Method Article
We present a protocol for capturing the dynamics of zebrafish larval tail fin regeneration on a whole-tissue scale using brightfield-based stereomicroscopy. This technique enables capturing the regeneration dynamics with single cell resolution. This methodology can be adapted to any stereomicroscope equipped with a CCD camera and time-lapse software.
The zebrafish larval tail fin is ideal for studying tissue regeneration due to the simple architecture of the larval fin-fold, which comprises of two layers of skin that enclose undifferentiated mesenchyme, and because the larval tail fin regenerates rapidly within 2-3 days. Using this system, we demonstrate a method for capturing the repair dynamics of the amputated tail fin with time-lapse video brightfield stereomicroscopy. We demonstrate that fin amputation triggers a contraction of the amputation wound and extrusion of cells around the wound margin, leading to their subsequent clearance. Fin regeneration proceeds from proximal to distal direction after a short delay. In addition, developmental growth of the larva can be observed during all stages. The presented method provides an opportunity for observing and analyzing whole tissue-scale behaviors such as fin development and growth in a simple microscope setting, which is easily adaptable to any stereomicroscope with time-lapse capabilities.
The ability of an organism to orchestrate tissue repair processes after injury is crucial for its survival 1. While all animals have the capacity to heal their wounds, the extent to which tissues regenerate differs greatly among species. Vertebrate species such as zebrafish, salamanders and frog tadpoles have the remarkable ability to regenerate lost tissues, including their appendages, portions of their eyes, heart, and central nervous system 2-4. Mammalian species, such as the African spiny mouse and rabbits, are capable of regenerating holes in their pinnae 5-7, and humans and mice regenerate portions of their liver as well as their digit tips during fetal and juvenile stages 8-12. Although it is not well understood yet why and how certain species regenerate tissues more effectively than others, the presence of similar genetic pathways suggests that these mechanisms may lie dormant in species without great regeneration potential 13,14. Thus elucidating tissue repair and regeneration mechanisms in species with satisfactory regeneration outcomes will benefit regeneration in humans.
We have chosen the larval zebrafish tail fin as a paradigm to demonstrate its regeneration with time-lapse brightfield stereomicroscopy. The zebrafish larval tail fin is anatomically simple as compared to the more complex adult structures, consisting of a two-layered, infolded epithelium with somatosensory axons innervating the skin that surrounds medially located mesenchymal cells 15. Despite the anatomical differences, larval tail fin regeneration is somewhat comparable to adult fin regeneration in terms of the molecular signatures and the outgrowth responses 16,17. As compared to the adult fin, imaging larval tail fin regeneration has however several advantages: 1) larval fin regeneration is completed within just 2-3 days 16, 2) larvae can be mounted in low-melt agarose, and 3) larvae do not require feeding until ~ 5 days post fertilization (dpf) due to the presence of the yolk sac. This makes zebrafish larvae ideal for observing tissue repair dynamics in vivo.
The presented method enables the capture of detailed dynamics underlying the early processes of fin regeneration. Many studies have utilized fluorescence-based confocal microscopy to study cellular and subcellular biological processes in embryonic and larval zebrafish. Sophisticated confocal imaging setups are however often not accessible to everyone and highly expensive as compared to other imaging techniques. In contrast, the presented methodology utilizes a Discovery V12 stereomicroscope equipped with Axiovision software and a time-lapse module, thus providing a more affordable alternative to expensive imaging equipment to examine tissue behaviors. We demonstrate that this method can be utilized for imaging tissue regeneration with high temporal resolution at a minimal cost. The implications for this method could extend beyond basic biology to advance mammalian regeneration studies using organ cultures, for therapeutic development through pharmacological and genetic screens, and it can serve as a teaching tool in a classroom setting.
كانت ولدت الزرد (سلالة الصدف) ورفعت وفقا لبروتوكولات المعمول بها. وقدمت كل الجهود للحد من المعاناة، وذلك باستخدام 0.4 ملي تريكين للتخدير و1 ملم تريكين للقتل الرحيم. تم التعامل مع الأجنة الزرد واليرقات وفقا صارم مع ممارسة الحيوان جيدة كما وافقت عليها اللجنة المناسبة (مختبر MDI البيولوجية الحيوانية الأساسية IACUC عدد 13-20). وافقت هذه الدراسة من قبل لجنة معهد بحوث الجينوم البشري رعاية الحيوان واستخدام الوطني، MDIBL ضمان المؤسسي # A-3562-01 تحت بروتوكول # 14-09.
ملاحظة: إجراء التصوير الذي يلتقط تجديد الزعانف في يتلخص في الخطوات التالية الزرد اليرقات:
1. رفع من اسماك الزرد إلى مراحل اليرقات
2. إعداد غرفة التصوير
3. تركيب والتصوير من قبل ينجمحكم اليرقة (هذه الخطوة اختيارية)
ملاحظة: هذه الخطوة هي مناسبة لإجراء مقارنات بين طول الزعانف بتر ومجدد، حيث أن الطائرة بتر بعد تجديد الزعانف ليست معترف بها في يرقات الزرد.
4. بتر الفحص
5. تركيب اليرقة التصوير الوقت الفاصل
التصوير 6. الوقت الفاصل
7. تحليل البيانات
تقنية عرض مناسبة لتوضيح ديناميات إصلاح الأنسجة ردا على بتر. يوضح الفيلم الذي بتر الزعنفة مشغلات البداية تأثير محفظة سلسلة، وتتميز تقلصات عبر كابلات الأكتين الميوسين التي تكون موجودة في الزعنفة أضعاف 28 (الشكل 5 A، B). وفي الوقت نفسه، تنبثق الخلايا من الجرح (انظر الفيلم). وبالتالي قد تقلص يكون وسيلة لطرد الخلايا التي من المرجح الموجهة للخضوع لموت الخلايا. تظهر نتائجنا أيضا أن النمو التنموي لليرقة يحدث بشكل مستقل عن تجديد (فيلم)، في حين لا بدء تجديد الزعانف حتى حوالي 14 ساعة بعد بتر مقاسا طول الزعانف والمنطقة على مدار الساعة من 36 ساعة بعد بتر (الشكل 5C ، D). وبلغ إجمالي النمو زعنفة التجدد بعد 1.5 أيام حوالي 60٪ من طول الزعانف الأصلي (الشكل 5E). أخذت معا، وهذه النتائج تثبت أن آر البتر iggers انكماش الزعانف، وقذف من الخلايا من الجرح، واستجابة التجدد تأخر زمنيا. في حين أن الخلايا مقذوف من المرجح متجهة للخضوع لموت الخلايا، وطبيعة هذه الخلايا تحتاج إلى مزيد من التوضيح.
الشكل 1. التصوير التجمع حلقة الغرفة
(A) يظهر هو حلقة من البلاستيك التي يتم تركيبها على ساترة مع الشحوم السيليكون. ومرفق شبكة بلاستيكية إلى داخل الغرفة مع أربعة نقاط صغيرة من الشحوم السيليكون. (B) يتم تعبئة غرفة تحتوي على يرقة مزودة حل تريكين ويتم إرفاق شريحة زجاجية إلى الأعلى. (C) والتي شنت يوم 2-القديم يرقة (السهم) ويظهر في أعلى التكبير لتصوير حجمه بالنسبة للشبكة."_blank"> اضغط هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2. التصوير غرفة جعلت الجمعية من أطباق بتري. (A) يظهر هو الزجاج التجاري الزجاج العلوي طبق بتري السفلي مع شبكة بلاستيكية تعلق على ساترة الزجاج. (ب) يظهر هو طبق بتري الغرفة التي شيدت الذاتي مع وجود ثقب حفر في غطاء وساترة المرفقة من الخارج مع الشحوم السيليكون. شبكة واليرقة هي التي شنت داخل غرفة تحتوي على حل تريكين. لختم الغرفة، يتم تطبيق الشحوم السليكون إلى العليا، الحافة الخارجية للغرفة السفلى وغطاء رأس المرفقة. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
بديل ملغ = "الشكل 3" SRC = "/ الملفات / ftp_upload / 52654 / 52654fig3.jpg" />
الشكل 3. مخطط البتر وتصاعد ليرقة للتصوير. (A) لبتر، وضع اليرقة تخدير على أي طبق بتري المغلفة الاغاروز وبتر زعنفة الذيل مع إبرة حقنة. (B) للتركيب، ونقل اليرقة مع ماصة نقل في أنبوب 1.5 مل مليئة 42 ° C الاغاروز السائل وماصة قطرة تحتوي على اليرقة إلى غرفة التصوير، توجيه الأسماك وتغطية عزز الاغاروز مع الجنين المتوسطة. (C) كشط قبالة الاغاروز من زعنفة الذيل باستخدام microloader ماصة توج أو أداة مماثلة، واستبدال الجنين المتوسطة مع المتوسطة الطازجة. (D) صورة زعنفة الذيل تحت stereomicroscope. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
ithin صفحة = "دائما">
الرقم 4. غرفة الحضانة ساخنة-شيدت الذاتي. (AC) يظهر هو غرفة الحضانة ساخنة مصنوعة من الورق المقوى، والتفاف فقاعة والفيلكرو. وترد سخان قبة سلكي (المصممة أصلا لبيضة الدجاج الحضانة) إلى غرفة باستخدام شريط الألمنيوم. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 5. ديناميات تجديد مؤشرات مالية (A) مخطط الذيل تستخدم الزعانف فحص البتر والكمي طريقة لتحديد طول الزعانف (السهم الأحمر) والمنطقة (مخطط الحمراء للزعنفة). (B) الذيل بتر الزعنفة مشغلات البداية انكماش الزعنفة، تليها REGEثمرة الأنسجة nerative. يخضع الزعنفة أيضا النمو التنموي، كما يتضح من زيادة حجم الجانبية. (C) يظهر هو طول الزعانف بوصفها وظيفة من الزمن، وكشف عن انطلاق النمو التجديدي الخطي في ~ 14 HPA. (D) الكمي لمنطقة الزعانف يكشف عن انخفاض في البداية في الحجم، والتي يمكن أن تعزى إلى تقلص الزعنفة. بعد ~ 14 ساعة، ويزيد من حجم الزعانف بمعدل خطي. (E) مقارنة طول الزعنفة قبل بتر وبعد 36 ساعة معارض ~ 60٪ إعادة نمو. شريط مقياس: 100 ميكرون المختصرات: قبل أمبير، قبل بتر. آخر ساعة البتر، HPA. مغذي، وتجديد. أمبير، بتر الرجاء النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
فيلم . تجديد زعنفة على مدار الساعة من 36ساعة. المعروضة زعنفة ذيل يرقة القديمة 2.5 يوما خلال التجدد. وبدءا تصوير 30 دقيقة بعد بتر النمو التجديدي في 30 دقيقة فترات على stereomicroscope باستخدام عدسة الهدف 3.5X.
يسمح الطريقة المعروضة لرصد التئام الجروح وترميم الأنسجة في العيش اليرقات الزرد في الجسم الحي مع مرور الزمن التصوير على stereomicroscope brightfield، وذلك باستخدام بسيط نسبيا مجموعة المتابعة. يتطلب هذا الإجراء بعض الجوانب الهامة التي اختبرناها، والتي سوف تحسين نتائج: 1) تركيزات منخفضة الاغاروز (~ 0.5٪) وتقليل العوائق نمو اليرقات الزرد تزايد مستمر، 2) إزالة الاغاروز حول زعنفة مهمة لا لإخفاء عملية الشفاء، 3) محاصرة الاغاروز في شبكة بلاستيكية تحتفظ الاغاروز والحيوانية في وضع مستقر في جميع أنحاء الداخلي، و4) بيئة تسيطر عليها درجة الحرارة المناسبة، وهو أمر ضروري لبقاء اليرقات. تكيفنا حضانة غرفة ساخنة 23،24، الذي يستخدم التفاف فقاعة التي سجلت على الورق المقوى، وسخان قبة سلكي للسيطرة على درجة الحرارة ودوران الهواء السليم مع تقلبات طفيفة خلالإجراء التصوير. هذه الغرفة بسيطة وفعالة من حيث التكلفة يمكن أن تكون على استعداد لتناسب أي المجهر. وقد استخدمت وغرفة الحضانة ساخنة مماثلة أيضا بالنسبة للفئران التصوير والتنمية فرخ 24،29.
ونقترح أن اليرقات بترت قبل هي التي شنت لصورة ما قبل البتر، demounted للبتر، وremounted للتصوير مرور الزمن. على الرغم من أنه من الممكن لتنفيذ هذه الخطوات في خطوة واحدة في غرفة التصوير النهائية، في تجربتنا وجدنا أن بتر زعنفة الذيل على ساترة الزجاج ليس الأمثل، لأنه يمزق الأنسجة و لا يؤدي إلى قطع نظيفة. طريقة بتر القائم على الاغاروز باستخدام إبرة حقنة ووصف في الأصل من قبل كواكامي وزملاؤه (2004) 16 وأيضا، في تجربتنا، مثالية لأداء بتر الأطراف. وهكذا، فإن سلسلة معقدة بدلا من الخطوات التي قدمناها له ما يبرره جيدا ويضمن نتيجة تجديد المثلى.
أظهرنا أن larvآل الزرد في 2 DPF ولا يمكن تصوير ما يصل إلى 1.5 أيام في الاغاروز وحل تريكين. كنا تريكين (PH7) الحل الأمثل درجة الحموضة أعد مع الملح المحيط الفوري، والتي لا تتعارض مع صحة العينة للفترة التصوير المقدمة. ونحن مع ذلك سابقا أظهرت أيضا أن استخدام تريكين في Danieau المتوسطة يسمح الوقت الفاصل بين التصوير من 2.5 DPF الزرد اليرقات على المجهر متحد البؤر لا يقل عن 2 أيام 30. وهكذا، يمكن أن الظروف المثلى عازلة تمتد الصحة اليرقات وطول التصوير. بدلا من ذلك، يمكن استخدام تركيزات أقل تريكين للتخدير، أو 2-فينوكسييثانول، التي وجدنا جيد التحمل خلال مراحل اليرقات والكبار عند 28 درجة مئوية لمدة لا تقل عن 60 ساعة.
لتجنب عيوب في تجديد الزعانف، ونحن إزالة الاغاروز من زعنفة الذيل قبل التصوير. بياناتنا تظهر أنه في غضون 1.5 أيام تمت إعادة إنشاء الزعنفة إلى حوالي 60٪. هذا المعدل تجديد يتسق مع دراسة سابقة تحديد 3 أيام فيليالي متوسط الوقت للزعنفة الذيل تجديد في يرقات الزرد تصل إلى 6 DPF 16. بيد أنه يمكن استخدام أساليب بديلة لالاغاروز لتركيب الأسماك للتصوير. على سبيل المثال، جلطات البلازما رقيقة 31 أو المفلورة الإثيلين والبروبيلين (محطة إثراء الوقود) أنابيب المغلفة مع ميثيل ومليئة تركيزات الاغاروز منخفضة جدا (0.1٪) وقد أوصى للضوء ورقة المجهري 32 و قد تكون مناسبة لأسلوبنا المقدمة. ومع ذلك، فإننا لا ننصح ميثيل و 0.1٪ الاغاروز، لأنها تتطلب أن العينة هي التي شنت على الجزء السفلي من الغرفة نظرا لعدم وجود تصلب هذه الوسائط. سوف تركيزات عالية جدا من ميثيل تولد علاوة على ذلك جيوب الهواء بناء على خبرتنا، وهذه قد تتداخل مع إجراء التصوير. إذا فضلت وسائل الإعلام هذه مع استخدام الغرفة السفلى، من المهم أن المسافة العمل المناسبة بين عدسة موضوعية والعينة موجودة. وتجدر الإشارة إلى أن مويوصى إيثيل سيللولوز كوسيلة تصاعد فقط لمدة تصل إلى 1 في اليوم، لأنها قد تتداخل مع صحة اليرقات 32.
تركيب العينة في الغطاء قد يؤدي إلى بطء الانجراف نحو الانخفاض الجاذبية. لذا فمن المستحسن أن صورة مقاطع متعددة في كل نقطة زمنية، والتي يمكن أن تكون إما المتوقعة في طائرة واحدة أو الصور فقط التي هي في المستوى البؤري يمكن استخراجها لتجميع الفيلم النهائي. يمكن تصوير العينة في الغرفة السفلى تكون منهجية بديلة لتجنب الانجراف نحو الانخفاض المحتمل. جلطات البلازما يمكن أن تكون مفيدة لتجنب الانجراف، والبلازما ستتمسك طبقة يغلف الخارجية (EVL، محيط بالأدمة) 31، وبالتالي قد استقرار العينة. ولكن هذا يحتاج لفحصها، وكذلك كيف يمكن الحفاظ على الزرد اليرقات طويلة في تجلط البلازما دون التدخل في الصحة اليرقات أو تجديد الزعانف.
تم تجميعها دينا فيلم استخدام المقاطع الفردية (26 ميكرون)من سجلت ض المكدس، الذي غطى سمك الكامل للزعنفة (~ 10 ميكرون)، والتي تمثل المحتملين ض الانجراف الزعنفة أثناء إجراء التصوير. من أجل الحفاظ على المعلومات 3-D، فمن الممكن أيضا أن المشروع مداخن-Z في الصور واحدة. لأن هذا قد يؤدي إلى التشويش من الصورة، قد يكون المطلوب brightfield إزالة التفاف. البرامج، مثل Deconvolve أو X3 Autoquant يمكن استخدامها لهذا الغرض. بدلا من ذلك، خوارزميات رياضية (الموصوفة في تادرس 33) يمكن تطبيقها للحصول على وظيفة نقطة انتشار نسبة عالية إشارة إلى الضوضاء (SNR). الحصول على SNR عالية تمثل واحدة من العقبات الرئيسية في brightfield إزالة التفاف. على الرغم من أن هذه الطريقة يتطلب التباين العالي ورقيقة سمك العينة، سيكون من المناسب للتصوير من زعنفة الذيل نتيجة لانخفاض عرضه.
وهناك ميزة واضحة عن طريقة التصوير قدمت هو أنه قابل للتكيف بسرعة إلى أي stereomicroscope مجهزة كاميرا CCDد البرمجيات الوقت الفاصل بين ويقدم بديلا منخفض التكلفة لأنظمة التصوير متحد البؤر أكثر تكلفة. في حين أن هذا الأسلوب لا تستخدم مضان للكشف عن الخلايا، ويمكن تمديدها لهذه التطبيقات من خلال استخدام نظام آلي للتحكم في مصراع وبعد التصوير إزالة التفاف البرمجيات 34. وهذا من شأنه تمكين المستخدمين لمواصلة مراقبة عمليات إصلاح الجرح وتجديد مع خلية واحدة أو قرار التحت خلوية على مدى فترات زمنية أطول.
وضوح بصري والسهولة التي الجنينية والزرد اليرقات يمكن التعامل معها، والقدرة على التكيف من هذا الأسلوب لأي stereomicroscope يجعلها مناسبة لتدريس علم الأحياء الفقارية الأساسي في إعداد الفصول الدراسية. يمكن لهذا الأسلوب تزويد الطلاب بفهم أفضل للعمليات البيولوجية الأساسية الكامنة وراء إصلاح الأنسجة وتجديدها. العمليات البيولوجية الأخرى التي تم التقاطها باستخدام طريقة مماثلة هي التطور الجنيني الزرد 23،34 والقلبوظيفة (غير منشورة). هذا الأسلوب يوفر أيضا إمكانية لإصلاح مراقبة الجرح وتجديد في اليرقات التي تم التلاعب بها وراثيا ودواء.
الكتاب ليس لديهم ما يكشف.
We thank the MDI Biological Laboratory animal core service facility for zebrafish maintenance. Research reported in this publication was supported by Institutional Development Awards (IDeA) from the National Institute of General Medical Sciences of the National Institutes of Health under grant numbers P20GM104318 (for COBRE) and P20GM103423 (INBRE) and Department of Defense – USAMRAA (W81XWH-BAA-1) grant.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Reagents | |||
Bullseye Agarose (MidSci, Cat. No. BE-GCA500) | |||
Low-melt agarose (Fisher BioReagents, Cat No. BP1360-100) | |||
1-phenyl-2-thiourea [Alfa Aesar, Cat No. L06690] | |||
Instant Ocean Aquarium Salt (Pet store) | |||
Methylene Blue (0.1% solution) (Sigma, Cat. No. M9140) | |||
Tricaine (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate, Sigma-Aldrich, Cat. No. E10505) | |||
2-Phenoxyethanol (Sigma-Aldrich, Cat. No. 77699) | |||
Petri Dish 35 x 15 mm (BD Falcon, Cat. No 351008) | |||
Petri Dish 60 x 15 mm (BD Falcon, Cat. No 351007) | |||
Petri Dish 100 x 25 mm (BD Falcon, Cat. No 351013) | |||
5.75 inch boroschillate glass pipets (Fisher) | |||
35 mm Glass Top Glass Bottom Dish (MatTek Corporation, Cat No. D35-20-0-TOP) Glass: 0.085-0.115mm | |||
Superfrost/Plus microscope slides (Fisherbrand, Cat No. 12-550-15) | |||
Glass coverslips (Electron Microscopy Services, Cat No. 72191-75) | |||
Glass coverslips (Warner Instruments, Cat. No. CS-18R15) | |||
Phifer Phiferglass Insect Screen Charcoal - 48" (Home Depot) | |||
DOW CORNING® HIGH VACUUM GREASE | |||
Microloader pipette tips 20 µl (Eppendorf, Cat. No. 930001007) | |||
Fine Scissors - Sharply Angled Up (Fine Science Tools, Cat. No. 14037-10) | |||
3 mL Luer-Lok™ disposable syringe (BD, Cat. No. 309657) | |||
60 mL Luer-Lok™ disposable syringe (BD, Cat. No. 309653) | |||
23-gauge syringe needles (BD, Cat. No. 305145) | |||
Dumont #5 Forceps (Fine Science Tools, Cat. No. 11295-00) | |||
Equipment | |||
LabDoctor Mini Dry Bath (MidSci) | |||
Zeiss Discovery.V12 compound microscope | |||
Zeiss Plan Apo S 3.5X objective | |||
Zeiss AxioCam MRm | |||
Zeiss Axiovision software, Release 4.8.2SP1 (12-2011) |
Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article
Request PermissionThis article has been published
Video Coming Soon
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved