Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا التقرير الفني الاختلاف في تقنية Bergström المعدلة لخزعة من العضلة المُوسة في الزولو الأمامي الذي يحد من تلف الألياف.

Abstract

الخصائص الميكانيكية للألياف الهيكل العظمي التعاقد هي مؤشرات حاسمة من صحة العضلات العامة, وظيفة, والأداء. غالبًا ما يتم جمع خزعات العضلات الهيكلية البشرية لهذه المساعي. ومع ذلك، هناك عدد قليل نسبيا من الأوصاف التقنية لإجراءات خزعة، خارج العضلات الأكثر استخداما vastus lateralis، وتتوفر. على الرغم من أن تقنيات الخزعة غالبا ما يتم تعديلها لاستيعاب خصائص كل عضلة قيد الدراسة، إلا أن القليل من التقارير الفنية تشارك هذه التغييرات في المجتمع الأكبر. وهكذا، غالبا ما يضيع الأنسجة العضلية من المشاركين الإنسان كما المشغل إعادة اختراع العجلة. توسيع المواد المتاحة على الخزعات من مجموعة متنوعة من العضلات يمكن أن تقلل من حادث الخزعات الفاشلة. يصف هذا التقرير الفني اختلافًا في تقنية Bergström المعدلة على الـ musculus tibialis الأمامي الذي يحد من تلف الألياف ويوفر أطوال الألياف الكافية للتقييم الميكانيكي. الجراحة هي عملية خارجية يمكن الانتهاء منها في غضون ساعة. فترة الشفاء من هذا الإجراء فورية للنشاط الخفيف (أي المشي)، تصل إلى ثلاثة أيام لاستئناف النشاط البدني العادي، وحوالي أسبوع واحد لرعاية الجروح. يمكن استخدام الأنسجة المستخرجة لتجارب القوة الميكانيكية وهنا نقدم بيانات التنشيط التمثيلية. هذا البروتوكول هو مناسبة لمعظم أغراض جمع، يحتمل أن تتكيف مع العضلات الهيكلية الأخرى، ويمكن تحسينها عن طريق إدخال تعديلات على إبرة جمع.

Introduction

دراسة فسيولوجيا العضلات البشرية لأغراض سريرية أو بحثية غالبا ما يتطلب خزعات العضلات. على سبيل المثال، أحد التحديات الرئيسية في علم وظائف الأعضاء في العضلات البشرية والميكانيكا الحيوية هو التمييز بين وفهم مختلف التعديلات من أداء العضلات لممارسة الرياضة. لا تشمل تعديلات الأداء فقط التعديلات الهيكلية (على سبيل المثال، التغيرات في البروتينات المتقلصة، والهندسة العضلية) ولكنها تشمل أيضًا التعديلات العصبية1، والتي يصعب جدًا ، إن لم يكن من المستحيل ، تقييمها بشكل منفصل عند اختبار عضلات الإنسان سليمة في الموقع. تجارب على مستوى الألياف إزالة هذه المكونات أعلى من أجل وتسمح لتقييم أكثر مباشرة من تقلص العضلات ويمكن جمعها عن طريق تقنيات خزعة. وقد تم جمع خزعات العضلات منذ ما لا يقل عن 18682. اليوم، تقنية السائدة لجمع خزعات العضلات هو تعديل تقنية Bergström3،4،5، على الرغم من أن التقنيات الأخرى المتاحة بما في ذلك استخدام conchotome ويل- بليكسلي6 أو ما يسمى غرامة إبرة7،8. كل هذه التقنيات استخدام أدوات خاصة مثل إبرة التي تم تصميمها لتمرير في العضلات وقطع قطعة من الأنسجة. على وجه التحديد، تستخدم تقنية Bergström المعدلة إبرة كبيرة معدلة (حجم إبرة 5 مم هنا؛ الشكل 1) التي لديها نافذة قريبة من طرف إبرة وtrocar الداخلية أصغر التي تتحرك صعودا وهبوطا الإبرة، وقطع العضلات عند تمرير عبر نافذة إبرة. داخل هذا trocar هالو هو ramrod الذي يتحرك صعودا وهبوطا في رمح trocar ويدفع خزعة نحو نافذة إبرة. لسحب العضلات في نافذة إبرة، يتم إرفاق خرطوم شفط، الذي تمتص الهواء من الإبرة ويسحب العضلات في نافذة إبرة عن طريق الضغط السلبي.

غالبًا ما يتم الحصول على خزعات العضلات لدراسة التغيرات في محتوى البروتين أو التعبير الجيني أو المورفولوجيا الناجمة عن المرض أو في استجابة لبرنامج ممارسة1،9،10،11. آخر الاستخدام الحرج للخزعات العضلات هو التجارب الميكانيكية مثل قياس قوة الألياف المتقلصة، وتصلب الألياف العضلية، وخصائص العضلات التي تعتمد على التاريخ12،13،14،15،16. يتم قياس الألياف واحدة أو الألياف الميكانيكا حزمة من خلال ربط الألياف بين محرك طول وقوة محول على الحفارات المتخصصة التي تتحكم في طول الألياف في حين قياس القوة في وقت واحد. من خلال الألياف التميزيم (على سبيل المثال، سلخ) الألياف، يصبح غشاء ساركلوما نفاذية للمواد الكيميائية في محلول الحمام، مما يسمح للتحكم في التنشيط عن طريق تركيز الكالسيوم متفاوتة. وعلاوة على ذلك، يمكن بسهولة تقييم تأثير خصائص التقلص على المواد الكيميائية/ المستحضرات الصيدلانية/البروتينات الأخرى عن طريق إضافة الكاشف المعني إلى محلول الحمام. ومع ذلك، في حين أن هذه التقنية تستخدم بشكل كبير في نماذج حيوانية أخرى، فقد أجريت دراسات أقل بشكل ملحوظ اختبارات ميكانيكية على الألياف الجلدية من خزعات العضلات البشرية17،18،19. أحد الأسباب هو أن أدوات الخزعة والبروتوكولات مصممة لإزالة الأنسجة العضلية قدر الإمكان مع مراعاة أقل لمستوى الضرر الهيكلي الذي لحقت به أثناء استخراج الأنسجة. في الواقع، يشير بروتوكول خزعة الأخيرة لدفع إبرة الخزعة في العضلات وجمع 2-4 قطع من العضلات3. العملية نفسها لا تضر كثيراً بالحمض النووي أو مادة البروتين، ولكنها غالباً ما تدمر الألياف والهياكل الساركية بطريقة يصبح فيها تنشيط ألياف العضلات غير مستقر أو مستحيلاً. وعلاوة على ذلك، الطول النسبي للألياف داخل خزعة عادة قصيرة (<2 مم) وليس من السهل التعامل معها للاختبارات الميكانيكية. بالنسبة للاختبارات الميكانيكية، تكون الألياف المثالية طويلة (3-5 مم) وليست تالفة هيكلياً.

ويمكن استخدام تقنيات استخراج الأنسجة أكثر تقدما للحد من تلف الألياف. فعلى سبيل المثال، استفادت إحدى المجموعات20 من "العمليات الجراحية المفتوحة" المخطط لها من قبل للساعدين (مثل إصلاح كسر العظام)، حيث تعرضت العضلات بالكامل وتمكن الجراح من تصور بنية العضلات وتشريح العينات الكبيرة نسبياً وغير التالفة هيكلياً (15 مم × 5 مم × 5 مم). ويفضل هذا الأسلوب "خزعة مفتوحة" عندما يخضع المشاركون لإجراء المخطط له سابقا، وبالتالي يحد من مجموعة من المشاركين المحتملين، وخاصة بالنسبة للبالغين الأصحاء، حيث لا تجري عمليات جراحية خلاف ذلك. وهكذا، يتم إجراء العديد من الخزعات لأغراض البحث كإجراء خارجي ويتم الاحتفاظ بموقع الشق الصغير قدر الإمكان للحد من خطر العدوى، والندوب، ووقت الشفاء. لذلك ، يتم جمع معظم الخزعات بشكل أعمى (أي ، المشغل غير قادر على رؤية إبرة التجميع أثناء مرورها من خلال اللفافة في العضلات). وهذا يعني أن نوعية الخزعة تعتمد بشكل كامل تقريبا على مهارة وخبرة المشغل. كل عضلة لها صعوباتها الخاصة عند جمع الأنسجة، مثل مخاطر انتهاك الأعصاب والأوعية الدموية، واختيار عمق المجموعة المثالي والموقع، واتخاذ قرار بشأن موقف الجسم المناسب للحفاظ على العضلات كما الركود ممكن. لسوء الحظ، لا يتم كتابة معظم skillsets العضلات محددة أسفل وهكذا يجب على كل طبيب "إعادة اختراع العجلة" عند إجراء الخزعات على العضلات الجديدة لهم. هذا النقص في الخبرة يؤدي عادة إلى عدة مجموعات ذات جودة منخفضة حتى يحدد الطبيب أفضل الممارسات للخزعات على تلك العضلات. غالبًا ما يتعلم الأطباء المبتدئون المهارة من خلال المحادثات مع زملائهم الأكثر خبرة ، ولكن هناك عدد قليل نسبيًا من النصوص المفيدة والمراجعة من الأقران حول هذه المسألة ، خاصة بالنسبة للعضلات التي لا تستخدم تقليديًا لجمع الخزعة. وإذا نظرنا إلى المعلومات المذكورة أعلاه، إلى جانب صعوبة توظيف متطوعين بشريين من أجل الخزعات، فمن الواضح أن هناك حاجة إلى مزيد من المعلومات التعليمية التي تزيد من فرص النجاح لكل مشارك.

وهكذا، كان الغرض من هذه الورقة لتقديم تقنية خزعة العضلات التي توفر بروتوكولات لجمع ناجحة من خزعات العضلات مع طويلة، شظايا الألياف التالفة للاختبارات الميكانيكية. وعادة ما يتم إجراء خزعات العضلات البشرية على, والجزء الأكبر من مواد التدريب خزعة على, وsulus vastus lateralis. حجمها العضلي الكبير نسبيا وموقع سطحي بالنسبة للبشرة يسمح لجمع الأنسجة العضلية الكافية، مع تقليل عدم الراحة المريض والصدمات الجسدية1،21. ومع ذلك ، هناك بعض القيود على استخدام lateralis vastus لدراسات التدريب الطولي. على سبيل المثال، خلال البروتوكولات التجريبية التي تتضمن برنامجًا تدريبيًا، يجب على المشاركين الامتناع عن التدريب الإضافي خارج الدراسة لفترة تمتد في كثير من الأحيان من شهرين إلى ستة أشهر. للرياضيين، وهذا غالبا ما يكون غير ممكن، كما يتم تدريب عادة في لالييس vastus خلال التمارين النموذجية (على سبيل المثال، القرفصاء، يقفز)، أو يستخدم عموما لهذه الرياضة (على سبيل المثال، الجري، وركوب الدراجات). يمكن أن تسبب هذه التجارب التدريبية المنفصلة بعيدًا عن هدف الدراسة تعديلات عضلية تغير ميكانيكا العضلات والهندسة المعمارية وعلم وظائف الأعضاء بطريقة يصعب أو يستحيل معها معرفة التأثير الحقيقي للبروتوكول التجريبي للدراسة على خصائص العضلات. لهذه الأنواع من الدراسات، سيكون من المثالي لتحديد العضلات المستهدفة التي غالبا ما تكون ليست محور أفواج التدريب. وmusculus tibialis الأمامي (TA) هو العضلات الهدف المثالي الذي يلبي المتطلبات المذكورة أعلاه. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن توجيه التدخلات التدريبية نحو المساعدة الفنية باستخدام نُهج يمكن التحكم فيها، مثل استخدام مقياس دينامومتر. هناك تقريبا أي مواد تدريبية تتعلق خزعة العضلات TA. لذلك، قمنا بتطوير بروتوكول معدل لجمع خزعات العضلات غير التالفة نسبيا من TA.

Protocol

ملاحظة: فيما يلي، نحدد بروتوكولًا لحصاد الألياف غير التالفة ميكانيكيًا من TA من المتطوعين الذين تم تسجيلهم في دراسة مستمرة منفصلة. هذا البروتوكول مشابه لذلك الذي وصفه Shanely وآخرون3، الذين وصفوا تقنية Bergström المعدلة في vastus lateralis. تم صقل المعلومات المقدمة هنا من قبل مجموعتنا البحثية ولكن قد لا تكون مثالية لجميع مجموعات المختبرات أو الاجهزة التنظيمية. نحن نعطي فقط المبادئ التوجيهية، ويقترح بقوة أن المختبرات الجديدة لجمع خزعة استشارة مجموعات المختبرات ذوي الخبرة قبل محاولة أي تجارب الإنسان.

وقد وافقت لجنة الأخلاقيات في كلية العلوم الرياضية في جامعة الرور بوخوم على جميع الدراسات التي أجريت في هذه الورقة. وقد أعطى المشاركون موافقة خطية مستنيرة مجانية قبل المشاركة في الدراسة.

1- الإعداد التجريبي

  1. تقييم معايير الاستبعاد مع أخذ التاريخ الطبي المفصل للمشارك أثناء استشارة المشاركين (انظر أدناه).
    1. استبعاد المشاركين إذا عانوا من إصابة في العضلات المستهدفة خلال الأسابيع ال 6 التي تسبق الخزعة. تأكد من أن المشاركين يتمتعون بصحة جيدة بشكل عام، ولا يدركون أي اضطرابات في العضلات أو التخثر، ولا يتناولوا حالياً الأدوية التي تسبب ترقق الدم (مثل الأسبرين).
      ملاحظة: هنا، اخترنا المشاركين الذين كانوا نشطين بشكل معتدل وأصدرنا لهم تعليمات بالامتناع عن تمارين الساق المكثفة أو غير المُعَدَّة قبل 3 أيام على الأقل من إجراء الخزعة. ومع ذلك، بالنسبة لمسائل البحث الأخرى، قد تتغير هذه المعايير.
  2. الالتزام بالتعقيم والتقنيات المطهرة، كما ينظمها القانون الألماني والممارسة الشائعة ويشرف عليها طبيب الفريق22،23. يمكن إجراء هذا الإجراء في كثير من الأحيان كإجراء "السرير" أو في جناح جراحية للمرضى الخارجيين. استشر الهيئة التنظيمية المحلية للحصول على التوجيه.
  3. تشكيل فريق الخزعة. نقترح أن فريق الخزعة يضم 4 أشخاص. طبيب (أو فرد مدرب على جمع خزعة)، مساعد طبي واحد يعمل مع الطبيب، مساعد واحد يراقب ويتفاعل مع المشارك، ومساعد واحد الذي يعالج خزعة العضلات مباشرة بعد الاستخراج. مع هذه الأرقام، يمكن إعطاء الرعاية السريعة للمرضى إذا حدث طارئ طبي أثناء الإجراء. إذا كان مرتاحا مع الإجراء، ثم يمكن أن يتكون الفريق من شخصين فقط: الطبيب والمساعد الطبي، الذين سوف تأخذ معا على رعاية المريض وتجهيز الأنسجة في وقت واحد.
  4. واعرض على المشارك مقابلة مع رئيس/طبيب المشروع لمراجعة ومناقشة وتوقيع نموذج موافقة المستخدم. خذ تاريخًا طبيًا مفصلًا (الحساسية أو الإصابات أو العمليات الجراحية في الطرف السفلي وTA) واستبعاد المشارك إذا كان يفي بأي من معايير الاستبعاد. مناقشة شاملة الانتعاش والشق النظافة.
    1. شرح للمشارك أنها سوف تكون قرحة ولكن قادرة على المشي حولها مباشرة بعد العملية; المشي على المنحدرات أو السلالم غير مريح في كثير من الأحيان لأول 48 ساعة ، مع النشاط الكامل عادة ما يعود بعد 72 ساعة. وأخيرا، اشرح أنه للحد من العدوى والسحجات الميكانيكية، يجب أن يبقى موقع الشق مضمد لمدة أسبوع على الأقل وأبقى نظيفة.

2. تصور Tibialis الأمامية مع ب وضع الموجات فوق الصوتية

  1. إرشاد المشارك إلى الاستلقاء في وضعية مريحة ولاسترخاء عضلات الساق قدر الإمكان. استخدام جهاز مخصص (انظر أدناه) أو أن يكون مساعد عقد الكاحل في موقف dorsiflexed قليلا لتقليد ذلك الذي سيتم القيام به أثناء الخزعة.
    ملاحظة: من المهم أن يكون المشارك قد TA استرخاء بحيث أنه يكرر خصائص العضلات أثناء الإجراء. خلال الامتحان، اطلب من المشارك التعاقد والاسترخاء في العضلات بحيث يمكن ملاحظة التغيرات في بنية العضلات.
  2. استخدام مسبار الموجات فوق الصوتية لتصور المقصورات السطحية والعميقة من TA، لمسح بنية العضلات وتقرر على عمق إدخال وإبر زاوية الهجوم(الشكل 2A-B). تشير إلى المعالم على الجلد.
    1. إيلاء اهتمام خاص لاختيار منطقة الهدف الذي يتجنب الأوردة الرئيسية, الشرايين, أو الأعصاب.
    2. تقييم المقطع المقطع عرضية من العضلات، بهدف تحديد aponeurosis المركزية داخل البطن العضلات TA (حوالي 1/3 من الساق، وشطة للركبة، و 2 سم من قمة التيبالي) (الشكل 2B). سجل موقع وعمق من aponeurosis المركزية (عادة 1.5-3 سم) بحيث يمكن اتخاذ الحذر لعدم قيادة جمع (Bergström) إبرة الماضي هذه النقطة.
    3. ضع مسبار الموجات فوق الصوتية في الاتجاه القريب - القاصي على الموقع المستهدف وتصور بينة الكروسكل وسمك العضلات (الشكل 2A). استخدم هذه المعلومات للمساعدة في القيادة بنجاح (بشكل أعمى) إبرة التجميع في بطن العضلات. حفظ صور للموقع المستهدف في كلا ال planes للرجوع إليها في المستقبل أثناء العملية الجراحية.
  3. مع هذه المعلومات، إنشاء خطة لحركة إبرة نحو المنطقة المستهدفة.
    1. خطة لجعل شق 1-3 سم من منطقة خزعة الهدف. بعد تمرير الإبرة في العضلات ، قم بتدوير الإبرة إلى زاوية تبلغ 45٪ تقريبًا إلى الجلد على طول المحور الطويل للأطراف ، ثم دفعتها بشكل وكيل نحو منطقة الخزعة. هذه الاستراتيجية يحد من فرصة قيادة الإبرة في aponeurosis المركزية، إذا تم دفع الإبرة من الصعب جدا. وعلاوة على ذلك، يمكن أن يكون الدافع الإبرة distally أو proximally، اعتمادا على اليد من المشغل إبرة.

3. إجراء الخزعة

  1. إرشاد المشارك لوضع سوبين على طاولة العمليات والاسترخاء عضلات الساق. تأكد من أن خط البصر الخاص بالمشارك في موقع الخزعة مسدود بواسطة ستارة.
    1. إزالة التوتر السلبي من البطن العضلي عن طريق وضع الطرف المشارك في جهاز أن إصلاح الكاحل في موقف dorsiflexed قليلا (0-5 ° من محايدة; الشكل 3). اسأل المريض إذا كان لا يزال بإمكانه الاسترخاء في عضلاته ، حيث أن الكثير من dorsiflexion قد يجعل من الصعب الاسترخاء.
      ملاحظة: لقد وجدنا أن جمع الخزعات من قدم dorsiflexed، لا يزيد عن 5 درجة محايدة (أي، وحيد عمودي القدم على الساق) تنتج خزعات أكثر اتساقا وأكبر من زوايا الكاحل أكثر مرونة من اللوح. الجهاز الذي يحافظ على الكاحل dorsiflexed هو جهاز مخصص الصنع. ومع ذلك، يمكن أن يكون ملفقة أي عدد من الأجهزة (رخيصة) التي لا تزال تنتج النتيجة المرجوة.
  2. حلاقة وتنظيف وتطهير منطقة الشق المحدد، وفقا للممارسات القياسية24.
    ملاحظة: مساحة المشارك "النظيفة" حوالي 20 سم قريبة- فصيف و 10 سم من موقع الشق المقترح. ومع ذلك، يرجى الرجوع دائماً إلى اللوائح الوطنية للمؤسسة و/أو (إن وجدت) بشأن هذا الموضوع. بروتوكول التطهير يشمل تنظيف الجلد وتنظيف ثم تطهير أربع مرات مع الاستخدام الليبرالي لرذاذ التطهير من الدرجة الطبية. إذا غادر المشارك الجدول لأي سبب من الأسباب، يجب إعادة تشغيل بروتوكول التطهير.
  3. إدارة حقن فوق الفاتسائي من 1.5 سم مكعب من 2٪ Xylocitin مع الادرينالين في موقع خزعة, الذي يعمل كمخدر الموضعية والأوعية الدموية. انتظر الوقت المخصص تؤثر على ~ 20-30 دقيقة.
    ملاحظة: هذه الأدوية هي سماني، وبالتالي يجب أبدا أن يتم حقنها في العضلات، إلا الأنسجة تحت الجلد. كرد فعل على أوعية الأوعية، قد تتحول منطقة موقع الحقن إلى اللون الأبيض (على لون البشرة الأخف) أو الرمادي (لون البشرة الداكنة).
  4. تأكيد تأثير المخدرات مع ملاعب الجلد وكزات لطيف مع مشرط معقمة.
  5. في موقع الخزعة الذي تم تمييزه سابقًا ، قم بعمل شق قريب 1 سم مع مشرط معقمة تخترق الجلد والفصالة ، مما يعرض بطن العضلات. الحرص على قطع اللفافة تماما لأن الإبرة هي حادة، وسوف لا تمر من خلال اللفافة.
  6. دفع إبرة خزعة 0.5-1.0 سم في العضلات مع اتجاه عمودي على الجلد (الشكل 2C, 2E).
    ملاحظة: سوف يشعر المشغل تغير في التوتر اللازم لدفع الإبرة من خلال أنواع الأنسجة المختلفة. الأنسجة الدهنية سهلة، اللفافة هي الأصعب، والعضلات بين (ولكن يمكن أن تكون متغيرة، استنادا إلى المشارك).
  7. توجيه الإبرة إلى موضع ~ 45 درجة زاوية إلى الجلد، على طول محور طويل من الساق(الشكل 2D، 2F). دفع الإبرة آخر 1-2 سم في العضلات حتى تلميح إبرة في الموقع المستهدف داخل العضلات.
    ملاحظة: يجب على الطبيب الاستفادة من الصور المحفوظة بالموجات فوق الصوتية لحساب الاختلاف الفردية لأبعاد العضلات. لأن شق هو فقط كبيرة بما يكفي لإدخال إبرة، يدفع الطبيب الإبرة بشكل أعمى من خلال الجلد. هناك "شعور" أن عامل الخزعة مكاسب مع الخبرة. يجب على المبتدئ تعلم المهارة من عامل خزعة مدرب (المزيد عن هذا في المناقشة).
  8. إرفاق حقنة 100 مل و خرطوم لإبرة الخزعة (الشكل 1G). تطبيق شفط لإبرة Bergström عن طريق سحب المكبس من حقنة بنحو 15-20 مل لإنتاج ضغط سلبي في الإبرة وامتصاص الأنسجة العضلية في نافذة إبرة. ثم، مكوس العضلات عن طريق دفع سريع (es) من trocar على نافذة إبرة.
    ملاحظة: قبل وأثناء الشفط، من المفيد أحيانًا وضع ضغط خفيف على الجلد فوق نافذة الإبرة مباشرة للمساعدة في دفع العضلات إلى الإبرة.
  9. قم بإزالة الإبرة من الساق برفق، وتناوب ببطء. يجب أن يكون هناك فقط مقاومة الضوء أثناء استخراج الإبرة. إذا كان هناك المزيد من المقاومة، وهذا قد يشير إلى قطع خزعة جزئية. يحدث هذا، والعودة إلى الحاجة إلى الموقع المستهدف، وإعادة جمع الأنسجة.
  10. دفع الأنسجة المُخَلَّّة نحو نافذة الإبرة باستخدام الرّرود الداخلي.
  11. إزالة العينة بعناية من الإبرة.
    ملاحظة: غمر الإبرة في محلول الجمع (انظر قسم إعداد الألياف) غالباً ما يزيح الخزعة من الإبرة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام الحقنة لدفع الهواء من خلال الإبرة ودفع عينة. هذه التقنيات إزالة الحاجة إلى لمس خزعة جسديا مع ملاقط ويقلل من احتمال الضرر. إذا كانت الأدوات أو اليدين (قفاز أم لا) أو حلول غير معقمة تأتي في اتصال مع الإبرة، لا يمكن استخدام الإبرة زيادة خلال الإجراء. وهكذا ، إذا كان هناك حاجة إلى خزعة فورية ثانية ، فيجب استخدام إبرة معقمة جديدة. يحدث هذا في كثير من الأحيان ، لذلك هو أفضل ممارسة للحفاظ على العديد من الإبر العقيمة في الاحتياطي.
  12. تحديد الأنسجة كعضلات وليس الأنسجة الدهنية أو الضام. يتم التعرف بسهولة على أنسجة العضلات من الأنسجة الأخرى بسبب لونها الأحمر العميق (الشكل 4A). في بعض الأحيان، والأنسجة التي تم جمعها ليست العضلات، ولكن الدهون أو النسيج الضام.
    1. إذا تم جمع كمية كافية من الأنسجة العضلية، تابع البروتوكول. إذا لم يكن هناك ما يكفي من العضلات، حاول خزعة مرة أخرى.
    2. إذا كانت هناك حاجة إلى خزعة ثانية، فراقب المشارك بعناية، حيث أن عملية دفع إبرة ثانية تجعل المشارك غير مرتاح أكثر من الأول.
  13. غسل عينات العضلات فورا في حل جمع والاستعداد لتجارب الألياف واحدة (انظر معالجة خزعة العضلات والتخزين).
    1. يكون مساعد من ذوي الخبرة التحقق من نوعية العينة (انظر أدناه) وتقييم الحاجة إلى إجراء خزعة ثانية. مساعد منفصل يأخذ الخزعة للمعالجة، في حين أن بقية الفريق يستمر مع المشارك.
  14. أغلق موقع الشق.
    1. إغلاق الجرح الشق مع الشريط Leukostrip العقيمة. استخدم قطعة واحدة أو أكثر للانضمام إلى حواف موقع الشق عن طريق وضعها عموديًا على المحور الطويل للشق ، ثم وضع شرائح أخرى في نمط نجمي للحماية من التحميل متعدد الاتجاهات.
      ملاحظة: سوف معالجة مناسبة من هذه الخطوة تقليل تندب. يمكن أن يتم خياطة الجرح ولكن ليس من الضروري. وتشمل الخيارات الأخرى الغراء الجرح.
    2. وضع معقمة الجروح خلع الملابس (على سبيل المثال، Leucomed T زائد) على موقع شق للحماية من العدوى.
    3. لف الساق بضمادات مرنة متماسكة (مثل Unihaft) للحد من النزيف الأولي والحماية من التأثير الميكانيكي الخارجي.
    4. لف الساق بضمادات ضغط أكريلاسميك لمنع النزيف وحماية الضمادات الأعمق من أن تصبح فضفاضة أو مدمرة.

4. الرعاية بعد الخزعة

  1. اطلب من المشارك أن يتجول مباشرة بعد العملية. سيكون هناك وجع موضعي. إرشاد المشارك إلى المشي بشكل طبيعي قدر الإمكان.
  2. إرشاد المشارك إلى عدم إزالة الضمادات أو السماح للماء بتنقع الضمادات. يجب أن تبقى على على ما لا يقل عن: يوم واحد لضمادة الاكريبلاستيك، ثلاثة أيام لضمادة مرنة متماسكة، وسبعة أيام لخلع الملابس الجرح. إبلاغ المشارك أنه يمكن إعادة ربطها إذا لزم الأمر.
    1. تخصيص الرعاية بعد خزعة المشارك لاحتياجات الفرد. أن يكون لديك مساعد مدرب أو طبيب تقييم المشارك ووضع خطة الرعاية المناسبة بعد الخزعة. لهذا الإجراء، نقترح أن يتم فصل أي في اختبار عصبي عضلي في الجسم الحي من TA لمدة أسبوع على الأقل من الخزعة.

5. خزعة العضلات التعامل مع وتخزين

  1. بعد استخراج الأنسجة، ضع الأنسجة على الفور في قارورة 5 مل تحتوي على محلول جمع الصرامة (في mM: Tris (50)، KCl (2)، NaCl (100)، MgCl2 (2)، EGTA (1)، قرص مثبطات البروتياز (1)، pH 7.0) ويهز بخفة لمدة 4-6 دقائق لغسل الدم.
  2. تبادل الحل Rigor لصرامة جديدة، يهز طفيفة لمدة 4-6 دقيقة، ومن ثم تخزين في 4 درجة مئوية لمدة 4-6 ح للسماح لتبادل محلول تخزين مثبطات البروتياز والدم.
  3. استبدال الحل ريجور للصرامة بين عشية وضحاها (في mM: تريس (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl2 (2), EGTA (1), حبوب مثبطات البرونتياز (1), 50:50 الجلسرين, درجة ال H 7.0), وتخزينها في 4 درجة مئوية لمدة 12-18 ساعة.
  4. تبادل الصرامة بين عشية وضحاها ل 50:50 صرامة جمع: الجلسرين وتخزينها في -20 درجة مئوية لمدة تصل إلى 3 أشهر، أو سنة واحدة في -80 درجة مئوية الفريزر.
    ملاحظة: هذه العملية permeabilizes الغشاء الألياف التي تسمح لإضافة يدوية من الكالسيوم داخل وخارج الخلية. تستغرق هذه العملية وقتًا وقد تختلف بين العضلات والأنواع المختلفة.

النتائج

وكان الالتزام كامل الوقت للمشارك حوالي ساعة واحدة (10 دقيقة التشاور، 10 دقيقة الموجات فوق الصوتية، 20 دقيقة إعداد عملية جراحية وإدارة التخدير، 10 دقيقة الجراحة، و 10 دقيقة الانتعاش). في كثير من الأحيان ، قام المشاركون بتنشيط TA دون وعي ويحتاجون إلى تذكيرات متسقة للحفاظ على العضلات مريحة قدر الإ?...

Discussion

في هذا التقرير، وصفنا تقنية لخزعة الأنسجة العضلية غير التالفة هيكليا من TA. وجدنا أن هذا الإجراء ينتج محتوى مقبول من ألياف العضلات القابلة للاستخدام (5-10 الألياف حزمة الاستعدادات لكل 50 ملغ من الأنسجة التي تم جمعها) للاختبار الميكانيكية. علاوة على ذلك، كان لدينا ما يكفي من الأنسجة لمتابعة ال?...

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر ميكايلا راو، وليا فيديا ريسمان، ومايكل مارش، وجانينا- صوفي تينلر، وكيليان كيميكامب، وفولفغانغ لينكه على مساعدتهم في المشروع. تم تمويل هذا المشروع من قبل مؤسسة ميركور (ID: An-2016-0050) إلى DH.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
26 guage subcutaneous needle with 2 ml glass syringeB. Braun Melsungen AG
Carl-Braun-Straße 1
34212 Melsungen, Hessen
Germany
 
4606027VDrug administration
5mm Berstöm needlehomemadeN/ATissue collection. Similar to other Berstöm needles
AcrylasticBSN medical GmbH
22771 Hamburg
269700elastic compression bandage
Complete protease inhibitor cocktailRoche Diagnostics, Mannheim, Germany11836145001Protease inhibitor tabeletes added to all solutions that hold muscle tissue.
CutaseptPAUL HARTMANN AG
Paul-Hartmann-Straße 12
89522 Heidenheim
Germany
9805630Disenfectant spray for the skin
Leucomed T plusBSN medical GmbH
22771 Hamburg
7238201Transparent wound dressing with wound pad to seal the wound and protect against infection
LeukostripSmith and Nephew medical Limitied 101 Hessle road,
Hull
Great Britain
66002876wound closure
Surgical disposable scalpelsAesculap AG
Am Aesculap-Platz
78532 Tuttlingen
Germany
BA200 seriesIncision
Unihaft cohesive elastic bandageBSN medical GmbH
22771 Hamburg
4589600cohesive elastic bandage that protects against mechanical impact
Xylocitin 2% with EpinephrinMilbe GmbH
Münchner Straße 15
06796 Brehna
Germany
N/AControlled substance anesthesia, vasoconstriction

References

  1. Franchi, M., et al. Architectural, functional and molecular responses to concentric and eccentric loading in human skeletal muscle. Acta Physiologica. 210 (3), 642-654 (2014).
  2. Duchene, G. B. A. De la paralysie musculaire pseudo-hypertrophique, ou paralysie myo-sclérosique / par le Dr Duchenne (de Boulogne). Archives of General Internal Medicine. 11 (30), (1868).
  3. Shanely, R. A., et al. Human skeletal muscle biopsy procedures using the modified Bergström technique. Journal of Visualized Experiments. (91), e51812 (2014).
  4. Evans, W. J., Phinney, S. D., Young, V. R. Suction applied to a muscle biopsy maximizes sample size. Medicine and Science in Sports and Exercise. 14 (1), 101-102 (1982).
  5. Bergstrom, J. Percutaneous needle biopsy of skeletal muscle in physiological and clinical research. Scandinavian Journal of Clinical and Laboratory Investigation. 35 (7), 609-616 (1975).
  6. Baczynska, A. M., et al. Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome. Journal of Visualized Experiments. (109), e53075 (2016).
  7. Pesta, D., Gnaiger, E. High-resolution respirometry: OXPHOS protocols for human cells and permeabilized fibers from small biopsies of human muscle. Methods in Molecular Biology. 810, 25-58 (2012).
  8. Buck, E., et al. High-resolution respirometry of fine-needle muscle biopsies in pre-manifest Huntington's disease expansion mutation carriers shows normal mitochondrial respiratory function. Plos One. 12 (4), 01175248 (2017).
  9. Murgia, M., et al. Single Muscle Fiber Proteomics Reveals Fiber-Type-Specific Features of Human Muscle Aging. Cell Reports. 19 (11), 2396-2409 (2017).
  10. Friedmann-Bette, B., et al. Effects of strength training with eccentric overload on muscle adaptation in male athletes. European Journal of Applied Physiology. 108 (4), 821-836 (2010).
  11. McPhee, J. S., et al. The contributions of fibre atrophy, fibre loss, in situ specific force and voluntary activation to weakness in sarcopenia. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 73 (10), 1287-1294 (2018).
  12. Nocella, M., Cecchi, G., Bagni, M. A., Colombini, B. Force enhancement after stretch in mammalian muscle fiber: no evidence of cross-bridge involvement. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 307 (12), 1123-1129 (2014).
  13. Patel, J. R., McDonald, K. S., Wolff, M. R., Moss, R. L. Ca2+ binding to troponin C in skinned skeletal muscle fibers assessed with caged Ca2+ and a Ca2+ fluorophore. Invariance of Ca2+ binding as a function of sarcomere length. The Journal of Biological Chemistry. 272 (9), 6018-6027 (1997).
  14. Hessel, A. L., Joumaa, V., Eck, S., Herzog, W., Nishikawa, K. C. Optimal length, calcium sensitivity and twitch characteristics of skeletal muscles from mdm mice with a deletion in N2A titin. The Journal of Experimental Biology. 222, (2019).
  15. Joumaa, V., Herzog, W. Calcium sensitivity of residual force enhancement in rabbit skinned fibers. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 307 (4), 395-401 (2014).
  16. Joumaa, V., Rassier, D. E., Leonard, T. R., Herzog, W. The origin of passive force enhancement in skeletal muscle. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 294 (1), 74-78 (2008).
  17. Hilber, K., Galler, S. Mechanical properties and myosin heavy chain isoform composition of skinned skeletal muscle fibres from a human biopsy sample. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 434 (5), 551-558 (1997).
  18. Miller, M. S., et al. Chronic heart failure decreases cross-bridge kinetics in single skeletal muscle fibres from humans. The Journal of Physiology. 588, 4039-4053 (2010).
  19. Pinnell, R. A. M., et al. Residual force enhancement and force depression in human single muscle fibres. Journal of Biomechanics. 91, 164-169 (2019).
  20. Einarsson, F., Runesson, E., Fridén, J. Passive mechanical features of single fibers from human muscle biopsies--effects of storage. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 3, 22 (2008).
  21. Flann, K. L., LaStayo, P. C., McClain, D. A., Hazel, M., Lindstedt, S. L. Muscle damage and muscle remodeling: no pain, no gain. The Journal of Experimental Biology. 214, 674-679 (2011).
  22. Commission for Hospital Hygiene and Infection Prevention (KRINKO), Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM). Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten [Hygiene requirements for the reprocessing of medical devices]. Bundesgesundheitsblatt, Gesundheitsforschung, Gesundheitsschutz. 55 (10), 1244-1310 (2012).
  23. Koch-Institut, R. Ergänzung zur Empfehlung Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. RKI-Bib1. , (2018).
  24. Rutala, W. A., Weber, D. J. Disinfection and sterilization in healthcare facilities. Practical Healthcare Epidemiology. , 58-81 (2018).
  25. Rassier, D. E., MacIntosh, B. R. Sarcomere length-dependence of activity-dependent twitch potentiation in mouse skeletal muscle. BMC Physiology. 2, 19 (2002).
  26. Mounier, Y., Holy, X., Stevens, L. Compared properties of the contractile system of skinned slow and fast rat muscle fibres. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 415 (2), 136-141 (1989).
  27. Henriksson, K. G. Semi-open muscle biopsy technique. A simple outpatient procedure. Acta Neurologica Scandinavica. 59 (6), 317-323 (1979).
  28. Dietrichson, P., et al. Conchotome and needle percutaneous biopsy of skeletal muscle. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 50 (11), 1461-1467 (1987).
  29. Iachettini, S., et al. Tibialis anterior muscle needle biopsy and sensitive biomolecular methods: a useful tool in myotonic dystrophy type 1. European Journal of Histochemistry. 59 (4), 2562 (2015).
  30. Cotter, J. A., et al. Suction-modified needle biopsy technique for the human soleus muscle. Aviation, Space, and Environmental Medicine. 84 (10), 1066-1073 (2013).
  31. Edwards, R. H., Round, J. M., Jones, D. A. Needle biopsy of skeletal muscle: a review of 10 years experience. Muscle & Nerve. 6 (9), 676-683 (1983).
  32. Gibreel, W. O., et al. Safety and yield of muscle biopsy in pediatric patients in the modern era. Journal of Pediatric Surgery. 49 (9), 1429-1432 (2014).
  33. Cuisset, J. M., et al. Muscle biopsy in children: Usefulness in 2012. Revue Neurologique. 169 (8-9), 632-639 (2013).
  34. Nilipor, Y., et al. Evaluation of one hundred pediatric muscle biopsies during a 2-year period in mofid children and toos hospitals. Iranian Journal of Child Neurology. 7 (2), 17-21 (2013).
  35. Schiaffino, S., Reggiani, C. Fiber types in mammalian skeletal muscles. Physiological Reviews. 91 (4), 1447-1531 (2011).
  36. Wang, K., Wright, J. Architecture of the sarcomere matrix of skeletal muscle: immunoelectron microscopic evidence that suggests a set of parallel inextensible nebulin filaments anchored at the Z line. The Journal of Cell Biology. 107 (6), 2199-2212 (1988).
  37. Ma, W., Gong, H., Irving, T. Myosin head configurations in resting and contracting murine skeletal muscle. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), (2018).
  38. Ma, W., Gong, H., Kiss, B., Lee, E. J., Granzier, H., Irving, T. Thick-Filament Extensibility in Intact Skeletal Muscle. Biophysical Journal. 115 (8), 1580-1588 (2018).
  39. Bonafiglia, J. T., et al. A comparison of pain responses, hemodynamic reactivity and fibre type composition between Bergström and microbiopsy skeletal muscle biopsies. Current Research in Physiology. 3, 1-10 (2020).
  40. Wickiewicz, T. L., Roy, R. R., Powell, P. L., Edgerton, V. R. Muscle architecture of the human lower limb. Clinical Orthopaedics and Related Research. (179), 275-283 (1983).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

163 Bergstr m

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved