JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ارتفاع الإصابة بالسمنة ويزيد من خطر الإصابة بالأمراض الرئوية المزمنة. هناك حاجة لإنشاء الآليات الكامنة والاستراتيجيات الوقائية، الحيوان المعالم نماذج. هنا، نحن نقدم ثلاث طرق (اختبار تحمل الجلوكوز، بليثيسموجرافي الجسم، وتثبيت الرئة) لدراسة تأثير السمنة على النتائج الرئوية في الفئران.

Abstract

السمنة، واضطرابات الجهاز التنفسي هي المشاكل الصحية الرئيسية. أصبحت السمنة وباء ناشئة مع عدد المتوقع من الأفراد يعانون من السمنة أكثر 1 بیلیون في جميع أنحاء العالم بحلول عام 2030، مما يمثل عبئا الاجتماعية اقتصادية متنامية. في نفس الوقت، comorbidities المتصلة بالسمنة، بما في ذلك مرض السكري، فضلا عن القلب وأمراض الرئة المزمنة، مستمرة في الارتفاع. ورغم أن السمنة مرتبطة بزيادة خطر الإصابة بالربو التفاقم، تفاقم أعراض تنفسية، وضعف الرقابة، الدور الوظيفي للسمنة والايض القلق في أمراض المرض الرئوي المزمن في كثير من الأحيان التقليل من شأنها، والآليات الجزيئية الكامنة لا تزال بعيدة المنال. هذه المقالة تهدف إلى تقديم أساليب لتقييم تأثير السمنة على التمثيل الغذائي، فضلا عن هيكل الرئة والدالة. هنا، يمكننا وصف ثلاث تقنيات لدراسات الفئران: (1) تقييم تحمل الجلوكوز داخل (إيبجت) لتحليل تأثير السمنة على استقلاب الجلوكوز؛ (2) قياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي الامتثال (كدين) لتحليل تأثير السمنة على وظائف الرئة؛ (3) إعداد وتثبيت الرئة للتقييم النسيجي الكمي اللاحقة. أمراض الرئة المتعلقة بالسمنة الأرجح المتعددة العوامل، الناجمة عن التقلبات التحريضية والاستقلابية الجهازية التي تؤثر سلبا على احتمال وظائف الرئة والاستجابة للعلاج. ولذلك، منهجية موحدة لدراسة الآليات الجزيئية وتأثير العلاجات رواية ضروري.

Introduction

وفقا منظمة الصحة العالمية (WHO) في عام 2008، أكثر من 1.4 بیلیون الكبار، الذين تتراوح أعمارهم بين 20 وكبار السن، يعانون من زيادة الوزن مع مؤشر كتلة جسم (BMI) أكبر من أو يساوي 25؛ علاوة على ذلك، ما يزيد على 200 مليون من الرجال والنساء تقريبا 300 مليون يعانون من السمنة المفرطة (BMI≥30)1. السمنة والمتلازمة الأيضية عوامل الخطر الرئيسية للعديد من الأمراض. بينما السمنة وما يصاحب ذلك زيادة الأنسجة الدهنية البيضاء الشامل قد تم ارتباطاً وثيقا بنوع 2 مرض السكري2،3، أمراض القلب والأوعية الدموية، بما في ذلك أمراض القلب التاجية (CHD)، وفشل القلب (HF)، الرجفان الاذيني4 وهشاشة العظام5، أدوارها الوظيفية في الآلية المرضية لاضطرابات الجهاز التنفسي لا تزال غير مفهومة. ومع ذلك، أظهرت الدراسات الوبائية أن السمنة يرتبط ارتباطاً قويا بالجهاز التنفسي المزمنة، بما في ذلك ضيق التنفس اكسيرشونال، متلازمة توقف التنفس أثناء النوم الانسدادي (OSAS)، متلازمة هيبوفينتيليشن السمنة (الصحة والسلامة المهنيتين)، المزمن مرض الانسداد الرئوي (COPD) والانسداد الرئوي، وطموح الالتهاب الرئوي والربو القصبي6،7،،من89. آليات محتملة تربط بين السمنة والايض القلق، مثلاً، ومقاومة الأنسولين، والنوع الثاني من مرض السكري، بأمراض المرض الرئوي المزمن لا لا تشمل سوى الميكانيكية والمادية المترتبة على الوزن الحصول على التهوية بل أيضا الحث على حالة مزمنة من التهاب حاد10،11. ظهور السمنة وأمراض الرئة خلال العقد الماضي، إلى جانب الافتقار إلى استراتيجيات وقائية فعالة والنهج العلاجي، ويبرز الحاجة إلى التحقيق في الآليات الجزيئية لتحديد سبل جديدة لإدارة الرئة ذات الصلة بالسمنة الأمراض.

هنا، يمكننا وصف الاختبارات القياسية الثلاثة، وأساسيات هامة للتحقيق في السمنة وأثرها على هيكل الرئة ووظيفتها في نماذج الماوس: (1) داخل الجلوكوز التسامح (إيبجت) (2) قياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي نظام الامتثال (كدين)؛ (3) إعداد وتثبيت الرئة للتقييم النسيجي الكمي اللاحقة. إيبجت اختبار فرز قوية لامتصاص الجلوكوز التدبير، وبالتالي تأثير السمنة على عملية التمثيل الغذائي. بساطة الأسلوب يسمح توحيد جيدة، ومن ثم القدرة على مقارنة النتائج بين المختبرات. يمكن استخدام أساليب أكثر تطورا، مثل المشابك هايبرجليسيميك أو دراسات بشأن الجزر المنعزلة، لتحليل مفصل ل النمط الظاهري الأيضية12. هنا نقيم تحمل الجلوكوز لتحديد حالة الاضطرابات النظمية والايض المرتبطة بالسمنة كأساس لإجراء مزيد من الدراسات على نتيجة رئوية. لتقييم تأثير السمنة واضطرابات التمثيل الغذائي على وظيفة الرئة، قمنا بقياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي الامتثال (كدين). تميز أمراض الرئة، تتوفر طرق غير المقيد، فضلا عن ضبط النفس لتقييم وظائف الرئة. بليثيسموجرافي غير المقيد في الانتقال بحرية الحيوانات يقلد دولة طبيعية، مما يعكس أنماط التنفس؛ وفي المقابل، أساليب الغازية، مثل قياس مقاومة الإدخال من الدقة وكدين في الفئران عميق تخديره لتقييم ميكانيكا الرئة الحيوية، هي أكثر دقة13. حيث تنعكس ظروف الجهاز التنفسي المزمنة بتغييرات نسيجية لانسجة الرئة، تثبيت الرئة السليمة لمزيد من التحليل بات وشيكا. اختيار أسلوب تثبيت الأنسجة وإعداد يعتمد على حجرة في الرئة التي سيتم دراستها، على سبيل المثال، تقوم شركة الخطوط الجوية أو الرئة حمة14. هنا، يمكننا وصف أسلوب يسمح التقييم النوعي والكمي للخطوط الجوية القيام بدراسة تأثير السمنة على تطوير الربو.

Protocol

وأجريت جميع الإجراءات الحيوانية وفقا للبروتوكولات التي وافقت عليها السلطات الحكومية المحلية (الأراضي NRW، من الألف إلى الياء: 2012.A424)، وكانت وفقا للقانون الألماني الرفق بالحيوان والأنظمة المتعلقة بالرعاية الحيوانات المستخدمة لإجراء التجارب أو ل الأغراض العلمية الأخرى. نظراً لتحليل وظيفة الرئة قد تؤثر في بنية الرئة ويحلل النسيجي اللاحقة لذلك، يجب أن تقوم بقياس Res كدين والإعداد والتثبيت في الرئة هيستومورفوميتري في الحيوانات المختلفة. مع ذلك، من الممكن قياس الدقة وكدين عقب إيبجت. نظراً للإجهاد أثناء إيبجت يمكن أن تتداخل مع التخدير اللازمة لوظائف الرئة الاختبارات، فترة استرداد من حوالي 2 أسابيع بعد إيبجت من المستحسن السماح للفئران للتخلص من الجسم وفقدان الوزن والتغيرات في الدم معلمات12.

1-التحضير "اختبار تحمل الجلوكوز داخل" (إيبجت)

ملاحظة: بعد 12 ساعة من الصوم، إيبجت كاملة تستغرق حوالي 2 ح.

  1. منذ الإجهاد يؤثر الجلوكوز في الدم إلى حد كبير، تكفل أداء تكييف كلا من الفئران، وكذلك تدريب العلماء،.
  2. نقل الحيوانات إلى منطقة تجريبية في ظروف هادئة وخالية من الإجهاد.
  3. النظر في تطبيق نظام غذائي هايبركالوريك للحث على السمنة في الفئران. راجع المقطع المناقشة للحصول على مزيد من المشورة.
  4. الحيوانات سريعة ح 12 بين عشية وضحاها، دون الحد من الوصول إلى المياه. اليوم التالي، بعد 12 ساعة من الصوم، إعداد مقياس جلوكوز الدم وفقا للشركة المصنعة البروتوكول (انظر الجدول للمواد) بإدراج شريط اختبار جديد بمنفذ قطاع الاختبار.
  5. جداً نصيحة ذيل استخدام مقص معقم، مع الاحتفاظ بلطف الماوس في ذيله، وقياس جلوكوز الدم صام فورا بتطبيق قطره دم تدفق الحر (عينة أدنى حجم 0.5 ميليلتر) إلى قطاع اختبار لمقياس الجلوكوز في الدم.
    ملاحظة: يبدأ العد التنازلي على الشاشة بعد تطبيق كاف من عينة الدم. وبعد 4 s، نتيجة الاختبار تظهر على الشاشة.
  6. وبعد ذلك، تزن وتسمية الحيوانات فردياً باستخدام لون تمييز.
  7. إدارة ز 2 جلوكوز/كغ الجسم الوزن عن طريق داخل الحقن. تأكد من أن حجم الحقن 0.1 مل/10 غم من وزن الجسم (إبرة ز 27 و 1 cc المحاقن).
  8. وفي وقت لاحق، قياس جلوكوز الدم بعد 15، 30 و 60 و 120 دقيقة بتطبيق قطره دم التدفق الحر على شريط اختبار جديد.
    ملاحظة: يمكن زيادة تدفق الدم بتدليك لطيف من الذيل تلميح-العنابر. إذا كان الجرح الذيل انكروستس، تنظيفه باستخدام مسحه معقمة مبللة مع محلول كلوريد الصوديوم 0.9%.
  9. السماح للحيوانات للراحة في اقفاصها المنزل مع وصول غير محدود المياه بين القياسات.

2-الرئة وظيفة تحليل "قياس الدقة" وكدين

ملاحظة: تحتاج الفئران لقياس الدقة وكدين دون عائق، تكون التهوية تحت التخدير العميق. الرصد المناسب للتخدير والحيوانية خالية من الإجهاد معالجة ضرورية. للحصول على إرشادات عامة باستخدام تقنيات عقيمة، الرجاء مراجعة المقالة بميلر بييتر et al. 15

  1. معايرة plethysmograph قبل كل مجموعة من التجارب وإعداد الإعدادات الدراسة داخل البرنامج (انظر الجدول للمواد).
  2. قبل الجراحة، عميق تخدير الحيوانات عن طريق الحقن داخل إكسيلازيني (10 مغ/كغ من وزن الجسم) والكيتامين (100 مغ/كغ وزن الجسم) (إبرة ز 27 و 1 cc المحاقن). تأكد من أن حجم الحقن 0.1 مل/10 غرام الواحد من وزن الجسم.
    ملاحظة: نظراً الكيتامين له تأثير مسكن مناسب في الفئران، ضروري أي علاج الألم إضافية. يستغرق الإجراء القسطرة الرغامى الغازية/بليثيسموجراف حوالي 5-7 دقائق، ثم يمكنك البدء في الحصول على البيانات.
  3. ضع الماوس في موقف ضعيف على منصة تدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم.
  4. تغطية العينين مع مرهم لمنع جفاف تحت التخدير.
  5. رصد عمق التخدير باستخدام إصبع القدم قرصه-الاستجابة باستمرار.
    ملاحظة: قد تكون الإدارة إضافية للتخدير اللازمة للحفاظ على طائرة جراحية التخدير.
  6. ترطيب الفراء منطقة العمليات الجراحية في منطقة الغدة الدرقية مع الإيثانول 70%.
  7. بعناية جداً الجلد في خط الوسط لحوالي 1 سم بين الشق جوجولار من القص وسيمفيسيس الدرنات مينتوم برفعه بالملقط وقطع الجلد تحت الفحص البصري باستخدام مقص غير حادة (الشكل 1A).
  8. تصور في الأنسجة الدهنية تحت الجلد الكامنة والغدة الدرقية.
  9. كشف القصبة الهوائية بعناية حادة تفصل بين كلا الفصوص الغدة الدرقية في البرزخ وتشريح ستيرنوثيرويد والعضلات ستيرنوثيرويد (الشكل 1B). يجب الحرص على عدم إيذاء أي سفن وتسبب النزيف، حيث يمكن أن يسبب هذا الآثار الضارة على نظام القلب والأوعية الدموية، وفي نهاية المطاف على القياسات.
  10. وفي وقت لاحق، تمرير خياطة الجروح جراحية مزين 4-0 بين القصبة الهوائية والمريء باستخدام الملقط حادة. بعناية جداً القصبة الهوائية قريبة من الحنجرة بين غضاريف القصبة الهوائية مع المقص الصغير.
  11. التنبيب مع أنبوب الرغامى (0.04 بوصة/1.02 مم) تحت السيطرة البصرية (الشكل 1). إصلاح أنبوب عن طريق الربط مع خياطة جراحية لتجنب أي تسرب في النظام.
  12. بعد ذلك، نقل الحيوان إلى السرير ساخنة من قاعة الهيئة وتوصيل أنبوب الرغامى إلى لوحة الوجه (الشكل 1) وتشغيل التهوية بالضغط على زر التهوية على اللوحة الأمامية لوحدة تحكم (الشكل 1E).
  13. مسح التهوية عن طريق مراقبة حركة الصدر متزامنة مع معدل التهوية. لتأكيد التنسيب السليم من الأنبوب الرغامى، التأكد من أن كلا الجانبين من الصدر تتحرك في نفس الوقت.
  14. مشاهدة الضغط إشارة على شاشة الكمبيوتر (الشكل 1F). التأكد من وجود منحنيات التهوية موحدة. إذا كان هذا ليس هو الحال، فصل الحيوان وتحقق إلى جانب الجراحة. حذار من الدم أو المخاط تسد أنبوب الرغامى.
    ملاحظة: للكبار الحيوانات مع وزن جسم من 20-25 غ، يتم اقتراح الإعدادات التنفس الصناعي كما هو مبين في الشكل 2 وفقا لتوصيات الشركة المصنعة.
  15. للتحكم في التغيرات في الضغط عبر الرئة أثناء التهوية، إدراج أنبوب المريء (0.04 بوصة/1.02 مم) إلى المريء في عمق يقارب مستويات الرئتين. مشاهدة الشاشة أثناء وضع الأنبوب. وضع الأنبوب فيها انحراف الضغط القصوى والتحف قلب الدنيا يمكن رؤيتها على الشاشة.
  16. بعد الجراحة، إعداد الحيوان للقياس. نحثهما التخدير عن طريق الحقن داخل الكيتامين (100 مغ/كغ من وزن الجسم) باستخدام إبرة 27-ز و 1 cc المحاقن. تأكد من أن حجم الحقن 0.1 مل/10 غرام الواحد من وزن الجسم.
    ملاحظة: لتقدير الشعب الهوائية هايبرريجيبيليتي، نيبوليزي ميثاتشوليني، مؤثر غير انتقائية مستقبلات المسكارينيه العصبي السمبتاوي، مما يؤدي إلى برونتشوكونستريكشن. يتم الحصول على البيانات في أربع مراحل مختلفة (الشكل 3).
  17. البدء في الحصول على البيانات ووفقا لبروتوكول manufacturer´s.
    ملاحظة: البرنامج تلقائياً أدلة للمستخدمين من خلال عملية الشراء.
  18. تطبيق 10 ميليلتر من برنامج تلفزيوني (مركبة) على البخاخات، ويبدأ نيبوليزيشن بعد 5 دقائق من التأقلم. بعد ذلك، اتبع مرحلة استجابة من 3 دقيقة، حيث يتم قياس الدقة (غروهارلم2س/مل/s) وكدين (مل/غروهارلم2س). في النهاية، تقدم مرحلة انتعاش من 3 دقيقة للحيوان قبل نيبوليزيشن القادم.
  19. اتبع البرنامج بالتطبيق التدريجي من 10 ميليلتر لزيادة تركيزات ميثاتشوليني (2.5 ميكروغرام/10 ميليلتر و 6.25 ميكروغرام/10 ميليلتر و 12.5 ميكروغرام/10 ميليلتر) على التنفس الصناعي.
  20. بمجرد تم إجراء جميع القياسات وسجلت، التضحية بالحيوان بخلع عنق الرحم.

3-الرئة العزلة للتحليل الكمي هيستومورفوميتريك من الفئران الكبار

  1. تخدير عميق الحيوان عن طريق داخل حقن إكسيلازيني (10 مغ/كغ من وزن الجسم) والكيتامين (100 مغ/كغ وزن الجسم) (إبرة ز 27 و 1 cc المحاقن). يجب أن يكون حجم حقن 0.1 مل/10 غرام الواحد من وزن الجسم.
    ملاحظة: بعد أن وصلت إلى حالة التسامح الجراحية، الإعداد يستغرق حوالي 5 دقيقة تليها نضح الجهاز و 30 دقيقة للتثبيت.
  2. بمجرد الحيوان وصلت حالة التسامح الجراحية (تو السلبية قرصه-استجابة)، تطهير الحيوان مع الإيثانول 70% وإصلاح هذا الحيوان على منصة مع الشريط الجراحي.
  3. التضحية بالحيوان بثقب القلب والنزيف. باختصار، فتح البطن مع شق الآنسي عن طريق الجلد والغشاء البريتوني باستخدام مقص غير حادة.
  4. موقع العنابر حجاب الرأس في الكبد، وفصل الكبد بعناية من الحجاب الحاجز.
  5. إجراء شق صغير في الحجاب الحاجز باستخدام مقص غير حادة، والبطين الأيسر للقلب بإبرة 20 غ الشروريه تعلق على حقنه 2 مل. اكسسانجويناتي الحيوان ببطء.
    ملاحظة: اكسسانجوينيشن بطيئا وحذرا من المهم منع البطينين الانهيار بسبب الضغوط السلبية، التي تحول دون تدفق دم دون عائق.
  6. تشريح الرئة عن طريق فتح الصدر بلطف من خلال شق parasternal على طول القفص الصدري استخدام مقص منحنى، غير حادة.
  7. وبعد ذلك، رفع القفص الصدري لفضح التجويف الجنبي (الشكل 3). إزالة الغدة الصعترية لرؤية القلب والرئتين.
    ملاحظة: من الممكن حقن الاختياري من البطين الأيمن، يليه نضح الرئة نظام الأوعية الدموية مع برنامج تلفزيوني المثلج ثم مع حل مثبت [مثلاً، 4% (كتلة/حجم) بارافورمالدهيد (PFA)]. يجب أن تدرك أن هناك خطر متزايد تمزق سيتي السنخية وتؤثر سلبا على هيكل الرئة باستخدام هذا الأسلوب.
  8. تشريح الرئة بأول بعناية إزالة القلب.
  9. وفي وقت لاحق، تمرير خياطة الجروح جراحية مزين 4-0 بين القصبة الهوائية والمريء باستخدام الملقط حادة.
  10. المقبل، بعناية جداً القصبة الهوائية قريبة من الحنجرة بين غضاريف القصبة الهوائية، التنبيب مع قنية الحقن الوريدي (26 ز)، وانتفاخ الرئة بتثبيت ضغط في ضغط مستمر من 20 سم ح2س باستخدام عامل مثبت [مثلاً، 4% (كتلة /volume) من منهاج عمل بيجين].
  11. للتثبيت في منهاج عمل بيجين، ترك مثبت لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. وبعد ذلك، سد القصبة الهوائية وإزالة القنية. ثم المكوس في الرئة بدقة دون إلحاق الضرر بالانسجة وتخزينها في عامل مثبت في 4 درجات مئوية بين عشية وضحاها.
    ملاحظة: بدلاً من ذلك، ووفقا للمنشطات الأمفيتامينية/ETS توافق ورق GA 2.5% مخزنة OsO4، والحل اليوراسيل يستخدم لتثبيت الأنسجة السليمة. لزيادة إعداد الأنسجة، انظر ورقة توافق الآراء بحاسبات et al. 14

النتائج

الممثل نتائج اختبار تحمل الجلوكوز داخل (إيبجت) (الشكل 4)، الرئة دالة الاختبار (الشكل 5)، والممثل الصور التي توضح توضع وويوزين الملون الرئتين (الشكل 6).

قد أنجز في إيبجت في الفئران السمنة (الأزر...

Discussion

ويقدم هذا التقرير ثلاثة بروتوكولات لثلاث طرق مختلفة لتحليل تأثير السمنة على استقلاب الجلوكوز والنتائج الرئوية. أولاً، اختبار تحمل الجلوكوز تتيح الفرصة لتحليل امتصاص الجلوكوز داخل الخلايا، ويمكن أن يكون دليلاً على مقاومة الأنسولين. وثانيا، بليثيسموجرافي الجسم كله وهو أسلوب لقياس وظيفة ...

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

التجارب التي كانت تدعمها مارغا ووالتر بول-ستيفتونغ، Kerpen، ألمانيا؛ المشروع 210-02-16 (ماا)، المشروع 210-03-15 (ماا) ومؤسسة البحوث الألمانية (DFG؛ AL1632-02؛ ماا)، بون، ألمانيا؛ مركز الطب الجزيئي كولونيا (كمك؛ مستشفى جامعة كولونيا؛ برنامج النهوض بالحياة الوظيفية؛ ماا)، كولون فورتشن (كلية الطب، جامعة كولونيا؛ دينار كويتي).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
GlucoMen LXA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy38969blood glucose meter
GlucoMen LX SensorA.Menarini diagnostics, Firneze, Italy39765Test stripes
Glucose 20%B. Braun, Melsung, Germany2356746
FinePointe SoftwareDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-002
FinePointe RC Single Site Mouse TableDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1831-001
FPRC ControllerDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1075-001
FPRC Aerosol BlockDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-1106-001
Aerogen neb head-5.2-4umDSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands601-2306-001
ForcepsFST, British Columbia, Canada11065-07
Blunt scissorsFST, British Columbia, Canada14105-12
Micro scissorsFST, British Columbia, Canada15000-00
Perma-Hand 4-0Ethicon, Puerto Rico, USA736HSurgical suture
Roti-Histofix 4%RothP087.14% Paraformaldehyd
KetasetZoetis, Berlin, Germany10013389Ketamine
Rompun 2%Bayer, Leverkusen, Germany770081Xylazine

References

  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d'anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

133

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved