Collection de biopsies musculaires squelettiques du compartiment supérieur du musculus humain tibialis antérieur pour l’évaluation mécanique

Résumé

Ce rapport technique décrit une variation de la technique modifiée de Bergström pour la biopsie du tibialis de musculus antérieur qui limite les dommages de fibre.

Résumé

Les propriétés mécaniques des fibres squelettiques contractantes sont des indicateurs cruciaux de la santé globale des muscles, de la fonction et de la performance. Les biopsies de muscle squelettique humain sont souvent recueillies pour ces efforts. Cependant, relativement peu de descriptions techniques des procédures de biopsie, en dehors du musculus vastus lateralis couramment utilisé, sont disponibles. Bien que les techniques de biopsie soient souvent ajustées pour tenir compte des caractéristiques de chaque muscle à l’étude, peu de rapports techniques partagent ces changements dans la grande communauté. Ainsi, le tissu musculaire des participants humains est souvent gaspillé que l’opérateur réinvente la roue. L’expansion du matériel disponible sur les biopsies à partir d’une variété de muscles peut réduire l’incident des biopsies échouées. Ce rapport technique décrit une variation de la technique bergström modifiée sur le tibialis musculus antérieur qui limite les dommages de fibre et fournit des longueurs de fibre adéquates pour l’évaluation mécanique. La chirurgie est une procédure ambulatoire qui peut être complétée en une heure. La période de récupération de cette procédure est immédiate pour l’activité légère (c.-à-d. la marche), jusqu’à trois jours pour la reprise de l’activité physique normale, et environ une semaine pour les soins des plaies. Le tissu extrait peut être utilisé pour des expériences de force mécanique et nous présentons ici des données d’activation représentatives. Ce protocole est approprié pour la plupart des fins de collecte, potentiellement adaptable à d’autres muscles squelettiques, et peut être amélioré par des modifications à l’aiguille de collecte.

Introduction

L’étude de la physiologie musculaire humaine à des fins cliniques ou de recherche nécessite souvent des biopsies musculaires. Par exemple, un défi majeur dans la physiologie musculaire humaine et la biomécanique est de distinguer et de comprendre les différentes adaptations de la performance musculaire à l’exercice. Les adaptations de performance ne comprennent pas seulement les adaptations structurelles (p. ex., changements dans les protéines contractiles, architecture musculaire), mais comprennent également les adaptations neuronales¹, qui sont très difficiles, voire impossibles, à évaluer séparément lors de l’essai intact des muscles humains in situ. Les expériences de niveau fibre enlèvent ces composants d’ordre supérieur et permettent une évaluation plus directe de la contraction musculaire et peuvent être recueillies par des techniques de biopsie. Des biopsies musculaires ont été recueillies depuis au moins 1868². Aujourd’hui, la technique prédominante pour recueillir les biopsies musculaires est la technique modifiée Bergström^3,4,5, bien que d’autres techniques sont disponibles, y compris l’utilisation d’un conchotome Weil-Blakesley⁶ ou le soi-disant fine-aiguille^7,8. Toutes ces techniques utilisent des instruments spéciaux ressemblant à des aiguilles qui sont conçus pour passer dans les muscles et couper un morceau de tissu. Plus précisément, la technique bergström modifiée utilise une grande aiguille modifiée (taille d’aiguille de 5 mm ici; Figure 1) qui a une fenêtre près de la pointe de l’aiguille et un plus petit trocar interne qui se déplace de haut en bas de l’aiguille, en coupant le muscle lors du passage sur la fenêtre de l’aiguille. Dans ce trocar sacré est un ramrod qui se déplace de haut en bas de l’arbre de la trocar et pousse la biopsie vers la fenêtre de l’aiguille. Pour tirer le muscle dans la fenêtre de l’aiguille, un tuyau d’aspiration est attaché, ce qui aspire l’air de l’aiguille et tire le muscle dans la fenêtre de l’aiguille par pression négative.

Les biopsies musculaires sont souvent acquises pour étudier les changements dans la teneur en protéines, l’expression des gènes ou la morphologie causées par la maladie ou dans une réponse à un programme d’exercice^1,9,10,11. Une autre utilisation critique pour les biopsies musculaires est des expériences mécaniques telles que la mesure de la force contractile de fibre, la rigidité de fibre musculaire, et les propriétés musculaires dépendantes de l’histoire^{12,13,14,15,16}. La mécanique unique de faisceau de fibre ou de fibre sont mesurées en attachant des fibres entre un moteur de longueur et transducteur de force sur des plates-formes spécialisées qui contrôlent la longueur de fibre tout en mesurant simultanément la force. En perméabilisant (p. ex., dépeçage) des fibres, la membrane de sarcolemme devient perméable aux produits chimiques de la solution de bain, permettant un contrôle d’activation en variant la concentration de calcium. En outre, l’effet des propriétés contractiles sur les produits chimiques/ pharmaceutiques/autres protéines peut facilement être évalué en ajoutant le réactif en question à la solution de bain. Cependant, alors que cette technique est très utilisée dans d’autres modèles animaux, sensiblement moins d’études ont effectué des tests mécaniques sur les fibres écorchées de biopsies musculaires humaines^17,18,19. Une raison est que les outils de biopsie et les protocoles sont conçus pour enlever autant de tissu musculaire que possible avec moins de considération pour le niveau de dommages structurels subis lors de l’extraction des tissus. En effet, un protocole de biopsie récente suggère de conduire l’aiguille de biopsie dans le muscle et de recueillir 2-4 morceaux de muscle³. Le processus lui-même ne fait que peu de dommages à l’ADN ou à la matière protéique, mais détruit souvent les structures de fibres et de sarcomériques de telle sorte que l’activation des fibres musculaires devient instable ou impossible. En outre, la longueur relative des fibres dans la biopsie sont généralement courtes (<2 mm) et pas facilement manipulées pour des essais mécaniques. Pour les essais mécaniques, les fibres idéales sont longues (3-5 mm) et non structurellement endommagées.

Des techniques d’extraction de tissus plus avancées peuvent être utilisées pour limiter les dommages causés par les fibres. Par exemple, un groupe²⁰ a profité des « chirurgies ouvertes » préalablement planifiées des avant-bras (p. ex., réparation de fracture osseuse), où les muscles étaient complètement exposés et où un chirurgien était capable de visualiser la structure musculaire et de disséquer soigneusement des échantillons relativement gros et structurellement intacts de tissu musculaire (15 mm x 5 mm x 5 mm). Cette technique de « biopsie ouverte » est favorisée lorsque les participants subissent une procédure précédemment planifiée, et limite ainsi le bassin de participants potentiels, en particulier pour les adultes en bonne santé, où aucune chirurgie n’aurait autrement lieu. Ainsi, beaucoup de biopsies conduites à des fins de recherche sont faites comme une procédure ambulatoire et le site d’incision est maintenu aussi petit que possible pour limiter le risque d’infection, la cicatrisation, et le temps de guérison. Par conséquent, la plupart des biopsies sont recueillies aveuglément (c.-à-d. que l’opérateur est incapable de voir l’aiguille de collecte comme il passe à travers le fascia dans le muscle). Cela implique que la qualité de la biopsie est presque entièrement basée sur la compétence et l’expérience de l’opérateur. Chaque muscle a ses propres difficultés lors de la collecte des tissus, tels que les risques de violer les nerfs et les vaisseaux sanguins, la sélection d’une profondeur de collecte idéale et l’emplacement, et de décider d’une position du corps approprié pour garder le muscle aussi mou que possible. Malheureusement, la plupart des compétences spécifiques aux muscles ne sont pas écrits et donc chaque médecin doit « éinventer la rou » lors de l’exécution de biopsies sur les muscles nouveaux pour eux. Ce manque d’expérience conduit habituellement à plusieurs collections de faible qualité jusqu’à ce que le médecin identifie les meilleures pratiques pour les biopsies sur ce muscle. Les médecins débutants apprennent souvent la compétence par des conversations avec leurs collègues plus expérimentés, mais relativement peu de textes informatifs et évalués par les pairs existent sur la question, en particulier pour les muscles qui ne sont pas traditionnellement utilisés pour la collecte de biopsie. Si nous considérons l’information ci-dessus, ainsi que la difficulté de recruter des volontaires humains pour les biopsies, il est clair que plus d’information pédagogique est nécessaire qui maximise les chances de succès pour chaque participant.

Ainsi, le but de cet article était de présenter une technique de biopsie musculaire qui fournit des protocoles pour la collecte réussie de biopsies musculaires avec de longs fragments de fibres intactes pour des essais mécaniques. Les biopsies de muscle humain sont habituellement effectuées sur, et la majeure partie du matériel de formation de biopsie est sur, le musculus vaste lateralis. Sa taille musculaire relativement grande et son emplacement superficiel par rapport à la peau permettent la collecte de tissus musculaires adéquats, tout en minimisant l’inconfort du patient et les traumatismes physiques^1,21. Cependant, il y a certaines limites à l’utilisation du vastus lateralis pour les études de formation longitudinales. Par exemple, au cours de protocoles expérimentaux qui comprennent un programme de formation, les participants doivent s’abstenir de toute formation supplémentaire en dehors de l’étude pendant une période qui s’étend souvent sur 2 à 6 mois. Pour les athlètes, ce n’est souvent pas possible, car le vastes lateralis est habituellement formé lors d’exercices typiques (p. ex., squats, sauts), ou est généralement utilisé pour le sport (p. ex., course à pied, cyclisme). Ces expériences d’entraînement distinctes loin de l’objectif de l’étude peuvent provoquer des adaptations musculaires qui modifient la mécanique musculaire, l’architecture et la physiologie de telle sorte qu’il est difficile ou impossible de connaître l’effet réel du protocole expérimental de l’étude sur les propriétés musculaires. Pour ce genre d’études, il serait idéal de choisir un muscle cible qui n’est souvent pas au centre des régiments d’entraînement. Le tibialis musculus antérieur (TA) est un muscle cible idéal qui satisfait les exigences ci-dessus. En outre, les interventions de formation peuvent être ciblées vers le TA en utilisant des approches contrôlables, comme avec l’utilisation d’un dynamomètre. Il n’y a presque aucun matériel d’entraînement se rapportant à une biopsie musculaire de TA. Par conséquent, nous avons développé un protocole modifié pour recueillir des biopsies musculaires relativement intactes de l’AT.

Protocole

REMARQUE : Ci-dessous, nous décrivons un protocole pour récolter les fibres mécaniquement intactes du TA des volontaires qui ont été inscrits à une étude en cours distincte. Ce protocole est similaire à celui décrit par Shanely et coll.³, qui ont décrit la technique bergström modifiée dans le vaste lateralis. L’information présentée ici a été affinée par notre groupe de recherche, mais peut ne pas être idéale pour tous les groupes de laboratoire ou les configurations organisationnelles. Nous ne donnons que des lignes directrices, et suggère fortement que les laboratoires nouveaux à la collecte de biopsie consulter des groupes de laboratoire expérimentés avant de tenter des essais humains.

Toutes les études menées dans ce document ont été approuvées par le Comité d’éthique de la Faculté des sciences du sport de l’Université de la Ruhr à Bochum. Les participants ont donné gratuitement un consentement écrit éclairé avant de participer à l’étude.

1. Préparation expérimentale

1. Évaluer les critères d’exclusion tout en prenant les antécédents médicaux détaillés du participant au cours de la consultation des participants (voir ci-dessous).
   1. Exclure les participants s’ils ont subi une blessure au muscle cible pendant les 6 semaines précédant la biopsie. Assurez-vous que les participants sont généralement en bonne santé, qu’ils ne connaissent aucun trouble musculaire ou coagulation et qu’ils ne prennent pas actuellement de médicaments qui causent l’amincissement du sang (p. ex., l’aspirine).
      REMARQUE : Ici, nous avons sélectionné des participants modérément actifs et leur avons demandé de s’abstenir d’exercices intensifs ou inhabituels aux jambes au moins 3 jours avant la biopsie. Toutefois, pour d’autres questions de recherche, ces critères peuvent changer.
2. Adhérer à la stérilisation et les techniques aseptiques, telles que réglementées par la loi allemande et la pratique courante et supervisées par le médecin de l’équipe^22,23. Cette procédure peut souvent être effectuée comme une procédure de « uit » ou dans une suite chirurgicale ambulatoire. Consultez l’organisme de réglementation local pour obtenir des conseils.
3. Composez l’équipe de biopsie. Nous suggérons que l’équipe de biopsie comprend 4 personnes. Un médecin (ou une personne formée à la collecte de biopsie), un assistant médical travaillant avec le médecin, un assistant qui surveille et interagit avec le participant, et un assistant qui gère la biopsie musculaire immédiatement après l’extraction. Avec ces chiffres, des soins rapides peuvent être administrés aux patients en cas d’urgence médicale pendant l’intervention. S’il est à l’aise avec la procédure, alors l’équipe pourrait être composée de seulement deux personnes: le médecin et l’assistant médical, qui, ensemble, prendraient ensemble les soins aux patients et le traitement des tissus en même temps.
4. Demandez au participant de rencontrer le responsable du projet ou le médecin pour examiner, discuter et signer le formulaire de consentement de l’utilisateur. Prenez des antécédents médicaux détaillés (allergies, blessures ou chirurgies au membre inférieur et à l’AT) et excluez le participant s’ils répondent à l’un des critères d’exclusion. Discutez en profondeur de l’hygiène de récupération et d’incision.
   1. Expliquez au participant qu’il sera endolori mais capable de se promener immédiatement après l’intervention; descendre les pentes ou les escaliers est souvent inconfortable pendant les 48 premières heures, avec une activité complète généralement de retour après 72 heures. Enfin, expliquez que, pour limiter l’infection et les abrasions mécaniques, le site d’incision doit rester bandé pendant au moins 1 semaine et maintenu propre.

2. Visualisez le tibialis antérieur avec l’ultrason en mode B

1. Demandez au participant de s’allonger dans une position confortable de supination et de détendre leurs muscles de jambe autant que possible. Utilisez un appareil sur mesure (voir ci-dessous) ou demandez à l’assistant de tenir la cheville dans une position légèrement dorsiflexe pour imiter ce qui sera fait pendant la biopsie.
   REMARQUE : Il est important que le participant ait un TA détendu afin qu’il reproduise les caractéristiques musculaires pendant la procédure. Pendant l’examen, demandez au participant de contracter et de détendre le muscle afin que les changements dans l’architecture musculaire peuvent être notés.
2. Utilisez une sonde à ultrasons pour visualiser les compartiments superficiels et profonds du TA, pour étudier l’architecture musculaire et décider de la profondeur d’insertion et de l’angle d’attaque del’aiguille( Figure 2A-B). Indiquez des repères sur la peau.
   1. Accorder une attention particulière à la sélection d’une zone cible qui évite les veines principales, les artères ou les nerfs.
   2. Évaluer la section transversale du muscle, dans le but d’identifier l’aponeurose centrale dans le ventre musculaire ta (environ 1/3 de la jambe, distale au genou, et 2 cm latérale de la crête tibiale) (Figure 2B). Enregistrez l’emplacement et la profondeur de l’aponeurosis centrale (habituellement 1,5-3 cm) afin que l’on puisse prendre soin de ne pas conduire l’aiguille de collecte (Bergström) au-delà de ce point.
   3. Placez la sonde à ultrasons dans l’orientation proximale-distale par-dessus l’emplacement cible et visualisez la pennation fascicle et l’épaisseur musculaire (figure 2A). Utilisez ces informations pour aider à conduire avec succès (aveuglément) l’aiguille de collecte dans le ventre musculaire. Enregistrez des images du site cible dans les deux plans pour une référence future pendant la chirurgie.
3. Avec cette information, créer un plan pour le mouvement de l’aiguille vers la zone cible.
   1. Prévoyez de faire l’incision 1-3 cm distal de la zone de biopsie cible. Après que l’aiguille est passée dans le muscle, tournez l’aiguille à un angle d’environ 45% à la peau le long du long axe du membre, puis conduit proximalement vers la zone de biopsie. Cette stratégie limite les chances de conduire l’aiguille dans l’aponeurosis central, si l’aiguille est poussée trop fort. En outre, l’aiguille peut être conduite distally ou proximally, selon la main de l’opérateur de l’aiguille.

3. Procédure de biopsie

1. Demandez au participant de poser de la supination sur la table d’opération et de détendre ses muscles des jambes. Assurez-vous que la ligne de visée du participant jusqu’au site de la biopsie est bloquée par un rideau.
   1. Enlever la tension passive du ventre musculaire en plaçant le membre du participant dans un dispositif qui fixe la cheville dans une position légèrement dorsiflexed (0-5° de neutre; Figure 3). Demandez au patient s’il peut encore détendre son muscle, car trop de dorsiflexion peut potentiellement rendre difficile de se détendre.
      REMARQUE : Nous avons constaté que la collecte de biopsies à partir d’un pied dorsiflexed, pas plus de 5° de neutre (c.-à-d. la semelle du pied perpendiculaire à la tige) produit des biopsies plus cohérentes et plus grandes que des angles de cheville fléchis plus plantaire. L’appareil qui maintient la cheville dorsiflexed est un dispositif sur mesure. Cependant, n’importe quel nombre d’appareils (bon marché) peuvent être fabriqués qui produisent encore le résultat souhaité.
2. Raser, nettoyer et désinfecter la zone d’incision sélectionnée, selon les pratiques standard²⁴.
   REMARQUE : La zone « propre » du participant est d’environ 20 cm proximal-distal et 10 cm médial-latérale du site d’incision proposé. Toutefois, consultez toujours les règlements nationaux de l’institution (le cas échéant) à ce sujet. Le protocole de désinfection comprend le nettoyage de la peau, puis la désinfection quatre fois avec l’utilisation libérale de spray de désinfection de qualité médicale. Si le participant quitte la table pour une raison quelconque, le protocole de désinfection doit être redémarré.
3. Administrer une injection suprafasciale de 1,5 cc de 2% de Xylocitine avec l’épinéphrine au site de biopsie, qui fonctionne comme un anesthésique local et vasoconstricteur. Attendez le temps d’affect alloué de ~20-30 min.
   NOTE: Ces médicaments sont myotoxiques et ne doivent donc jamais être injectés dans le muscle, seulement le tissu sous-cutané. En réaction à la vasoconstriction, la zone du site d’injection peut devenir blanche (sur des tons de peau plus clairs) ou grise (tons de peau plus foncés).
4. Confirmez l’effet médicamenteux avec des hauteurs de peau et des pokes doux avec un scalpel stérile.
5. Au site de biopsie précédemment marqué, faire une incision proximale-distale de 1 cm avec un scalpel stérile qui coupe à travers la peau et le fascia, exposant le ventre de muscle. Prenez soin de couper le fascia entièrement parce que l’aiguille est émoussée et ne passera pas à travers le fascia.
6. Pousser l’aiguille de biopsie 0,5-1,0 cm dans le muscle avec une orientation perpendiculaire à la peau (Figure 2C, 2E).
   REMARQUE : L’opérateur sentira un changement dans la tension nécessaire pour conduire l’aiguille à travers les différents types de tissus. Le tissu adipeux est facile, le fascia est le plus dur, et le muscle est entre les deux (mais peut être variable, en fonction du participant).
7. Orienter l’aiguille vers une position d’angle d’angle d’environ 45° sur la peau, le long du long axe de la jambe (Figure 2D, 2F). Poussez l’aiguille encore 1-2 cm dans le muscle jusqu’à ce que la pointe de l’aiguille soit à l’endroit cible dans le muscle.
   REMARQUE : Le médecin doit utiliser les images d’ultrasons enregistrées pour tenir compte de la variation individuelle des dimensions musculaires. Parce que l’incision est seulement assez grande pour insérer l’aiguille, le médecin conduit l’aiguille aveuglément à travers la peau. Il y a un « sentiment » que l’opérateur de biopsie gagne avec l’expérience. Un novice doit apprendre la compétence d’un opérateur de biopsie formé (plus sur ce point dans la discussion).
8. Attachez la seringue et le tuyau de 100 mL à l’aiguille de biopsie (figure 1G). Appliquer l’aspiration à l’aiguille Bergström en tirant le piston de la seringue d’environ 15-20 mL pour produire une pression négative dans l’aiguille et sucer le tissu musculaire dans la fenêtre de l’aiguille. Ensuite, exciser le muscle par une poussée rapide (es) de la trocar sur la fenêtre de l’aiguille.
   REMARQUE : Avant et pendant l’aspiration, il est parfois utile de placer une pression légère sur la peau immédiatement au-dessus de la fenêtre de l’aiguille pour aider à pousser le muscle dans l’aiguille.
9. Retirez doucement l’aiguille de la jambe, en tournant lentement. Il ne devrait y avoir de résistance légère que lors de l’extraction de l’aiguille. S’il y a plus de résistance, cela peut indiquer une coupure partielle de biopsie. Il se produit, retourner le besoin à l’emplacement cible, et retentempte collection de tissus.
10. Poussez le tissu excisé vers la fenêtre de l’aiguille à l’aide du ramrod interne.
11. Retirez soigneusement l’échantillon de l’aiguille.
    REMARQUE : Le fait de plonger l’aiguille dans la solution de collecte (voir la section préparation des fibres) déloge souvent la biopsie de l’aiguille. En outre, la seringue peut être utilisée pour conduire l’air à travers l’aiguille et pousser l’échantillon. Ces techniques éliminent la nécessité de toucher physiquement la biopsie avec des pinces à épiler et réduisent les risques de dommages. Si des outils, des mains (gantées ou non) ou des solutions non stériles entrent en contact avec l’aiguille, l’aiguille ne peut pas être utilisée en cours de poursuite pendant la procédure. Ainsi, si une deuxième biopsie immédiate est nécessaire, alors une nouvelle aiguille stérile doit être utilisée. Cela se produit souvent, il est donc une meilleure pratique de maintenir plusieurs aiguilles stériles en réserve.
12. Identifiez le tissu comme un muscle et non comme un tissu adipeux ou conjonctif. Le tissu musculaire est facilement identifié à partir d’autres tissus en raison de sa couleur rouge foncé (Figure 4A). Parfois, le tissu recueilli n’est pas le muscle, mais la graisse ou le tissu conjonctif.
    1. Si une quantité suffisante de tissu musculaire est recueillie, continuez le protocole. S’il n’y a pas assez de muscle, essayez à nouveau la biopsie.
    2. Si une deuxième biopsie est nécessaire, surveillez attentivement le participant, car une deuxième poussée d’aiguille rend parfois le participant plus mal à l’aise que le premier.
13. Lavez immédiatement les échantillons de muscles dans une solution de collecte et préparez-vous à des expériences de fibre unique (voir la manipulation et le stockage de biopsie musculaire).
    1. Demandez à un assistant expérimenté de vérifier la qualité de l’échantillon (voir ci-dessous) et d’évaluer la nécessité d’effectuer une deuxième biopsie. Un assistant distinct prend la biopsie pour le traitement, tandis que le reste de l’équipe continue avec le participant.
14. Fermez le site d’incision.
    1. Fermez la plaie d’incision avec du ruban leucostrip stérile. Utilisez une ou plusieurs pièces pour joindre les bords du site d’incision en les posant perpendiculaires à l’axe long de l’incision, puis déposer d’autres bandes dans un motif étoilé pour se protéger contre la charge multidirectionnelle.
       REMARQUE : Une bonne manipulation de cette étape réduira les cicatrices. La suture de la plaie peut être faite mais n’est pas nécessaire. D’autres options incluent la colle de blessure.
    2. Placez l’habillage stérile de blessure (p. ex., Leucoged T plus) sur le site d’incision pour se protéger contre l’infection.
    3. Enveloppez la jambe de bandages élastiques cohésifs (p. ex., Unihaft) pour limiter les saignements initiaux et protéger contre l’impact mécanique externe.
    4. Enveloppez la jambe avec des bandages de compression acrylastic pour empêcher les saignements et protéger les bandages plus profonds de se détacher ou de détruire.

4. Soins post-biopsie

1. Demandez au participant de se promener immédiatement après la procédure. Il y aura des douleurs localisées. Demandez au participant de marcher le plus normalement possible.
2. Demandez au participant de ne pas enlever les bandages ou de laisser tremper l’eau dans les bandages. Ils doivent être maintenus pendant au moins : un jour pour le bandage acrylastic, trois jours pour le bandage élastique cohésif, et sept jours pour l’habillage de blessure. Informez le participant qu’ils peuvent être rebandaged si nécessaire.
   1. Adapter les soins post-biopsie d’un participant aux besoins de l’individu. Demandez à un assistant ou à un médecin formé d’évaluer le participant et de faire un plan de soins approprié après la biopsie. Pour cette procédure, nous suggérons que tout autre test neuromusculaire in vivo du TA soit séparé d’au moins une semaine de la biopsie.

5. Manipulation et stockage de biopsie musculaire

1. Après l’extraction des tissus, placez immédiatement le tissu dans un flacon de 5 mL contenant une solution de collecte de rigueur (en mM : Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl₂ (2), EGTA (1), comprimé inhibiteur de la protéase (1), pH 7.0) et secouez légèrement pendant 4-6 min pour laver le sang.
2. Échangez la solution Rigor contre une rigueur fraîche, secouez légèrement pendant 4-6 min, puis stockez à 4 °C pendant 4-6 h pour permettre l’échange de solution de stockage et de sang de protéase-inhibiteur.
3. Solution Exchange Rigor pour la rigueur du jour au lendemain (en mM: Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl₂ (2), EGTA (1), comprimé inhibiteur de la protéase (1), 50:50 glycérol, pH 7.0), et stocker à 4 °C pour 12-18 h.
4. Échangez la rigueur de nuit pour 50:50 rigueur de collection:glycérol et stocké à -20 °C pendant jusqu’à 3 mois, ou un an dans un congélateur de -80 °C.
   REMARQUE : Ce processus permeabilise la membrane de fibre qui permet l’ajout manuel de calcium dans et hors de la cellule. Ce processus prend du temps et pourrait être différent entre les différents muscles et les espèces.

Résultats

L’engagement de temps entier pour un participant était environ une heure (consultation de 10 min, échographie de 10 min, préparation de chirurgie de 20 min et administration anesthésique, chirurgie de 10 min, et 10 min de récupération). Souvent, les participants ont inconsciemment activé leur TA et ont eu besoin de rappels cohérents pour garder le muscle aussi détendu que possible. Lorsque l’aiguille de biopsie était à l’intérieur du muscle, les participants ont habituellement rapporté une sensation un...

Discussion

Dans ce rapport, nous avons décrit une technique pour la biopsie du tissu musculaire structurellement intact de TA. Nous avons constaté que cette procédure donne une teneur acceptable en fibres musculaires utilisables (5-10 préparations de faisceau de fibres par 50 mg de tissu collecté) pour les tests mécaniques. De plus, nous avons eu assez de tissu pour des expériences mécaniques, génétiques et protéomiques de suivi.

Il existe plusieurs méthodes généralement utilisées pour la ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
26 guage subcutaneous needle with 2 ml glass syringe	B. Braun Melsungen AG Carl-Braun-Straße 1 34212 Melsungen, Hessen Germany	4606027V	Drug administration
5mm Berstöm needle	homemade	N/A	Tissue collection. Similar to other Berstöm needles
Acrylastic	BSN medical GmbH 22771 Hamburg	269700	elastic compression bandage
Complete protease inhibitor cocktail	Roche Diagnostics, Mannheim, Germany	11836145001	Protease inhibitor tabeletes added to all solutions that hold muscle tissue.
Cutasept	PAUL HARTMANN AG Paul-Hartmann-Straße 12 89522 Heidenheim Germany	9805630	Disenfectant spray for the skin
Leucomed T plus	BSN medical GmbH 22771 Hamburg	7238201	Transparent wound dressing with wound pad to seal the wound and protect against infection
Leukostrip	Smith and Nephew medical Limitied 101 Hessle road, Hull Great Britain	66002876	wound closure
Surgical disposable scalpels	Aesculap AG Am Aesculap-Platz 78532 Tuttlingen Germany	BA200 series	Incision
Unihaft cohesive elastic bandage	BSN medical GmbH 22771 Hamburg	4589600	cohesive elastic bandage that protects against mechanical impact
Xylocitin 2% with Epinephrin	Milbe GmbH Münchner Straße 15 06796 Brehna Germany	N/A	Controlled substance anesthesia, vasoconstriction