonra düzenlemek 5 µm filtre, üç yönlü kesme muslukları, basınç detektörler, Isıtma cam bobin ve 21'lik körelmenin iğne (iğne boyutuna uygun olarak aort boyutu değiştirilebilir) sırayla , diğer PVC borular kullanarak.</li>
		<li>Perfüzyon devre devre herhangi bir hava kabarcıkları kaçınarak Tyrode'nın çözüm ile doldurun ve kalp devresine bağlı olduğu kadar akışını durdurmak.</li>
	</ol></li>
	<li>Heparinization ve anestezi<ol>
<li>Unfractionated heparin (vücut ağırlığı ne olursa olsun 200 IU) intraperitoneally 25'lik iğne ve 1 mL şırınga kullanarak fareye enjekte et.</li>
		<li>Fare Fentobarbital (65 mg/kg) mayi bir iğne ile 10 dk sonra heparin enjeksiyon anestezi.</li>
	</ol></li>
	<li>Cannulation ve perfüzyon<ol>
<li>Fare sırtüstü pozisyonda yerleştirin. Hayvanlar çimdik tırnağa yanıt eksikliği nedeniyle anestezi onaylayın. Makas kullanarak xiphoid işlemi düzeyinin altındaki karın duvarı açın. Diyafram enine bir kesi yapmak, kalbe zarar vermeden orta aksiler doğrultusunda her iki kaburga kesme ve ön göğüs duvarı yukarı doğru çevirmek. Kalp arkasında kıvrımlı pensler ilerlemek ve azalan aort, yemek borusu ve inferior vena kava tutun. O zaman, kalbin hızla birlikte bitişik damarları ve doku, aort, akciğerler, nefes borusu, yemek borusu, yağ dokuları ve timus gibi makasla tüketim.</li>
		<li>Bir kabında buz gibi PBS 10 mL kalple yıkama ve bitişik doku kaldırın.</li>
		<li>Artan aort perfüzyon devresine bağlı 21'lik körelmenin iğne ucu tanıtmak ve iplik altında bir stereomicroscope ile düzeltin.</li>
		<li>%100 O2ile gazlı Tyrode'nın çözüm ile kalp 10 min için sıvı için başlatın.</li>
		<li>Perfüzyon basıncı sürekli amplifikatör ve kaydedici bağlı basınç detektörler ekran.</li>
		<li>Aşağıdaki adımları uyguladığınızda (genellikle 2-5 mL/dk akış hızı için karşılık gelen) 80-100 mmHg arasında perfüzyon bastır.</li>
		<li>İlk perfüzyon (Adım 2.4.4.) sırasında ince polietilen (PE) tüp takın (dış çap: 0.8 mm) SVC içine ve bir iş parçacığıyla düzeltebilirim. O zaman, kalp (Şekil 1b& c) ısıtılan cam odasına koyun.</li>
		<li>24 lik kalıcı bir iğne ponksiyon (dış çap: 0.7 mm) LV. dış kanül aracılığıyla herhangi bir hasar vermemek için kartı atrium ve iç iğne kaldırmak için ventrikül tepe sol ventrikül (LV) boşluğu içine bırakarak</li>
		<li>1-Fransızca boyutu özel yapılan elektrot kateter elektriksel stimülasyon ra içinde gerçekleştirmek için SVC PE tüp yoluyla tanıtmak Gerekirse, Ventriküler pacing için sağ ventrikül (RV) içine kateter ilerlemek.</li>
		<li>Bir PIN elektrot arasında artan aort (şekil 1 c) PIN elektrot ve cannulation iğnede sürekli olarak iki kutuplu Elektrokardiyogram (EKG) kaydetmek için ventrikül tepe yerleştirin.</li>
		<li>Tüm çalışma boyunca EKG ve perfüzyon basıncının izlenmesi devam edin.</li>
		<li>Işıkları kapat ve karanlık bir odada aşağıdaki deneme gerçekleştirin.</li>
		<li>2.5 adım git. membran voltaj veya 2.6 tek bir kayıt için. membran gerilim ve Ca2 + geçici bir çift kayıt.</li>
	</ol></li>
	<li>Membran gerilim tek bir kayıt için boyama<ol>
<li>Boyama bu iletişim kuralı için membran gerilim tek bir kayıt sırasında 37 ˚C ısıtmalı perfüzyon çözüm korumak.</li>
		<li>Di-4-ANEPPS hisse senedi çözüm (6 mM) 8.3 µL ile (son konsantrasyonu 5 mikron) Tyrode'nın çözüm 10 mL seyreltik.</li>
		<li>Toplam hacim (10 mL) seyreltilmiş di-4-ANEPPS çözümü için 2-5 dk, 5 dk için Tyrode'nın çözüm ile Silinerek geçiş ve ardından perfüzyon yol üzerinden kalbine süzülür.</li>
		<li>Blebbistatin hisse senedi çözüm (50 mM) 5 µL (son konsantrasyonu 250 µM) Tyrode'nın çözüm ile 1 mL seyreltik.</li>
		<li>Seyreltilmiş blebbistatin eriyik yolu ile perfüzyon rota toplam miktarı yönetmek.</li>
		<li>Adımı 2.6 atlayıp adım 2.7 Silinerek geçiş için devam edin.</li>
	</ol></li>
	<li>Membran gerilim ve Ca2 + geçici bir çift kayıt için boyama<ol>
<li>Tyrode'nın çözüm oda sıcaklığında tutmak. Not: Bu ilk sıcaklığı membran voltaj (Adım 2.5.) tek bir kayıt için boyama farklı ayardır.</li>
		<li>Blebbistatin adım 2.5.4 ve 2.5.5 gibi aynı şekilde yönetmek.</li>
		<li>Mix 3 µL Rhod2AM hisse senedi çözüm (10 mM) ve polyoxyethylene-polyoxypropylene 30 µL blok kopolimer F-127 (DMSO % 20), sonra karışımı ile Tyrode'nın çözüm 10 mL seyreltik.</li>
		<li>Rhod2AM çözüm (3 µM) toplam miktarı yük üzerinde 2-5 dk blebbistatin olarak aynı rota üzerinden.</li>
		<li>RH237 hisse senedi çözüm (10 mM) 7 µL Tyrode'nın çözüm ile 10 mL seyreltik.</li>
		<li>Seyreltilmiş RH237 çözüm (7 µM) toplam miktarı yönetmek 2-5 dak.</li>
		<li>37 ˚C Tyrode'nın çözüm ısıtmak yukarıdaki yordamı tamamlandıktan sonra başlayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Silinerek geçiş<ol>
<li>Tyrode'nın çözüm sıcaklığı 37 ˚C aşağıdaki deneyinde tutun.</li>
		<li>Kalp için aşırı boya yıkamak en az 5 dk Tyrode'nın çözüm ile sıvı. Not: Adım dışarı bu yıkama sırasında akış hızı artırmak için gerek yoktur (2.4.6 adıma bakın.)</li>
		<li>Herhangi bir hareket artefaktı kasılmalar ve homojen perfused kalbinde boyama nedeniyle kaybolması onaylayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Örnekleme ve veri analizi<ol>
<li>Cam (25 mm × 60 mm) perfused kalp üzerinde dikkatle, çok fazla mekanik stres olmadan Atriyal yüzey düzleştirmek için koymak ve titreşim çözüm yapıdan hareket önlemek. Atrium uygun şekilde kapak cam yuvalandırır onaylayın.</li>
		<li>Kayıt tarafından CMOS Kameralar bir örnekleme floresan oranı di 4-ANEPPS ve 1 0.1 ms ms RH237 ve Rhod2AM için boyama.</li>
		<li>Yazılım gerçek çalışması için üreticinin yönergelerine göre analiz yazılımı kullanarak elde edilen kayıtları analiz.</li>
		<li>Bir etkinleştirme harita ve film faiz, drift kaldırma, zamansal filtreleme ve 3 X 35binning bölgesi ayıkladıktan sonra oluşturun.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Elektrofizyolojik çalışma
<ol><li>Pacing elektrotlar ve uyarıcı ayarlama<ol>
<li>Ra doku uyarılması için özel yapım pacing elektrot ucunu kişiyi onaylamak (2.4.9 adıma bakın).</li>
		<li>Tüm hız ayarlama uyaranlara için programlanabilir uyarıcı bağlı pacing kateter sunmak.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pacing eşik tayini<ol>
<li>Set 100 ve 150 ms (darbe genişliği 0.4 MS), hız ayarlama aralığını pacing oranı geride bıraktı herhangi bir içsel ritim kaçınarak.</li>
		<li>İstikrarlı bir Atriyal pacing elde etmek en az 20 vuruş için sürekli pacing stimülasyon sağlar.</li>
		<li>Pacing 5'te çıkış ayarla mV, daha sonra yavaş yavaş atrium depolarize teslim edilen hız ayarlama başarısız olmasına kadar azaltır.</li>
		<li>Atriyal uyarma P dalgaları EKG'nin ve/veya Atriyal uyarma sinyal varlığı ile optik kayıt ile onaylayın.</li>
		<li>Atrium pacing eşik olarak depolarize yapabiliyor çıkış pacing en az belirlemek.</li>
		<li>Pacing çıktı aşağıdaki çalışmalar için iki kez hız ayarlama eşik ayarlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sabit ve patlama pacing<ol>
<li>99 tempolar için sürekli pacing teslim 150 ms başlayan bir hız ayarlama aralığı veya içsel ritim geride bıraktı önler en uzun aralığı ile.</li>
		<li>Kademeli adımlarla 5 ms, 40 ms aşağı veya aralığı ulaşan atrium yakalanması 1:1 elde etmek başarısız kadar hız ayarlama aralığı azaltın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tek extrastimulus Volta<ol>
<li>Temel sürücü veya 1:1 Atriyal uyarma elde etmek için hız ayarlama başarısız içsel ritim outpaces sürece temel sürücü (S1) hız ayarlama döngüsü uzunluğu 120 ms, 100 ms ve 80 ms için ayarlayın.</li>
		<li>10 tempolar için temel sürücü tren uyaranlara Volta sayısını ayarlayın.</li>
		<li>-10 MS temel döngüsü uzunluğu için ilk extrastimulus (S2) ayarlayın.</li>
		<li>S2 temel sürücü son hız ayarlama uyarıcı sonra teslim.</li>
		<li>S2 atrium depolarize başarısız kadar S2 kaplin aralığı 5 ms adımlarla giderek kısaltın.</li>
		<li>Ürün ateşe dayanıklı ömrü (ERP) atrium depolarize için başarısız en uzun S2 aralığı belirlemek.</li>
		<li>ERP oranı uyarlaması değerlendirmek için ERP en az 3 farklı temel döngüsü uzunlukları ile değerlendirin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Atriyal tachyarrhythmias ikna etmek için pacing çift ve Üç Kişilik extrastimuli<ol>
<li>S2 aralığı bir noktaya S2 ERP dışında 20 ms yeniden yok aritmiler gözlenir.</li>
		<li>S2 olarak aynı aralığı ile başlayan ikinci extrastimulus (S3) ekleyin.</li>
		<li>Atrium depolarize S3 başarısız kadar aşamalı olarak 5 ms adımlarla S2 ve S3 kaplin aralığını azaltın.</li>
		<li>Bir noktaya ERP dışında 10 ms S2 aralığını sıfırlamak sonra adımları yineleyin 3.5.3.</li>
		<li>Puan her ERP dışında 20 ms için S2 ve S3 aralıkları sıfırlayın.</li>
		<li>S3 olarak aynı aralığı ile başlayan üçüncü extrastimulus (S4) ekleyin.</li>
		<li>S4 atrium depolarize başarısız kadar aşamalı olarak 5 ms adımlarla S3 ve S4 kaplin aralığını azaltın.</li>
		<li>Bir noktaya ERP dışında 10 ms S3 aralığı sıfırlamak sonra 3.5.7 arasındaki adımları yineleyin.</li>
		<li>Puan ERP dışında 10 ms için S2 ve S3 aralıkları sıfırlama sonra 3.5.7 arasındaki adımları yineleyin.</li>
		<li>Atriyal tachyarrhythmias inducibility benzer şekilde programlanmış bir çekim gücü kullanarak tekrarlanabilir indüksiyon tarafından tanımlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Atriyal tachyarrhythmias inducibility değerlendirilmesi<ol>
<li>Sürekli olarak EKG'nin tüm hız ayarlama protokolleri (Adım 3.3-3.5.) sırasında kayıt.</li>
		<li>Optik kayıtları sırasında ve sonrasında herhangi bir Atriyal taşikardi (AT) veya tekrarlayan Atriyal yanıt (RAR) indüksiyon kaydetmek için her stimülasyon gerçekleştirin.</li>
		<li>Tekrarlanabilirlik AF veya bir RAR indüklenen zaman aynı hız ayarlama iletişim kuralını uygulayarak doğrulayın.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gollob, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatic+mutations+in+the+Connexin+40+Gene+(GJA5)+in+atrial+fibrillation.">Somatic mutations in the Connexin 40 Gene (GJA5) in atrial fibrillation.</a> New Engl J Med. 354, 2677-2688 (2006).</li><li>Gudbjartsson, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variants+conferring+risk+of+atrial+fibrillation+on+chromosome+4q25.">Variants conferring risk of atrial fibrillation on chromosome 4q25.</a> Nature. 448, 353-357 (2007).</li><li>Ellinor, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meta-analysis+identifies+six+new+susceptibility+loci+for+atrial+fibrillation.">Meta-analysis identifies six new susceptibility loci for atrial fibrillation.</a> Nat. Genet. 44, 670-675 (2012).</li><li>Sinner, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+genetic,+transcriptional,+and+functional+analyses+to+identify+5+novel+genes+for+atrial+fibrillation.">Integrating genetic, transcriptional, and functional analyses to identify 5 novel genes for atrial fibrillation.</a> Circulation. 130, 1225-1235 (2014).</li><li>Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+analysis+of+cardiac+optical+mapping+data+obtained+with+potentiometric+dyes.">Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes.</a> Am J Physiol-Heart C. 303, H753-H765 (2012).</li><li>Oishi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stretch+of+Atrial+myocytes+stimulates+recruitment+of+macrophages+via+ATP+released+through+gap-junction+channels.">Stretch of Atrial myocytes stimulates recruitment of macrophages via ATP released through gap-junction channels.</a> J. Pharmacol. Sci. 120, 296-304 (2012).</li><li>Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+voltage+and+calcium+in+cardiac+cells+&amp;+tissues.">Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells &amp; tissues.</a> Circ. Res. 110, 609-623 (2012).</li><li>Girouard, S. D., Pastore, J. M., Laurita, K. R., Gregory, K. W., Rosenbaum, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+in+a+new+guinea+pig+model+of+ventricular+tachycardia+reveals+mechanisms+for+multiple+wavelengths+in+a+single+reentrant+circuit.">Optical mapping in a new guinea pig model of ventricular tachycardia reveals mechanisms for multiple wavelengths in a single reentrant circuit.</a> Circulation. 93, 603-613 (1996).</li><li>Koizumi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+defects+in+a+His-Purkinje+system+transcription+factor,+IRX3,+cause+lethal+cardiac+arrhythmias.">Genetic defects in a His-Purkinje system transcription factor, IRX3, cause lethal cardiac arrhythmias.</a> Eur. Heart J. 37, 1469-1475 (2016).</li><li>Glukhov, A. V., Uchida, K., Efimov, I. R., Nichols, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+roles+of+KATP+channel+subunits+in+metabolic+inhibition.">Functional roles of KATP channel subunits in metabolic inhibition.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 62, 90-98 (2013).</li><li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-fat+diet+increases+vulnerability+to+atrial+arrhythmia+by+conduction+disturbance+via+miR-27b.">High-fat diet increases vulnerability to atrial arrhythmia by conduction disturbance via miR-27b.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 90, 38-46 (2016).</li><li>Choi, B. -. R., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+maps+of+optical+action+potentials+and+calcium+transients+in+guinea-pig+hearts:+mechanisms+underlying+concordant+alternans.">Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans.</a> J. Physiol. 529, 171-188 (2000).</li><li>Hwang, G. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+and+vulnerability+to+fibrillation+and+defibrillation+in+Langendorff-perfused+rabbit+ventricles.">Intracellular calcium and vulnerability to fibrillation and defibrillation in Langendorff-perfused rabbit ventricles.</a> Circulation. 114, 2595-2603 (2006).</li><li>Kwaku, K. F., Dillon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock-induced+depolarization+of+refractory+myocardium+prevents+wave-front+propagation+in+defibrillation.">Shock-induced depolarization of refractory myocardium prevents wave-front propagation in defibrillation.</a> Circ. Res. 79, 957-973 (1996).</li><li>Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+action+potentials+and+calcium+transients+in+the+mouse+heart.">Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart.</a> J. Vis. Exp. (55), e3275 (2011).</li><li>Eijsbouts, S. C. M., Majidi, M., Zandvoort, M. v., Allessie, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+atrial+dilation+on+heterogeneity+in+conduction+in+the+isolated+rabbit+heart.">Effects of acute atrial dilation on heterogeneity in conduction in the isolated rabbit heart.</a> J. Cardiovasc. Electr. 14, 269-278 (2003).</li><li>Ravelli, F., Allessie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Atrial+dilatation+on+refractory+period+and+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+the+isolated+Langendorff-perfused+rabbit+heart.">Effects of Atrial dilatation on refractory period and vulnerability to atrial fibrillation in the isolated Langendorff-perfused rabbit heart.</a> Circulation. 96, 1686-1695 (1997).</li><li>Sasano, T., McDonald, A. D., Kikuchi, K., Donahue, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+ablation+of+ventricular+tachycardia+after+myocardial+infarction.">Molecular ablation of ventricular tachycardia after myocardial infarction.</a> Nat. Med. 12, 1256-1258 (2006).</li><li>Wakimoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+atrial+tachycardia+and+fibrillation+in+the+mouse+heart.">Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart.</a> Cardiovasc. Res. 50, 463-473 (2001).</li><li>Haissaguerre, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+Initiation+of+Atrial+Fibrillation+by+Ectopic+Beats+Originating+in+the+Pulmonary+Veins.">Spontaneous Initiation of Atrial Fibrillation by Ectopic Beats Originating in the Pulmonary Veins.</a> New Engl J Med. 339, 659-666 (1998).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Optik eşleme türleri çalışmak için kardiyak Elektrofizyoloji7köklü bir manevra ve Ventriküler Aritmiler8,9, hem de Atriyal olanlar değerlendirmek için oldukça yararlı bir araç10,11 . Aynı anda eşleme transmembran potansiyeli ve Ca2 + geçişler aritmiler kalp yetmezliği ya da diğer kalp hastalıkları12,13temel mekanizmaları anlamak için yararlıdır. Ne zaman diğer Elektrofizyolojik değerlendirme yöntemleri, bu bir tek hücre veya hücre yaprak kullanarak gibi karşılaştırma perfused kalbinde optik eşlemenin mutlak üstünlükleri sağlam atrium ve tel şeklinde değerlendirilmesi biridir ve ventrikül, sadece sırasında sinüs ritmi aynı zamanda bağlı aritmiler14sırasında. Fare Kalpler, özellikle atrium, insanlar bir vekil olarak kullanmak için bir girişim zorluk ana toprak dolay iden onların küçük büyüklük karşılaştı, ancak, genetik mühendisliğiyle hayvan değerlendirme açısından çekici bir deneysel model fare model ve bu sorunu aşmak gerekir. Yaklaşımımız bir yönde çözmek için sağlar.
Optik eşleme cihazlarımızı bütün fare kalpler15konvansiyonel sistem temelde benzer olsa da, bizim yöntem fare atrium bazı değişiklikler yaparak değerlendiren avantajına sahiptir. İlk olarak, yüksek kayma ve temporal çözünürlüğe kadar 0,1 ms/çerçeve ve 20 µm/piksel ve fare atrium iletim hızı ve yayılma desende daha hassas bir ölçüm katkıda bu yüksek çözünürlüklü eşleştirme elde etmek için takip etti. İkinci olarak, herhangi bir gereksiz mekanik hasarı veya olan Elektrofizyolojik özellikleri 16,17değiştirmek, atrium, streç önlemek için kalıcı bir iğne doğrudan LV Intra-odası basıncı azaltmak eklenir, o LA önceki gibi eklemek yerine15çalışma. Ayrıca, pacing uyarıcı işletim sistemindeki RA yerleştirilen özel yapılmış 1-Fransızca boyut elektrot kateter aracılığıyla teslim ama bir iğne elektrot tarafından hangi atrium zarar değil. Herhangi bir iğne Atriyal apendiks sabitleme hangi geçmiş çalışma15' te kullanıldığı kaçınılmalıdır. Üçüncü olarak, aritmiler temel mekanizması değerlendirme açısından, Atriyal tachyarrhythmias ikna etmek için programlanmış stimülasyon Protokolü çok önemli18,19yaşında. Veri bloğu pacing dahil olmak üzere klinik Elektrofizyolojik çalışmalar ve pacing, fare kalp için hız ayarlama aralığı bir değişiklik ile üçlü extrastimuli kadar programlanmış uyarılması için aynı gerçekleştiriyoruz. Böylece, temel ölçüm parametrelerin yanında protokol AT inducibility değerlendirmek olabilir. Gerektiğinde, AT inducibility isoproterenol veya diğer ilaçlar yönetimi ile değerlendirilir. Deneyim, vahşi tipi fareler çok az bile tam stimülasyon Protokolü sonra herhangi bir ATs göster. Böylece, AT inducibility Genetik mutasyonlar, cerrahi işlemler ve uyuşturucu11yönetimi gibi birçok patolojik durumlardan katkı değerlendirmek için önemli bilgiler olmalıdır. Bu değişiklikleri olduğu gibi fare atrium kesin Elektrofizyolojik değerlendirme optimize.
Bu yöntem aynı zamanda bazı sınırlamalar vardır. İlk olarak, en yüksek Uzaysal çözünürlük 5 X objektif lens ile kullanarak, görüş alanı (FOV) bir parçası atrium sınırlıdır (i.e. sadece sol atriyal apendiks olarak gösterildiği şekil 2a). Atrium büyük FOV elde etmek için bir 1.6 X objektif lens bazen tercih edilir (şekil 2b) olduğunu. Atriyal yüzeyi kavisli çünkü İkincisi, iğne ile atrium düzeltmeden, bazen doğru Atriyal iletim özelliklerini ölçmek zordur. Yani, biz pimleri tarafından tamir yerine düzleştirmek için yüzeyinde cam yerleştirilir. Bu yöntem ayrıca titreşimleri çözüm yapıdan hareket önlemek için yararlıdır. Üçüncü olarak, bizim yöntemi ile tüm FOV elde etmek oldukça zor, anterior ve posteiror görünümü düzgün kullanmak için daha Şekil 2' de gösterildiği gibi diğer yaklaşımı bizim yaklaşım-daha önemlidir. Ön görünüm avantaj dayanabilecek patolojik koşullarında, özellikle ek parça (şekil 4) söz konusu olduğunda açık gözlem olacaktır. Öte yandan, arka görünümü Atriyal posterior duvar iyi bir görünüm elde etme bir avantaja sahiptir ve miyokardiyal kol aktivitesinden tetikleme detaylı bir kayıt olabilir. Ne zaman zor uygun bir görünüm elde etmek için ve kavisli yüzeyi bizim yöntemiyle düzleştirmek için atrium pins tarafından en az gerilim ile sabit olabilir.
Bizim yöntemi ile 3 olası sorunlar, Boyama, pacing ve aritmi indüksiyon var. Başarısızlık, boyama yüklenmemişse veya hafif Floresans gözlenen, optik eşleme aparatı doğru şekilde monte edilir ve olup reaktif uygun şekilde saklanan ve kullanılan kontrol etmelisiniz. Perfüzyon çözüm durumunu da çok önemli, hangi da Elektrofizyolojik özellikleri kalp kendisi, yani, pH, sıcaklık, dahil olmak üzere çözüm durumunu etkileyebilir ve olup olmadığını kesinlikle izlenecek yeterli havalandırma vardır. Herhangi bir hava embolisi kalbinde önlemek önemlidir. Pacing uyaranlara atrium, heyecanlandırmak değil başarısızlık pacing için araştırmacılar kablolama devre test cihazı kullanarak doğru olup olmadığını kontrol etmelisiniz. Pacing uyaranlara doğru yüzdelik oluşturulduğu elektrot doku ile iletişim sorunudur. Elektrotlar yeniden konumlandırma sorunu çözebilirsiniz ve hız ayarlama kateter kullanarak bizim yaklaşım kolaylaştırır. Aritmi indüksiyon zorluk için RV Volta AT sınırlı bazı durumlarda indüksiyon için kullanılabilir. Hangi iki elektrot distal ve proksimal elektrotları RV ve RA, sırasıyla bulunabilir quadripolar elektrot kateter kullanarak, bu hız ayarlama site RA için karavana değiştirmek kolaydır Bu kateter eşzamanlı ventrikül etkinleştirme sinyal Atriyal uyarma sinyal maskeleri zaman ventrikül uyarma değişen için de yararlıdır.
Bu yöntem katkıda bulunacak genotip fenotip değerlendirmek için AF etkileşimlerde yeni özellikle hangi ile soruşturma başarısız tarafından diğer yaklaşımlar gösterileceğini genler için GWAS gibi çalışmalar roman tarafından bulunan genler ile ilgili. Aygıtlar ve teknikleri ilerleme ile AF20önemli kaynağıdır, pulmoner ven kol Elektrofizyolojik özellikleri Bu yaklaşımla sağlam kalbinde tespit edilebilir.

Memelilerde 4 chambers, kalp oluşur. Üst iki odaları atria, ve ventrikül daha düşük olanlar vardır. Ventrikül kan sistemik veya pulmoner dolaşım için dışarı atmak için pompa olarak çalışıyorum. Kulakçık sistemik veya pulmoner damarlardan dönen kan almak ve ventrikül kan taşıyan bir verimli kalp pompası işlevi elde etmek için yardımcı olur. Elektrofizyolojik bir açıdan Kulakçık önemli fonksiyonu kalp ritmi düzenlemektir. Elektrik sinyallerini üstün vena kava (SVC) ve Sağ atrium (RA), arasında kavşağında bulunan sinüs düğümünden kaynaklanan sonra RA ve Sol atriyum (LA) için yaymak ve ventrikül Atriyoventriküler düğüm ve onun Purkinje için kuralları iletim sistemi.
Aritmiler, kalp ritim bozuklukları olan Atriyal ve Ventriküler kökenlerine göre sınıflandırılır. Atriyal fibrilasyon (AF) Kulakçık rasgele ve hızlı uyarma tarafından karakterize bir ritim bozukluğu en yaygın sürekli biçimidir. Son genetik analizler ve genom çapında dernek çalışmaları (GWAS) AF ve Genetik mutasyonlar veya monopolymorphisms1,2,3,4arasındaki ilişkiyi göstermiştir. Bu bulgular AF en azından kısmen genetik bir neden ile ilişkili olduğunu gösteriyor. Bu nedenle, bir genetik mühendisliğiyle hayvan modeli kullanarak Kulakçık genotip fenotip etkileşimlerde değerlendirmek için önemlidir. Fare genetik değişiklik için en köklü memeli olduğu yaygın olarak kabul edilir.
Optik haritalama tekniği kalp doku uyarma değerlendirmek için geliştirilmiştir. Ancak, fare atrium optik eşleme tarafından gözlenmesi nispeten küçük boyutuna tarafından engel oluyor. Fare atrium yüksek zamansal ve mekansal çözünürlükte ayrıntılı bir değerlendirme ulaşmak deneyin.

<table><tbody><tr><td>(-)-Blebbistatin</td><td>SIGMA</td><td>B0560-1MG</td><td>E-C decoupler to eliminate motion artifact during optical mapping</td></tr><tr><td>RH237</td><td>Biotium</td><td>61018</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Rhod2AM</td><td>Biotium</td><td>50024</td><td>Ca indicator</td></tr><tr><td>Pluronic F-127 20% solution in DMSO</td><td>Biotium</td><td>#59000</td><td>To enhance the staining with Rhod2AM</td></tr><tr><td>Di-4-ANEPPS</td><td>Wako</td><td>041-29111</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide</td><td>Wako</td><td>046-21981</td><td>Solvent for reagents</td></tr><tr><td>Bottle top filter</td><td>Corning</td><td>430513</td><td>For filtering Tyrode&#039;s solution</td></tr><tr><td>Haparin Sodium</td><td>Mochida Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>N/A</td><td>To avoid blood clots in the coronary artery</td></tr><tr><td>Air stone (&amp;phi;8 mm x 10 mm)</td><td>Tokyo Koshin Rikagaku Seisakusho</td><td>N/A</td><td>for aeration</td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku Corporation</td><td>N/A</td><td>For an anesthesia</td></tr><tr><td>Programmable stimulator</td><td>Fukuda Denshi</td><td>BC-05</td><td>Fukuda Denshi kindly rented us.</td></tr><tr><td>Power Lab</td><td>AD Instruments</td><td>Powerlab 26/8SP</td><td>To record blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>ML132</td><td>Amprifier for electrocardiogram</td></tr><tr><td>BP Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE117</td><td>Amprifier for blood pressure</td></tr><tr><td>LabChart</td><td>AD Instruments</td><td>Version 7</td><td>Software to record and analyze blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Disposable BP transducer</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td>pressure transducer</td></tr><tr><td>1-Fr custom made electrode catheter</td><td>Unique Medical</td><td>N/A</td><td>To pace right atrium</td></tr><tr><td>Polyethylene tube (OD: 0.8 mm, ID: 0.5 mm)</td><td>Natume Seisakujo</td><td>SP31</td><td>Put into superior vena cava to introduce electrode catheter</td></tr><tr><td>Millex-SV 5.00 &amp;mu;m</td><td>Merk Millipore</td><td>SLSV025LS</td><td>To filter the circulating Tyrode</td></tr><tr><td>24-gauge indwelling needle</td><td>TERUMO</td><td>SR-FS2419</td><td>Introduced into left ventricle to reduce the pressure in chamber</td></tr><tr><td>21-gauge needle</td><td>TERUMO</td><td>SN-2170</td><td>We cut the tip of needle and blunted it by filing</td></tr><tr><td>25-guage needle</td><td>TERUMO</td><td>NN-2525R</td><td></td></tr><tr><td>1-ml syringe</td><td>TERUMO</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>PVC tube</td><td>TERUMO</td><td>SF-ET0525</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>TERUMO</td><td>TS-TL2K</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>As one</td><td>3-1491-01</td><td></td></tr><tr><td>Custum made heating glass coil</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Custum made warming glass chamber</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Constant temperature circulating device</td><td>Lauda</td><td>E100</td><td>connected to heating coil and warming chamber</td></tr><tr><td>Cover glass (25 mm &amp;times; 60 mm)</td><td>Matsunami</td><td>C025601</td><td>Put on the atria to flatten the recording area</td></tr><tr><td>Perista pump</td><td>ATTO</td><td>SJ-1211</td><td>peristaltic pump</td></tr><tr><td>Stemi DV4</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Stereomicroscope</td></tr><tr><td>MiCAM ULTIMA-L2</td><td>Brainvision Inc.</td><td>UL-L2</td><td>Optical mapping System</td></tr><tr><td>BV_Ana Software</td><td>Brainvision Inc.</td><td>BV_Ana</td><td>Data Analysis Software</td></tr><tr><td>THT Macroscope</td><td>Brainvision Inc.</td><td>THT-ZS</td><td>Epi-Illumination Unit</td></tr><tr><td>LED Light Source</td><td>Brainvision Inc.</td><td>LEX2-G</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 560nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM560</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Excitation Filter 520/35nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-520/35-25</td><td></td></tr><tr><td>Projection lens Plan S 1.0X</td><td>Carl Zeiss</td><td>435200-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Focus Drive</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Objective lens Revolver</td><td>Carl Zeiss</td><td>435302-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Manual Focus Column</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Macroscope Base</td><td>Carl Zeiss</td><td>435430-9901-000</td><td></td></tr><tr><td>Straight Light Guide</td><td>MORITEX Corporation</td><td>MSG10-2200S</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Condenser Lens</td><td>MORITEX Corporation</td><td>ML-50</td><td></td></tr><tr><td>PLANAPO 5.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447243</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447157</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.6X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447050</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>Beam-Splitter</td><td>Brainvision Inc.</td><td>FLSP-2</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 665nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM665</td><td>Beam-Splitter</td></tr><tr><td>Emission Filter 572/28nm</td><td>Edmund Optics</td><td>#84-100</td><td>Rhod2-AM</td></tr><tr><td>Emission Filter 697/75nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-697/75-25</td><td>RH237 and Di-4-ANEPPS</td></tr><tr><td>0.2 mL PCR tube</td><td>Greiner Bio-One</td><td>671201</td><td></td></tr><tr><td>aluminum foil</td><td>Toyo alumi</td><td>0020</td><td></td></tr></tbody></table>

electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping

Genom çapında Derneği Atriyal fibrilasyon (AF) hedef çalışmalar genotip ve Elektrofizyolojik fenotip Kulakçık arasında güçlü bir ilişki belirttiler. Bu bize AF mekanizması aydınlatmak için bir genetik mühendisliğiyle fare modeli kullanmak için teşvik eder. Ancak, kendi küçük boyutu nedeniyle fare Kulakçık Elektrofizyolojik özellikleri değerlendirmek zordur. Bu iletişim kuralı bir yüksek zamansal ve mekansal çözünürlüklü periosteum Langendorff fare kalplerine bir optik haritalama sistemi kullanarak Kulakçık Elektrofizyolojik değerlendirme açıklar. Optik haritalama sistemi çift yüksek hızlı tamamlayıcı metal oksit yarı iletken kameralar ve yüksek büyütme objektif floresan bir voltaj duyarlı boya ve Ca2 + göstergesi algılamak için mercekler ile monte edilir. Fare Kulakçık değerlendirilmesi üzerinde odaklanmak için bir alana sahip 2 mm × 2 mm veya 10 mm x 10 mm, 100 × 100 çözünürlük (20 µm/piksel ya da 100 µm/piksel) ve ilâ 10 kHz (0.1 ms) maksimum örnekleme oranı ile optik eşlemesi gerçekleştirilir. Kateter pacing 1-Fransızca boyut quadripolar elektrot atrium herhangi bir mekanik hasar önleme üstün vena kava yoluyla Sağ atrium içine yerleştirilir ve stimülasyon pacing kateter teslim edilir. Bir Elektrofizyolojik çalışma sürekli pacing dahil olmak üzere programlanmış stimülasyon ile gerçekleştirilir, pacing ve Üç Kişilik extrastimuli Volta kadar patlamış. Bir kendiliğinden ya da ritim pacing altında optik eşleme aksiyon potansiyeli süresini, harekete geçirmek harita, iletim hızı ve Ca2 + sağ ve sol Kulakçık ayrı ayrı geçici kaydedildi. Buna ek olarak, programlanmış stimülasyon de Atriyal tachyarrhythmias inducibility belirler. Tam harekete geçirmek eşleme Atrium'a da uyarma sırasında bir indüklenen Atriyal taşiaritmi yayılmasını tanımlamak için gerçekleştirilir. Özel bir ayar ile optik eşleme fare patolojik modelleri avluda ayrıntılı bir Elektrofizyolojik değerlendirme sağlar.

Optik eşleme deneyler belgili tanımlık aygıt Şekil 1a' gösterildiği gibi kullanarak gerçekleştirilir. Optik sistem şeması Şekil 1badımında gösterilmektedir. Sistem membran potansiyeli ve Ca2 + avluda geçici yüksek çözünürlüklü bir analizini sunuyor.
Şekil 1 c ve dtasvir izole kalp ısı kontrollü bir odasında konumlandırılır. 1-Fransızca boyutu elektrot kateter SVC eklenen bir PE tüpünden RA yerleştirilir ve başka bir kalıcı PE tüp kalp odası üzerinde aşırı baskı önlemek için LV apex LV boşluğundan eklenir. Eşzamanlı ECG kaydı, katot (ECG kurşun [-]) cannulation iğneye bağlı ve anot (ECG kurşun [+]) Ventriküler apex eklenen PIN elektrot bağlı. Bu derleme herhangi bir mekanik hasar vermemek için kartı Kulakçık özelliğidir.
Membran gerilim değerlendirilmesi için Floresans di-4-ANEPPS kullanarak bir 10.000 kare/s örnekleme hızına (Şekil 2) ile kaydedilir. Harekete geçirmek harita sürekli pacing sırasında ra teslim alınır İyi eşleme küçük fare Kulakçık detaylı ve tel desende çözümleme sağlar.
Şekil 3 membran gerilimleri ve Ca2 + La ra sürekli pacing sırasında RH237 ve Rhod2AM kullanarak geçici temsilcisi izleri gösterir Biz 1000 kare/s ile mevcut ayarı Rhod2AM sinyal yeterli bir sinyal/noise oranı elde etmek için eşlemenin örnekleme hızını azaltın. Ancak, sistem aksiyon potansiyeli ve Ca2 + geçici arasındaki ilişkiyi analiz etmek için yeterli bir kalite sağlar.
O zaman patolojik bir koşul altında fare kullanarak programlanmış stimülasyon ile bir Atriyal taşiaritmi bir indüksiyon gerçekleştirmek. Şekil 4 sergileyen bir indüklenen optik bir kaydı bir fare atrium AT lekeli di-4-ANEPPS ile. Fareyi bir basınç aşırı atrium için 10 gün önce deney6uygulamak için bir transvers aort daralma yordam uğrar. Biz AT (120/100/100/80) pacing üçlü extrastimuli tarafından teşvik ve desteklemeyeceğini devre yayılmasını gözlemlemek.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig1.jpg"> Şekil 1. Optik haritalama sistemi. a. genel kurul Elektrofizyoloji/optik haritalama sistemi. b. şematik optik haritalama sistemi kompozisyon: mavi ok uyarma ışık ışık kaynağı tarafından oluşturulan gösterir. Objektif lens taret ile değiştirilebilir. Lekeli kalp verilmiş ışıktan kamera 1 ve kamera 2 arasında ikiye bölünmüş durumda. Kamera 1 membran gerilim için uzun dalga boyu sinyallerini algılar ve kamera 2 dalga boylarında 580 ± 20 nm bir bant filtre ile Ca2 + geçici için kaydeder. Yordamı sırasında EKG ve perfüzyon basıncı sürekli olarak kaydedilir ve ECG sinyali de aynı anda kayıt yazılımı optik eşlemeye içe aktarılır. c. hazırlık izole Kupa: kalpleri ile perfüzyon için artan aort yoluyla iğne körelmenin cannulated. Eşzamanlı ECG kayıtları için katot cannulation iğneye bağlı ve PIN elektrot ile anot ventrikül apex eklenir. ö. Cannulation tüp ve elektrotlar: kalp perfüzyon (cannulation iğne) için 21 lik körelmenin bir iğne ile cannulated. Elektrot (elektrot) uyarıcı bir 1-Fransızca boyutu üstün vena cava eklenen bir polietilen boru aracılığıyla Sağ atrium yerleştirilir. Cam Oda 37 ˚C odası boşluğunda dolaşan sıcak su tarafından ısıttı. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig2.jpg"> Şekil 2. Atrium'a da harekete geçirmek harita. a. temsilcisi aktivasyon haritalar ön görünümünde, bir 5 X objektif lens ve b. 1.6 X objektif lens ile arka görünümünde. (Sol paneli) Şematik izole kalp ve atrium. (Doğru kapı aynası) Di-4-ANEPPS 10.000 kare/s boyama ile Sol atriyum harekete geçirmek Haritası elde. Kayıt altında sürekli pacing Sağ atrium yerleştirilen uyarıcı elektrot ile gerçekleştirilir. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig3.jpg"> Şekil 3. Aksiyon potansiyeli ve Ca2 + geçici Sol atriyum içinde çift kayıt. a. izole kalp şematik. b. RH237 membran gerilim (Vm) ve Rhod2AM için Ca2 + geçici için kullanarak Sol atriyum floresan yoğunluğu temsilcisi görüntüsü. Kayıt 1000 kare/s. c. , 5 X objektif lens ile gerçekleştirilir Sağ atrium stimülasyon elektrot ile sürekli pacing sırasında aynı anda kayıt EKG (üst), RH237 sinyal (orta) ve Rhod2AM sinyal (altta). Siyah oklar stimülasyon sivri ve sarı ok ventrikül uyarma gösterir. Ventrikül bir ışık saçılım etkisi RH237 sinyal ve Rhod2AM sinyal hem de (sarı ok uçları) da görülebilir. ö. birleştirilmiş RH237 ve Rhod2AM iz yok. Aksiyon potansiyeli ve geçici Ca2 + değişiklikleri aynı anda kaydedilir. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig4.jpg"> Şekil 4. Harekete geçirmek eşleme sırasında Atriyal taşikardi. (Sol paneli) Şematik izole kalp. (Orta paneli) Harekete geçirmek harita bir Atriyal taşikardi (AT) sırasında. AT üçlü extrastimuli Volta tarafından Sağ atrium teslim akımıdır. (Doğru kapı aynası) Sinüs ritmi aynı fare kalbinde sırasında harekete geçirmek harita. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/56478fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
Takıma giren filmi 1. Temsilcisi film di-4-ANEPPS ile boyama kullanarak Atrium'a da potansiyel membran. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_1.zip">Bu dosyayı indirmek için buraya tıklayınız.</a>
Takıma giren film 2. Atriyal taşikardi ve sinüs ritim sırasında harekete geçirmek eşlemenin temsilcisi filmler. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_2.zip">Bu dosyayı indirmek için buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping at JoVE.com

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Yüksek çözünürlüklü optik eşleştirmenin fare Atria Elektrofizyolojik değerlendirme

Bu iletişim kuralı ile yüksek zamansal ve mekansal çözünürlüklü, membran gerilim çift kayıtları da dahil olmak üzere bir optik haritalama sistemi kullanan fare Kulakçık Elektrofizyolojik değerlendirme açıklar ve Ca2 + geçici altında programlanmış stimülasyon özel elektrot kateter aracılığıyla.

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

electrophysiological-assessment-murine-atria-with-high-resolution

Research

JoVE Journal

Medicine

9.8K Görüntüleme.  Tokyo Medical and Dental University. Bu iletişim kuralı ile yüksek zamansal ve mekansal çözünürlüklü, membran gerilim çift kayıtları da dahil olmak üzere bir optik haritalama sistemi kullanan fare Kulakçık Elektrofizyolojik değerlendirme açıklar ve Ca2 + geçici altında programlanmış stimülasyon özel elektrot kateter aracılığıyla.

Video: Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Çok parametreli Langendorff perfüze Tavşan Kalp Optik Haritalama

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Biyomühendislik

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Fare Kalp Aksiyon Potansiyelleri ve Kalsiyum Geçici Optik Haritalama

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

High-Resolution Endocardial and Epicardial Optical Mapping in a Sheep Model of Stretch-Induced Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance seen in clinical practice and its prevalence is expected to increase in the coming years.3 Increased intra-atrial pressure and dilatation have been long recognized to lead to AF,1,4 which highlights the relevance of using animal models and stretch to study AF dynamics. Understanding the mechanisms underlying AF requires visualization of the cardiac electrical waves with high spatial and temporal resolution. While high-temporal resolution can be achieved by conventional electrical mapping traditionally used in human electrophysiological studies, the small number of intra-atrial electrodes that can be used simultaneously limits the spatial resolution and precludes any detailed tracking of the electrical waves during the arrhythmia. The introduction of optical mapping in the early 90's enabled wide-field characterization of fibrillatory activity together with sub-millimeter spatial resolution in animal models5,6 and led to the identification of rapidly spinning electrical wave patterns (rotors) as the sources of the fibrillatory activity that may occur in the ventricles or the atria.7-9 Using combined time- and frequency-domain analyses of optical mapping it is possible to demonstrate discrete sites of high frequency periodic activity during AF, along with frequency gradients between left and right atrium. The region with fastest rotors activates at the highest frequency and drives the overall arrhythmia.10,11 The waves emanating from such rotor interact with either functional or anatomic obstacles in their path, resulting in the phenomenon of fibrillatory conduction.12 Mapping the endocardial surface of the posterior left atrium (PLA) allows the tracking of AF wave dynamics in the region with the highest rotor frequency. Importantly, the PLA is the region where intracavitary catheter-based ablative procedures are most successful terminating AF in patients,13 which underscores the relevance of studying AF dynamics from the interior of the left atrium. Here we describe a sheep model of acute stretch-induced AF, which resembles some of the characteristics of human paroxysmal AF. Epicardial mapping on the left atrium is complemented with endocardial mapping of the PLA using a dual-channel rigid borescope c-mounted to a CCD camera, which represents the most direct approach to visualize the patterns of activation in the most relevant region for AF maintenance.

This report provides a detailed description of the methodology and results of simultaneous endocardial and epicardial optical mapping of electrical excitation in the intact left atrium of a Langendorff-perfused sheep heart during stretch-induced atrial fibrillation.

Stretch Bağlı Atriyal Fibrilasyon Koyun Modelinde Yüksek Çözünürlüklü Endokardial ve Epikardiyal Optik Haritalama

 Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance ...

Tıp

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

Langendorff perfüze sıçan Kalpler Optik Haritalama

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Biyoloji

Optical Imaging of Isolated Murine Ventricular Myocytes

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances in calcium sensitive dyes have permitted the robust optical recording of single cell calcium dynamics, recording of robust transmembrane optical voltage signals has remained difficult. Arguably, this is because of the low single to noise ratio, phototoxicity, and photobleaching of traditional potentiometric dyes. Therefore, single cell voltage measurements have long been confined to the patch clamp technique which while the gold standard, is technically demanding and low throughput. However, with the development of novel potentiometric dyes, large, fast optical responses to changes in voltage can be obtained with little to no phototoxicity and photobleaching. This protocol describes in detail how to isolate adult murine myocytes which can be used for cellular shortening, calcium, and optical voltage measurements. Specifically, the protocol describes how to use a ratiometric calcium dye, a single-excitation calcium dye, and a single excitation voltage dye. This approach can be used to assess the cardiotoxicity and arrhythmogenicity of various chemical agents. While phototoxicity is still an issue at the single cell level, methodology is discussed on how to reduce it.

We present the methodology for the isolation of murine myocytes and how to obtain voltage or calcium traces simultaneously with sarcomere shortening traces using fluorescence photometry with simultaneous digital cell geometry measurements.

İzole Murine Ventriküler Miyositlerin Optik Görüntülemesi

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances ...

High-Throughput Analysis of Optical Mapping Data Using ElectroMap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we present, in a step-by-step guide, the use of ElectroMap for analysis, quantification, and mapping of high-resolution voltage and calcium datasets acquired by optical mapping. ElectroMap analysis options cover a wide variety of key electrophysiological parameters, and the graphical user interface allows straightforward modification of pre-processing and parameter definitions, making ElectroMap applicable to a wide range of experimental models. We show how built-in pacing frequency detection and signal segmentation allows high-throughput analysis of entire experimental recordings, acute responses, and single beat-to-beat variability. Additionally, ElectroMap incorporates automated multi-beat averaging to improve signal quality of noisy datasets, and here we demonstrate how this feature can help elucidate electrophysiological changes that might otherwise go undetected when using single beat analysis. Custom modules are included within the software for detailed investigation of conduction, single file analysis, and alternans, as demonstrated here. This software platform can be used to enable and accelerate the processing, analysis, and mapping of complex cardiac electrophysiology.

This protocol describes the setup and use of ElectroMap, a MATLAB-based open-source software platform for analysis of cardiac optical mapping data. ElectroMap provides a versatile high-throughput tool for analysis of optical mapping voltage and calcium datasets across a wide range of cardiac experimental models.

Elektromap kullanarak optik haritalama verilerinin yüksek verim Analizi

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we ...

Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to larger animals. Yet, larger mammals are better suited for translational research questions related to normal cardiac physiology, pathophysiology, and preclinical testing of therapeutic agents. To overcome the technical barriers associated with employing a larger animal model in cardiac research, we describe an approach to measure physiological parameters in an isolated, Langendorff-perfused piglet heart. This approach combines two powerful experimental tools to evaluate the state of the heart: electrophysiology (EP) study and simultaneous optical mapping of transmembrane voltage and intracellular calcium using parameter sensitive dyes (RH237, Rhod2-AM). The described methodologies are well suited for translational studies investigating the cardiac conduction system, alterations in action potential morphology, calcium handling, excitation-contraction coupling and the incidence of cardiac alternans or arrhythmias.

The objective of this study was to establish a method for investigating cardiac dynamics using a translational animal model. The described experimental approach incorporates dual-emission optocardiography in conjunction with an electrophysiological study to assess electrical activity in an isolated, intact porcine heart model.

Ex Vivo Langendorff perfüzyonlu Kalplerin Optokardiyografi ve Elektrofizyoloji Çalışmaları

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte monolayers. HL-1 cells have been widely used as a 2-Dimensional cellular model for studying diverse aspects of cardiac physiology. However, it has been a great challenge to optically map calcium (Ca) transients and action potentials simultaneously from the same field of view in a cultured HL-1 atrial cell monolayer. This is because special handling and care is required to prepare healthy cells that can be electrically captured and optically mapped. Therefore, we have developed an optimal working protocol for dual channel optical mapping. In this manuscript, we have described in detail how to perform the dual channel optical mapping experiment. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of action potential propagation and Ca kinetics in arrhythmia development.

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

Kültürlü HL-1 Atriyal miyositlerdeki Monolayer Gerilim ve Kalsiyum Çift Kanal Optik Haritalama

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

This article describes the detailed protocol and equipment necessary for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ in the Langendorff-perfused rabbit heart. This method allows for direct observation and quantification of Vm and SR Ca2+ dynamics in the intact heart.

Intra-Sarkoplazmik Retikulum Ca Optik Haritalama<sup&gt; 2+</sup&gt; Ve Langendorff-perfüze Tavşan Heart Transmembran Potansiyeli

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.

Yüksek çözünürlüklü optik eşleştirmenin fare Atria Elektrofizyolojik değerlendirme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet