Yazarlar Gred, Université Clermont Auvergne ve Centre International de Chirurgie Endoscopique (hepsi Clermont-Ferrand, Fransa'da) personeline teşekkür etmek istiyor.

Çalışma protokolü, preclinicaltrials.eu'a(Klinik öncesi kayıt tanımlayıcısı PCTE0000129) kaydedilmeden önce Fransız Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche Hayvan Etik Komitesi (onay numarası 01505.03) tarafından onaylandı. Tüm prosedürler Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Fransa'da Hayvan Araştırmaları: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) yönergelerine uygun olarakgerçekleştirildi 36.
1. Hayvan hazırlama ve anestezi
<ol><li>Domuz yavrusu modu<ol>
<li>Deneysel protokolün, 3R ilkeleri (değiştirme, azaltma ve iyileştirme) ve ulusal/uluslararası düzenlemeler de dahil olmak üzere hayvan deneyleri yönergeleriyle tutarlı olduğundan emin olun.</li>
		<li>Protokole başlamadan önce ilgili kurumda deney hayvanlarının bakımı ve kullanımı için etik kuruldan onay alın.</li>
		<li>Erkek beyaz landrace domuz yavrusu kullanın (2-4 aylık; 10-15 kg ağırlığında).</li>
		<li>Domuz yavrularını intramüsküler azaperon kullanarak premedikasyondan sonra supine pozisyonuna yerleştirin (1.2.2'de açıklanmıştır).</li>
	</ol></li>
	<li>Anestezi indüksiyonu<ol>
<li>Suya ücretsiz erişime izin verirken hayvanların bir gece boyunca yiyecek bulundurmasını kısıtlayın.</li>
		<li>Kulağın arkasında kas içi azaperon (2 mg.kg-1)kullanarak domuz yavrusuna anksiyylitik premedikasyon uygular.</li>
		<li>Medial ve lateral aturiküler damarı tanımlamak için domuz yavrusunun auriküler tabanının yumuşak dokularına bir parmak basıncı uygulayın.</li>
		<li>Domuz yavrusu medial veya lateral auriküler damarına periferik intravenöz 22 G kateter yerleştirin. Kateterle cilt boyunca 45° sığ bir açıyla takip edin ve kateterden kan görünene kadar ilerleyin.</li>
		<li>İntravenöz propofol (3 mg.kg-1)ve sufentanil (0.3 μ g.kg-1) ile genel anesteziyeneden olur 37. Pedal refleksine yanıt vermeyerek anestezinin derinliğini kontrol edin.</li>
	</ol></li>
	<li>Trakeal entübasyon38,39<ol>
<li>Laringoskopu 4 numara düz Miller laringoskop bıçağı kullanarak hazırlayın.</li>
		<li>Laringoskopu farengeal boşluğa geçirin ve dili laringoskop bıçağıyla bastırın, epiglottileri görünür hale getirin.</li>
		<li>Orotrakeal entübasyondan önce domuz yavrusunun larenks açıklığı görselleştirin.</li>
		<li>6 mm iç çaplı manşetli endotrakeal tüp takın.</li>
		<li>Endotrakeal tüp manşetini şişirerek 20–30 cmH2O civarında bir manşet basıncına ulaşın.</li>
		<li>Endotrakeal tüpü mikropore cerrahi bantla domuz yavrusunun burnuna sabitleyin.</li>
		<li>Ventilatöre bağlanın ve bölüm 3'te açıklanan ayarları izleyerek mekanik havalandırmayı başlatın.</li>
	</ol></li>
	<li>Sedasyon bakımı<ol>
<li>Asit kaynaklı akciğer hasarından önce propofol (5 mg.kg -1 .h-1)sürekli intravenöz infüzyonu ile anesteziyi koruyun. Halojenli ajanlar başladığında propofol infüzyonu durdurulacaktır.</li>
		<li>Ağrı yönetimi için sürekli intravenöz remifentanil infüzyonu (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1,dk−1)ekleyin.</li>
		<li>Nöromüsküler bir blokaj için sürekli intravenöz cisatracurium infüzyonu(0.2 mg.kg -1.h-1)ekleyin.</li>
		<li>Domuz yavrusu vücut sıcaklığını ılık battaniyeler kullanarak yaklaşık 38 °C'de tutun.</li>
		<li>Harici bir monitör kullanarak elektrokardiyogram aktivitesini, periferik oksijen doygunluğunu (SpO2)ve arteriyel basıncı sürekli izleyin.</li>
	</ol></li>
	<li>Ameliyat<ol>
<li>3 lümenli kateter (7 Fransızca, 16 cm) takmak için sağ iç juguler damarın cerrahi maruziyetini ve Seldinger yöntemini kullanarak merkezi venöz erişim ekleyin.<ol>
<li>Boynun ventral yönünde, nefes borusundan 2 cm yanal olmak üzere bir kese orta çizgi kesisi yapın. Dokuları parçalamak için cerrahi tokmaklar kullanın.</li>
			<li>İç juguler damarı lokalize edin (yaklaşık 1-2 cm derinliğinde, iç şahdamarına yanal) ve iğneyi (18 G, 6,35 cm) kullanarak kraniosaudal yön yönlendirmeli bir delinme yapın.</li>
			<li>Elle, "J" kılavuz telini (0,81 mm çapında, 60 cm) iğneden geçirin. İğneyi yavaşça çıkarın ve "J" kılavuz tel boyunca iç juguler damara üç çizgili bir venöz kateteri hızla yerleştirin. Venöz kateteri yerinde tutarken "J" kılavuz telini çıkarın.</li>
			<li>Havayı farklı çizgilerden çıkarmak için venöz kateterin her satırından kan apire edin ve üç hattı durulamak için 5 mL tuzlu su çözeltisi (% 0.9 NaCl) ile yıkayın.</li>
			<li>Sürekli Lembert desenini takiben cildi 3.0 emilemez dikiş ipliği ile dikin ve merkezi venöz kateterin her yanal perforasyonunda tek bir dikiş ve üçlü düğüm ile kateteri cilde sabitle.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Sağ femoral arterin cerrahi maruziyeti yoluyla bir arter hattı yerleştirin ve termodilüyon kateterini (3-5 Fransızca, 20 cm) yerleştirmek için Seldinger yöntemini kullanın.<ol>
<li>Domuz yavrusunun sağ ön ayak kısmını uzatmaya yerleştirin.</li>
			<li>Domuz yavrusu sağ kasık bölgesinde bir kese kesi yapın. Deri altı ve kas dokularını parçalamak için cerrahi tokmaklar kullanın.</li>
			<li>Femoral nabzı (yaklaşık 3-4 cm derinliğinde) palpe ederek sağ uyluk atardamarını lokalize edin ve iğneyi (19 G, 54 mm) kullanarak kaudokranial yön yönelimli bir delinme yapın.</li>
			<li>"J" kılavuz telini iğneden geçirin. İğneyi yavaşça çıkarın ve kılavuz tel boyunca femoral artere hızlı bir şekilde bir arter kateteri yerleştirin. Kateteri yerinde tutarken kılavuz teli çıkarın.</li>
			<li>Havayı arteriyel kateterden çıkarın ve hattı durulamak için tuzlu su çözeltisi ile yıkayın.</li>
			<li>Sürekli Lembert desenini takiben 3.0 emilemez dikiş ipliği ile cildi dikin ve kateteri tek bir dikiş ve arteriyel kateterin her yanal delinmesinde üçlü düğümlerle cilde sabitle.</li>
			<li>Seri kan örneklerinin alınmasına ve sürekli hemodinamik izlemeye (arteriyel basınç, kardiyak indeks ve vücut ağırlığına indekslenmiş olarak ekstravasküler akciğer suyu) bir darbe konturu kardiyak çıkış monitörü cihazı ile izin vermek için kateteri arteriyel hat borularına takın.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Asit kaynaklı akut akciğer yaralanması
DİkKAT: Asidin cilde veya gözlere temas etme riskini önlemek için bu adım sırasında eldiven ve gözlük kullanın)
<ol><li>0,05 M ve pH 1,4'te 100 mL HCl yapın.</li>
	<li>Sternumun son bölümünün anatomik dönüm noktasını kullanarak, endotrakeal tüpün ucu ile domuz yavrusunun karinası arasındaki mesafeyi ölçün.</li>
	<li>Ch14 emiş kateterinde siyah bir kalemle bu mesafeyi işaretleyin.</li>
	<li>Emiş kateterini endotrakeal tüpten siyah simge yapıya kadar yerleştirin.</li>
	<li>Emme kateterinden 3 dakikadan fazla 4 mL.kg-1 (vücut ağırlığı) asit aşılayın.</li>
	<li>Emme kateterini çıkarın.</li>
</ol>3. Mekanik havalandırma
<ol><li>Yoğun bakım ventilatöründe hacim kontrollü ventilasyon kullanın.</li>
	<li>6 mL.kg-1gelgit hacmi , 5 cmH2O pozitif uç ekspiratuar basınç (PEEP) ve% 40'lık ilham verici bir oksijen fraksiyonu (FiO2)kullanın.</li>
	<li>35 ila 45 mmHg arasındaki son gelgit karbondioksitini korumak için solunum hızını ayarlayın. NOT: Önceki çalışmalara dayanarak37,40,41, akciğer hasarı arteriyel oksijen gerilimi (PaO2)-to-FiO 2 oranı taban çizgisine göre%25'e düştüğünde, hava yolu HCl aşılamasından yaklaşık 1 saat sonra tespit edilir.</li>
</ol>4. Halojenli anestezikler
NOT: Asit kaynaklı akciğer hasarı elde edildikten sonra halojenli anestezikler (sevofluran veya izofluran) kullanarak sedasyona başlayın. Propofol kullanılarak intravenöz sedasyon daha sonra kesilmelidir.
<ol><li>Şırınnanın doldurulması (Şekil 1A): Üretici tarafından sağlanan dolum adaptörünü halojenli ajanın 250 mL şişesine ve 60 mL şırınna dolum adaptörüne takın. Şişeyi ters çevirin ve pistonu iterek ve çekerek şırınnayı doldurun. Şişeyi dik çevirin ve şırınnayı çıkarın.</li>
	<li>Atma ( Şekil1B)<ol>
<li>Halojenli hidrokarbon anestezik gazları gidermek için kullanılan kömür filtresini solunum cihazına yakın bir yere yerleştirin.</li>
		<li>Koruyucu kapağı kömür filtresinden çıkarın.</li>
		<li>Kömür filtresini, esnek bir tüple ventilatörün ekspiratör vanasına bağlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anestezik koruma cihazını (solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan cihaz) (Şekil 1C) aşağıda açıklandığı gibi kullanın.<ol>
<li>İyonomer membran kurutucu hattını anestezik koruma cihazının gaz örnekleme portuna bağlayın.</li>
		<li>Gaz örnekleme hattının bir tarafını iyonomer membran kurutucu hattına bağlayın.</li>
		<li>Gaz örnekleme hattının diğer tarafını gaz analizörüne bağlayın.</li>
		<li>Anestezik koruma cihazını solunum devresinin Y parçası ile endotrakeal tüp arasına yerleştirin.</li>
		<li>Anestezik koruma cihazının siyah tarafının yukarıda olduğundan ve domuz yavrusuna doğru eğimli olduğundan emin olun.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anestezik koruma cihazı aracılığıyla solunan sedasyon sunun (Şekil 2).<ol>
<li>Özel şırındıcı şırınna pompasına yerleştirin.</li>
		<li>Anestezik ajan hattını şırınna bağlayın.</li>
		<li>Ajan hattını, halojenli ajanın 1,5 mL'lik bir bolusu ile astarla.</li>
		<li>mL.h-1'deki ilk pompa oranını (isoflurane ve sevoflurane'nin ilk şırıngır pompa oranı ayarları sırasıyla 3 ve 5 mL /s'dir) hedeflenen süresi dolmuş sevofluran fraksiyonu (FEsevo) veya süresi dolmuş izofluran fraksiyonu (FEiso) değerine, gaz analizöründe gösterildiği gibi uyarlayın.</li>
		<li>Gaz analizörünün sıfırdan büyük bir FEsevo %–FEiso % veya eşdeğer minimum alveolar konsantrasyon değeri görüntülediğinden emin olun. Gerekirse, halojenli maddenin 0,3 mL'lik ek bir bolus verin.</li>
		<li>Dakika hacmine ve hedeflenen konsantrasyona bağlı olarak belirli bir konsantrasyona ulaşmak için gerekli şırıngır pompa oranını uyarlamak, genel olarak, isoflurane 42 ve sevoflurane 28 , 43 için% 0.2–% 0.7 ve% 0.5 - 1.4' lük süresi dolmuş fraksiyonlarla ilişkili olan 2–7 mL.h-1 ve4–10mL.h -1oranları ile.</li>
		<li>Deney sırasında, halojenli ajanların sırasıyla 0.8–1.1 ve 0.5-0.8 hedefleri ileFE sevo ve FEiso hedefleri ile yönetimine devam edin.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Ölçümler
<ol><li>Izleme<ol>
<li>Harici monitör tarafından ölçülen farklı parametreleri toplayın: kalp atış hızı, kan basıncı ve periferik oksijen doygunluğu.</li>
		<li>Ventilatör tarafından ölçülen parametreleri kaydedin: gelgit hacmi, solunum hızı, set PEEP, otomatik PEEP (ventilatöre 5 sn ekspir tutma manevrası uygulayarak), solunum sisteminin uyumu, hava yolu direnci, inspiratuar plato basıncı (ventilatöre 2 sn'lik bir inspiratör tutma manevrası uygulayarak), en yüksek inspiratuar basınç ve sürüş basıncı.</li>
		<li>Ventilatöre entegre edilmişse Azot Yıkama Girişi/Yıkama yöntemini kullanarak akciğer fonksiyonel artık kapasitesini hesaplayın.</li>
		<li>Akciğerlerin ekstravasküler su hacmini, kardiyak indeksi ve sistemik vasküler direnci ölçmek için daha önce femoral artere yerleştirilen termal göstergeyi kullanın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Net AFC oranını ölçmek için seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısı örneklemesi.<ol>
<li>Endotrakeal tüpten distal bronşlarda sıkışmış bir konuma yumuşak bir 14 Fr emiş kateteri yerleştirin.</li>
		<li>Hafif emiş uygulayarak ödem sıvısını bir emme tuzağına örnekle.</li>
		<li>Tüm numuneleri 4 °C'de 240 x g'da, soğutmalı bir santrifüjde 10 dakika santrifüj edin.</li>
		<li>Süpernatantları toplayın. NOT: Seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısında toplam protein konsantrasyonu kolorimetrik bir yöntemle ölçülür. Ödem sıvısının alveolar alandan alınma oranı protein alma oranından çok daha hızlı olduğundan, net AFC oranı Yüzde AFC = 100 × [1 - (ilk ödem proteini/nihai ödem toplam proteini)] olarak hesaplandı ve daha sonra %/h37olarak bildirildi. Seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısı örnekleri, daha önce açıklandığı gibi, hayvanlardan taban çizgisi ve 4 saat sonra toplanır34,44,45,46,47,48,49.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mini bronkoalveolar lavaj örneklemesi.<ol>
<li>Endotrakeal tüpten distal bir bronşta sıkışmış bir konuma yumuşak bir 14 Fr emiş kateteri yerleştirin.</li>
		<li>Emme kateterine% 0.9 sodyum klorür çözeltisinin 50 mL'sini aşıla.</li>
		<li>Sıvıyı derhal bir emme tuzağına örnekle.</li>
		<li>Mini bronkoalveolar lavajı toplayın. NOT: Mini BAL'daki toplam protein konsantrasyonu kolorimetrik bir yöntemle ölçülür ve örneğin TNF-α, IL-6, IL-1β ve IL-18 gibi proinflamatuar sitokin seviyeleri multipleks immünoassay yöntemi kullanılarak ölçülür. Asit kaynaklı akciğer hasarından 4 saat sonra numuneler toplanır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kan gazı analizi<ol>
<li>Arteriyel kan gazlarını arteriyel çizgiden 3 mL BD Preset şırınna ile BD Luer-Lok ucu taban çizgisinde toplayın. Hemen bir bakım noktası kan gazı analizörü kullanarakPaO2 /FiO2 , PaCO2, pH, serum laktat ve serum kreatinin ölçün.</li>
		<li>Asit aşılamadan sonra 4 saat boyunca bu adımı her saat tekrarlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Akciğer örneklemesi<ol>
<li>Deneyin sonunda (asit kaynaklı akciğer hasarından 4 saat sonra) domuz yavrularını intravenöz pentobarbital(150 mg.kg -1)enjeksiyonu ile kurban edin.</li>
		<li>Tüm akciğerleri parçalara ayrıştırın ve çıkarın. Alkol acetified formalin ile düzeltin.</li>
		<li>Parafin içine gömün ve 10 μm kalınlığında dilimleyin.</li>
		<li>Hematoksilin ve eozin ile leke. NOT: Akciğer hasarının histolojik kanıtları standartlaştırılmış histoloji yaralanma skoru50kullanılarak değerlendirilebilir.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Bu makalede, anestezik koruma cihazı kullanılarak teslim edilen sevofluran veya izofluran gibi halojenli uçucu maddelerin akciğer koruyucu etkilerini araştırmak için domuz yavrularında HCl'nin intratrakial olarak aşılanmasıyla indüklenen ARDS'nin tekrarlanabilir deneysel bir modeli açıklanmaktadır.
Bu çalışmanın birincil amacı, uçucu ajanların yoğun bakım hastalarında kullanılanlar gibi anestezik koruma cihazı tarafından teslim edilebileceği deneysel bir ARDS model...

Akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS), kritik durumdaki hastalarda hipoksimik solunum yetmezliği ve ölümün yaygın bir nedenidir1. Hem yaygın alveolar epitel hem de endotel yaralanmaları ile karakterizedir, bu da geçirgenliğin ve pulmoner ödemin artmasına, alveolar sıvı boşluğunda (AFC) ve kötüleşen solunum sıkıntısı2 .'yeyol açan. Alveolar ödem ve ARDS'den iyileşmenin emiliminin bozulmaması için alveoller yoluyla epitel sıvı taşınması gerekir, bu da AFC'yi geliştiren bir tedavinin yararlı olabileceğini düşündürür3,4. Akciğer koruyucu ventilasyon ve intravenöz sıvı tedavisi için kısıtlayıcı bir strateji sonuçları iyileştirmede yararlı olduğunu kanıtlamış olsa da2,5, hala yüksek mortalite ve morbidite ile ilişkilidir6. Bu nedenle, sendrom için etkili tedaviler geliştirmek ve bu tür tedavilerin işe yarayabileceği kesin mekanizmaları daha iyi anlamak için acil bir ihtiyaç vardır.
Izofluran veya sevofluran gibi halojenli anestezikler ameliyathanede genel anestezi için yaygın olarak kullanılmaktadır. Sevoflurane, göğüs cerrahisi uygulanan hastaların akciğerlerinde iltihaplanma azalması ve ARDS7gibi ameliyat sonrası akciğer komplikasyonlarında azalma ile ilişkilidir. Kalp cerrahisi sonrası hastaların meta-analizinde de benzer sonuçlar bulunmuştur8. Halojenli uçucular ayrıca bronkodilatör etkiye sahiptir9,10 ve belki de kalp 8 , 11 ve böbrekler12,13 ,14gibi birkaç organı koruyan bazı özellikler. Son zamanlarda, yoğun bakım ünitesinde (yoğun bakım) yatıştırıcı olarak solunan anesteziklerin klinik kullanımına olan ilgi artmaktadır. Hem hayvan hem de insan çalışmaları karaciğerin uzun süreli iskemisinden önce halojenli ajanlarla ön tedavinin koruyucu etkilerini destekler15, beyin16veya kalp11. Halojenli ajanlar ayrıca, dokularda az birikme nedeniyle hızlı bir etki başlangıcı ve hızlı ofset de dahil olmak üzere kritik durumdaki hastaların sedasyonu için diğer intravenöz ajanlara göre potansiyel farmakokinetik ve farmakodinamik avantajlara sahiptir. Solunan halojenli ajanlar, kalp cerrahisi uygulanan hastalarda intravenöz sedasyon ile karşılaştırıldığında entübasyon sürelerini azaltır17. Çeşitli çalışmalar yoğun bakım hastalarının sedasyonunda halojenli ajanların güvenliğini ve etkinliğini destekler18,19,20. ARDS'nin deneysel modellerinde, solunan sevofluran gaz değişimini geliştirir21,22, alveoler ödemiazaltır 21,22ve hem pulmoner hem de sistemik iltihabı azaltır23. Isoflurane ayrıca, alveolar-kılcal bariyerin bütünlüğünü koruyarak, muhtemelen anahtar sıkı bir kavşak proteini24 , 25,26'nınifadesini modüle ederek yaralanmadan sonra akciğer onarımını iyileştirmez. Ek olarak, isofluran ile kültürlenmiş ve tedavi edilen fare makrofajları nötrofiller üzerinde izofluran27ile tedavi edilmeyen makrofajlardan daha iyi fagositik etkilere sahipti.
Bununla birlikte, uçucu anesteziklerin akciğer koruyucu özelliklerini oluşturan kesin biyolojik yollar ve mekanizmalar bugüne kadar büyük ölçüde bilinmemektedir ve daha fazla araştırma gerektirir18. Sevoflurane'nin akciğer hasarı üzerindeki kesin etkilerini araştırmak ve deneysel kanıtların hastalara çevrilip çevrilmediğini doğrulamak için ek çalışmalar da garanti edilmektedir. Ekibimizden yapılan ilk randomize kontrol çalışması, ARDS'li hastalarda solunan sevofluranenin tedavisinin, ileri gligasyon uç ürünleri (sRAGE) için plazma ve alveolar çözünür reseptörler tarafından değerlendirildiği gibi, oksijenasyon iyileşmesi ve hem pro-enflamatuar sitokinlerin hem de akciğer epitel yaralanma belirteçlerinin seviyelerinin azalması ile ilişkili olduğunu buldu28 . SRAGE artık alveolar tip 1 hücre yaralanmasının bir belirteci ve alveolar iltihabın önemli bir aracısı olarak kabul edilir, bu sonuçlar sevoflurane'nin akciğer alveoler epitel yaralanması21,29,30üzerinde bazı yararlı etkileri olduğunu düşündürebilir.
Solunan yoğun bakım sedasyonu için halojenli ajanların kullanılması için uzun zamandır ameliyathane anestezi ventilatörleri ve gaz buharlaştırıcıların yoğun bakıma alınması gerekmektedir. O zamandan beri, modern kritik bakım ventilatörleri ile kullanıma uygun anestezik reflektörler, yoğun bakım31'deözel kullanım için geliştirilmiştir. Bu cihazlar, solunum devresinin Y parçası ile endotrakeal tüp arasına yerleştirilmiş modifiye ısı ve nem değişim filtrelerine sahiptir. Halojenli ajanların kullanılmasına izin verirler, izofluran ve sevofluran en sık kullanılandır ve belirli bir şırıng pompası tarafından teslim edilen bir sıvı maddenin serbest bırakıldığı gözenekli bir polipropilen evaporatör çubuğundan oluşurlar. Halojenli ajan, cihazın içerdiği yansıtıcı bir ortam tarafından sona erme sırasında emilir ve bir sonraki ilham sırasında serbest bırakılır ve süresi dolan halojenli ajanın yaklaşık% 90'ının devridaimine izin verir31,32. Son zamanlarda, cihazın minyatürleştirilmiş bir versiyonu 50 mL'lik bir enstrümantal ölü alanla geliştirildi, bu da ARDS hastalarında ultra koruyucu ventilasyon sırasında kullanım için daha da uygun hale getirdi, 200 mL31kadar düşük gelgit hacimleri . Böyle minyatürleştirilmiş bir cihaz, ARDS'nin deneysel bir domuz yavrusu modelinde hiç çalışılmamıştır.
Önceki araştırmalar ARDS sırasında akciğer alveolar inflamasyonu ve yaralanmasında halojenli uçucuların umut verici rollerini desteklediğinden, halojenli ajanların akciğer hasarı üzerindeki etkilerinin mekanizmalarının çevirisel bir anlayışını elde etmek için deneysel bir hayvan modeli tasarladık ve33 , 34,35. Bu çalışmada, bir ICU tipi cihaz olan anestezik koruma cihazının minyatürleştirilmiş versiyonu kullanılarak solunan sedasyonun teslim edilebildiği domuz yavrularında hidroklorik asit (HCl) kaynaklı ARDS modeli geliştirdik. ARDS'nin bu büyük hayvan modeli, solunan halojenli ajanların potansiyel akciğer koruyucu etkilerini daha iyi anlamamızı sağlamak için kullanılabilir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Tracheal intubation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube 6-mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>18860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)</td>
			<td>Arrow</td>
			<td>CV-12703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)</td>
			<td>Getinge Pulsion Medical System</td>
			<td>catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warm blankets WarmTouch5300</td>
			<td>MedTronic</td>
			<td>5300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>External monitor IntelliVue MP40</td>
			<td>Phillips</td>
			<td>MNT 142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Point-of-care blood gas analyzer Epoc&#174; Blood Analysis System</td>
			<td>Siemens</td>
			<td>20093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor</td>
			<td>Getinge Pulsion Medical System</td>
			<td>PulsioFlex</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical ventilation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator Engstr&#246;m Carestation</td>
			<td>General Electrics</td>
			<td>Engstr&#246;m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halogenated anesthetics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaconda Syringe</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic conserving device AnaConDa-S</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Charcoal filter FlurAbsorb</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filling Adaptaters</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ionomer membrane dryer line Nafion</td>
			<td>SedanaMedical</td>
			<td>26053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Products</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>66617123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Virbac</td>
			<td>QN01AB06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital</td>
			<td>PanPharma</td>
			<td>68942457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sevoflurane</td>
			<td>Abbvie</td>
			<td>N01AB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sufentanil</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>62404996</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

halogenated agent delivery in porcine model of acute respiratory distress syndrome via an intensive care unit type device

Akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS), kritik durumdaki hastalarda hipoksimik solunum yetmezliği ve ölümün yaygın bir nedenidir ve etkili tedaviler bulmak için acil bir ihtiyaç vardır. Preklinik çalışmalar, solunan halojenli ajanların ARDS'nin hayvan modellerinde yararlı etkileri olabileceğini göstermiştir. Modern yoğun bakım ünitesi (yoğun bakım) ventilatörleri kullanılarak halojenli ajanların uygulanması için yeni cihazların geliştirilmesi, halojenli ajanların yoğun bakım hastalarına dağıtılmasını önemli ölçüde basitleştirmiştir. Önceki deneysel ve klinik araştırmalar, ARDS sırasında yaygın alveolar hasarın iki patofizyolojik simgesi olan akciğer alveyolar epitel hasarı ve iltihabı için sevofluran veya izofluran gibi halojenli uçucu maddelerin potansiyel faydalarını önerdiğinden, halojenli ajanların akciğer hasarı ve onarımı üzerindeki etkilerinin mekanizmalarını anlamak için bir hayvan modeli tasarladık. Genel anestezi, trakeal entübasyon ve mekanik ventilasyonun başlatılmasından sonra, hidroklorik asidin intratrakial aşılaması yoluyla domuz yavrularında ARDS indüklendi. Daha sonra, domuz yavruları yoğun bakım tipi bir cihaz kullanılarak solunan sevofluran veya izofluran ile yatıştırıldı ve hayvanlar 4 saatlik bir süre boyunca akciğer koruyucu mekanik havalandırma ile havalandırıldı. Çalışma süresi boyunca arteriyel oksijenasyonu, alveoler-kılcal zarın geçirgenliğini, alveolar sıvı klirensini ve akciğer iltihabını değerlendirmek için kan ve alveolar örnekler toplandı. Deney boyunca mekanik havalandırma parametreleri de toplandı. Bu model, değiştirilmiş alveoler-kılcal geçirgenlik ile arteriyel oksijenasyonda belirgin bir azalmaya neden olsa da, tekrarlanabilir ve hızlı bir başlangıç, zaman içinde iyi stabilite ve ölümcül komplikasyonlar ile karakterizedir.
Klinik ARDS'nin fizyolojik, biyolojik ve patolojik özelliklerinin çoğunu yeniden üreten bir asit aspirasyonu modeli geliştirdik ve solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan cihazlar aracılığıyla teslim edilen halojenli ajanların potansiyel akciğer koruyucu etkilerini daha iyi anlamamıza yardımcı olacaktır.

Bu deney için 25 domuz yavrusu uyuşturuldu ve iki gruba ayrıldı: tedavi edilmeyen grupta (SHAM grubu) 12 domuz yavrusu ve asitle yaralanan grupta (HCl grubu) 13 domuz yavrusu. Deney bitmeden önce hiçbir domuz yavrusu ölmedi. Varyansın iki yönlü tekrarlanan ölçüm analizi (RM-ANOVA), HCl kaynaklı ARDS'nin PaO2/ FiO 2 üzerindeki zararlı etkisi ile grup etkileşimine göre önemli bir zaman (P < 10−4) ve ARDS olmayan sahte hayvanlara kıyasla(Şekil 3).<su...

Watch this Scientific Journal Video about Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device at JoVE.com

Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device

Solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan bir cihaz aracılığıyla halojenli ajanlar, izofluran ve sevofluran ile sedasyon alan domuz yavrularında hidroklorik asit kaynaklı akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS) modelini tarif ediyoruz. Bu model, halojenli ajanların akciğer yaralanması ve onarımı üzerindeki biyolojik mekanizmalarını araştırmak için kullanılabilir.

Akut Solunum Sıkıntısı Sendromunun Porcine Modelinde Yoğun Bakım Ünitesi Tipi Cihazla Halojenli Ajan Doğumu

Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is a common cause of hypoxemic respiratory failure and death in critically ill patients, and there is an urgent ...

halogenated-agent-delivery-porcine-model-acute-respiratory-distress

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Nursing

Medicine

Unit 1

Infection Prevention and Control

SCIENTISTS IN ACTION

2.6K Görüntüleme.  CHU Clermont-Ferrand. Solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan bir cihaz aracılığıyla halojenli ajanlar, izofluran ve sevofluran ile sedasyon alan domuz yavrularında hidroklorik asit kaynaklı akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS) modelini tarif ediyoruz. Bu model, halojenli ajanların akciğer yaralanması ve onarımı üzerindeki biyolojik mekanizmalarını araştırmak için kullanılabilir.

Video: Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future therapies. Severe lung injury with a reproducible deterioration of pulmonary gas exchange and hemodynamics can be induced in anesthetized pigs using repeated lung lavages with warmed 0.9% saline (50 ml/kg body weight). Including standard respiratory and hemodynamic monitoring with clinically applied devices in this model allows the evaluation of novel therapeutic strategies (drugs, modern ventilators, extracorporeal membrane oxygenators, ECMO), and bridges the gap between bench and bedside. Furthermore, induction of lung injury with lung lavages does not require the injection of pathogens/endotoxins that impact on measurements of pro- and anti-inflammatory cytokines. A disadvantage of the model is the high recruitability of atelectatic lung tissue. Standardization of the model helps to avoid pitfalls, to ensure comparability between experiments, and to reduce the number of animals needed.

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome ARDS

Repeated pulmonary lavages in anesthetized pigs induce lung injury resembling major aspects of human acute respiratory distress syndrome (ARDS). For this purpose the lungs are repeatedly lavaged with 0.9% saline at 37 &#176;C. The goal of the protocol is a reproducible mitigation of gas exchange and hemodynamics for research in ARDS.

Akut Solunum Sıkıntısı Sendromu Modeli itibariyle Domuzların lavaj kaynaklı Surfaktan tükenmesi (ARDS)

Various animal models of lung injury exist to study the complex pathomechanisms of human acute respiratory distress syndrome (ARDS) and evaluate future ...

Tıp

Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome

The acute respiratory distress syndrome is a relevant intensive care disease with an incidence ranging between 2.2% and 19% of intensive care unit patients. Despite treatment advances over the last decades, ARDS patients still suffer mortality rates between 35 and 40%. There is still a need for further research to improve the outcome of patients suffering from ARDS. One problem is that no single animal model can mimic the complex pathomechanism of the acute respiratory distress syndrome, but several models exist to study different parts of it. Oleic acid injection (OAI)-induced lung injury is a well-established model for studying ventilation strategies, lung mechanics and ventilation/perfusion distribution in animals. OAI leads to severely impaired gas exchange, deterioration of lung mechanics and disruption of the alveolo-capillary barrier. The disadvantage of this model is the controversial mechanistic relevance of this model and the necessity for central venous access, which is challenging especially in smaller animal models. In summary, OAI-induced lung injury leads to reproducible results in small and large animals and hence represents a well-suited model for studying ARDS. Nevertheless, further research is necessary to find a model that mimics all parts of ARDS and lacks the problems associated with the different models existing today.

In this article, we present a protocol to induce acute lung injury in pigs by central-venous injection of oleic acid. This is an established animal model for studying the acute respiratory distress syndrome (ARDS).

Oleik asit enjeksiyon domuzlarda Akut Respiratuar Distress Sendromu için bir Model olarak

The acute respiratory distress syndrome is a relevant intensive care disease with an incidence ranging between 2.2% and 19% of intensive care unit ...

A Protocol to Set Up Needle-Free Connector with Positive Displacement on Central Venous Catheter in Intensive Care Unit

Needle-free connectors were initially designed and promoted to avoid blood exposure for healthcare workers. Some recent data suggest that the latest generation of connectors (with positive displacement) may be of interest for reducing central venous line infections. We have been using needle-free connectors for several years in our intensive care unit and here we present a protocol for installing these connectors on central venous catheters. After insertion of the catheter and control of the permeability of the lines, the connectors must be purged with 0.9% NaCl before being connected. The connectors replace all disposable caps used on infusion stopcocks and manifolds. All the connectors are changed every 7 days as recommended by the manufacturer (except when there is macroscopic contamination, which requires an immediate change of the connector). Before each injection, the connector must be disinfected for at least 3 seconds with 70% isopropyl alcohol. The connectors must not be disconnected (unless changed), as the injection is done through the device. Setting up the connectors slightly increases the total time required to place the catheter and there is no formal evidence that these connectors reduce the incidence of infectious or thrombotic complications. However, these devices simplify the management of central venous lines and prevent the catheter circuit from &#34;opening&#34; once it has been sterilely installed.

We present a protocol to show the installation of a needle-free connector with positive displacement on a central venous catheter.

Yoğun bakım ünitesinde Merkezi venöz kateter üzerinde pozitif deplasmanlı Iğne Içermeyen konnektörü kurmak için bir protokol

Needle-free connectors were initially designed and promoted to avoid blood exposure for healthcare workers. Some recent data suggest that the latest ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Doğrudan Intratracheal Lipopolysaccharide Instilasyon ile farelerde akut akciğer hasarının İndükleme

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Assessment of Dependence in Activities of Daily Living Among Older Patients in an Acute Care Unit

During an acute medical problem, older people may lose functional independence. ADL scales are used to assess this loss of independence. The simplest and most convenient ADL scale is the Katz Index, which measures six ADL: bathing, dressing, toileting, transferring, continence, and feeding. A lower ADL score indicates greater loss of functional independence. The ADL score prior to the acute medical problem (baseline) is estimated by questioning the patient or the caregivers, and this score is then compared with that on hospital admission. The ADL score should be monitored from hospital admission until discharge to allow early detection of changes in functional independence. Identifying any loss of functional independence before and during hospitalization provides information to caregivers regarding the risk of short-term mortality risk and complications, and the prognosis after hospitalization.

During acute medical problems, older people may lose independence in activities of daily living (ADL). Assessment of baseline ADL and ADL on admission can guide personalized treatment plans aimed at preventing nosocomial dependence and ensuring better functional outcomes.

Akut Bakım Ünitesinde Yaşlı Hastalar Arasında Günlük Yaşam Faaliyetlerinde Bağımlılığın Değerlendirilmesi

During an acute medical problem, older people may lose functional independence. ADL scales are used to assess this loss of independence. The simplest and ...

A Reproducible Intensive Care Unit-Oriented Endotoxin Model in Rats

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ranges between 20 and 30%. Novel treatment approaches in order to reduce sepsis-related multiorgan failure and death are urgently needed. Robust animal models allow for one or multiple treatment approaches as well as for testing their effect on physiological and molecular parameters. In this article, a simple animal model is presented.
First, general anesthesia is induced in animals either with the use of volatile or by intraperitoneal anesthesia. After placement of an intravenous catheter (tail vein), tracheostomy, and insertion of an intraarterial catheter (tail artery), mechanical ventilation is started. Baseline values of mean arterial blood pressure, arterial blood oxygen saturation, and heart rate are recorded.
The injection of lipopolysaccharides (1 milligram/kilogram body weight) dissolved in phosphate-buffered saline induces a strong and reproducible inflammatory response via the toll-like receptor 4. Fluid corrections as well as the application of norepinephrine are performed based on well-established protocols.
The animal model presented in this article is easy to learn and strongly oriented towards clinical sepsis treatment in an intensive care unit with sedation, mechanical ventilation, continuous blood pressure monitoring, and repetitive blood sampling. Also, the model is reliable, allowing for reproducible data with a limited number of animals in accordance with the 3R (reduce, replace, refine) principles of animal research. While animal experiments in sepsis research cannot easily replaced, repetitive measurements allow for a reduction of animals and keeping septic animals anesthetized diminishes suffering.

Here, we present a reproducible intensive care unit-oriented endotoxin model in rats.

Sıçanlarda Tekrarlanabilir Yoğun Bakım Ünitesi Odaklı Bir Endotoksin Modeli

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ...

Surfactant Depletion Combined with Injurious Ventilation Results in a Reproducible Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Various animal models exist to study the complex pathomechanisms of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). These models include pulmo-arterial infusion of oleic acid, infusion of endotoxins or bacteria, cecal ligation and puncture, various pneumonia models, lung ischemia/reperfusion models and, of course, surfactant depletion models, among others. Surfactant depletion produces a rapid, reproducible deterioration of pulmonary gas exchange and hemodynamics and can be induced in anesthetized pigs using repeated lung lavages with 0.9% saline (35 mL/kg body weight, 37 &#176;C). The surfactant depletion model supports investigations with standard respiratory and hemodynamic monitoring with clinically applied devices. But the model suffers from a relatively high recruitability and ventilation with high airway pressures can immediately reduce the severity of the injury by reopening atelectatic lung areas. Thus, this model is not suitable for investigations of ventilator regimes that use high airway pressures. A combination of surfactant depletion and injurious ventilation with high tidal volume/low positive end-expiratory pressure (high Tv/low PEEP) to cause ventilator induced lung injury (VILI) will reduce the recruitability of the resulting lung injury. The advantages of a timely induction and the possibility to perform experimental research in a setting comparable to an intensive care unit are preserved.

Surfactant Depletion Combined with Injurious Ventilation Results in a Reproducible Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome ARDS

A combination of surfactant washout using 0.9% saline (35 mL/kg body weight, 37 &#176;C) and high tidal volume ventilation with low PEEP to cause moderate ventilator induced lung injury (VILI) results in experimental acute respiratory distress syndrome (ARDS). This method provides a model of lung injury with low/limited recruitability to study the effect of various ventilation strategies for extended periods.

Yüzey Aktif Madde Tükenmesi, Akut Solunum Sıkıntısı Sendromunun (ARDS) Tekrarlanabilir Bir Modeliyle Birlikte Yaralanmalı Havalandırma ile Birleşti

Various animal models exist to study the complex pathomechanisms of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). These models include pulmo-arterial ...

Porcine Liver Transplantation Without Veno-Venous Bypass As an Extended Criteria Donor Model

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft failure, ongoing organ donor shortages, and the increased use of marginal grafts call for the improvement of current concepts, such as the implementation of organ machine perfusion. In order to evaluate new methods of graft reconditioning and modulation, translational models are required. With respect to anatomical and physiological similarities to humans and recent progress in the field of xenotransplantation, pigs have become the main large animal species used in transplantation models. After the initial introduction of a porcine orthotopic liver transplant model by Garnier et al. in 1965, several modifications have been published over the past 60 years.
Due to specifies-specific anatomical traits, a veno-venous bypass during the anhepatic phase is regarded as a necessity to reduce intestinal congestion and ischemia resulting in hemodynamic instability and perioperative mortality. However, the implementation of a bypass increases the technical and logistical complexity of the procedure. Furthermore, associated complications such as air embolism, hemorrhage, and the need for a simultaneous splenectomy have been reported previously.
In this protocol, we describe a model of porcine orthotopic liver transplantation without the use of a veno-venous bypass. The engraftment of donor livers after static cold storage of 20 h - simulating extended criteria donor conditions - demonstrates that this simplified approach can be performed without significant hemodynamic alterations or intraoperative mortality and with regular uptake of liver function (as defined by bile production and liver-specific CYP1A2 metabolism). The success of this approach is ensured by an optimized surgical technique and a sophisticated anesthesiologic volume and vasopressor management.
This model should be of special interest for workgroups focusing on the immediate postoperative course, ischemia-reperfusion injury, associated immunological mechanisms, and the reconditioning of extended criteria donor organs.

In this protocol, a model of porcine orthotopic liver transplantation after static cold storage of donor organs for 20 h without the use of a veno-venous bypass during engraftment is described. The approach uses a simplified surgical technique with minimization of the anhepatic phase and sophisticated volume and vasopressor management.

Veno-Venöz Bypass Olmadan Domuz Karaciğeri Transplantasyonu Genişletilmiş Kriterli Donör Modeli Olarak

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft ...

Hemodynamic Precision in the Neonatal Intensive Care Unit using Targeted Neonatal Echocardiography

Targeted neonatal echocardiography (TnECHO) refers to the use of comprehensive echocardiographic evaluation and physiologic data to obtain accurate, reliable, and real-time information on developmental hemodynamics in sick newborns. The comprehensive assessment is based on a multiparametric approach that overcomes the reliability issues of individual measurements, allows for earlier recognition of cardiovascular compromise and promotes enhanced diagnostic precision and timely management. TnECHO-driven research has led to an enhanced understanding of the mechanisms of illness and the development of predictive models to identify at-risk populations. This information may then be used to formulate a diagnostic impression and provide individualized guidance for the selection of cardiovascular therapies. TnECHO is based on the expert consultative model in which a neonatologist, with advanced training in neonatal hemodynamics, performs comprehensive and standardized TnECHO assessments. The distinction from point of care ultrasonography (POCUS), which provides limited and brief one-time assessments, is important. Neonatal hemodynamics training is a 1-year structured program designed to optimize image acquisition, measurement analysis, and hemodynamic knowledge (physiology, pharmacotherapy) to support cardiovascular decision-making. Neonatologists with hemodynamic expertise are trained to recognize deviations from normal anatomy and appropriately refer cases of possible structural abnormalities. We provide an outline of neonatal hemodynamics training, the standardized TnECHO imaging protocol, and an example of representative echo findings in a hemodynamically significant patent ductus arteriosus.

Presented here is a protocol to perform comprehensive neonatal echocardiography by trained neonatologists in the neonatal intensive care unit. The trained individuals provide longitudinal assessments of heart function, systemic and pulmonary hemodynamics in a consultative role. The manuscript also describes the requirements to become a fully trained neonatal hemodynamics specialist.

Yenidoğan Yoğun Bakım Ünitesinde Hedefe Yönelik Yenidoğan Ekokardiyografisi Kullanılarak Hemodinamik Hassasiyet

Targeted neonatal echocardiography (TnECHO) refers to the use of comprehensive echocardiographic evaluation and physiologic data to obtain accurate, ...

M-ROSE Kullanarak Pulmoner Enfeksiyon Tedavisinin Geliştirilmesi

Microbiological Rapid On-Site Evaluation for Pulmonary Infectious Diseases

The prompt initiation of empirical anti-infective therapy is crucial in patients presenting with unexplained pulmonary infection. Although imaging acquisition is relatively straightforward in clinical practice, its lack of specificity often necessitates additional time-consuming tests such as sputum culture, bronchoalveolar-lavage fluid culture, or genetic sequencing to identify the underlying etiology of the disease accurately. Moreover, the limited efficacy of empirical anti-infective treatment may contribute to antibiotic misuse. Recent advancements in interpreting microbial background on rapid on-site evaluation (ROSE) slides have enabled clinicians to promptly obtain samples through bronchoscopy (e.g., alveolar lavage, mucosal brushing, tissue clamp), facilitating bedside staining and interpretation that provides essential microbial background information. Consequently, this establishes a foundation for developing targeted anti-infection treatment and individualized drug therapy plans. With a better understanding of which pathogens are causing infections in real-time, physicians can avoid unnecessary broad-spectrum antibiotics contributing to antibiotic resistance. Establishing a rapid and standardized M-ROSE workflow within respiratory medicine departments or intensive care units will greatly assist physicians in formulating accurate treatment strategies for patients, which holds significant clinical implications.

Yazar Spotlight: M-ROSE Kullanarak Gerçek Zamanlı Olarak Patojen Tespiti ve Hastalık Değerlendirmesini Geliştirme

The protocol here demonstrates a fast and standardized microbiological rapid on-site evaluation (M-ROSE) workflow, including three steps: slide making, staining, and interpretation. This protocol will help physicians make rapid clinical decisions.