JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

في الجسم الحي عالية الدقة التصوير البنكرياس تم تسهيل مع نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس.

Abstract

مباشرة في الجسم الحي الخلوي القرار التصوير البنكرياس في نموذج صغير يعيش كان تحديا من الناحية الفنية. وقد مكنت دراسة حديثة للتصوير داخل الجسم، مع نافذة تصوير البطن، من تصور الديناميكيات الخلوية في أعضاء البطن في الجسم الحي. ومع ذلك ، بسبب البنية الناعمة الشبيهة بالصفائح لبنكرياس الماوس التي يمكن أن تتأثر بسهولة بالحركة الفسيولوجية (على سبيل المثال ، التثابر والتنفس) ، كان من الصعب إجراء تصوير طولي مستقر في التصوير الحي على مدى عدة أسابيع على المستوى الخلوي لتحديد الجزر أو الخلايا السرطانية في البنكرياس الماوس وتتبعها وتحديدها كميا. هنا، ونحن نصف طريقة لزرع قاعدة دعم جديدة، نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس المتكاملة، التي يمكن أن تفصل مكانيا البنكرياس من الأمعاء للتصوير الطولي الفاصل الزمني داخل الجسم من البنية المجهرية البنكرياس. التصوير الطولي في الجسم الحي مع نافذة التصوير يمكن التصور مستقرة، مما يسمح لتتبع الجزر على مدى فترة 3 أسابيع وعالية الدقة التصوير ثلاثي الأبعاد من البنية المجهرية، كما يتضح هنا في نموذج سرطان البنكرياس العظام. مع طريقتنا، يمكن لمزيد من دراسات التصوير داخل الأمعاء توضيح الفيزيولوجيا المرضية لمختلف الأمراض التي تنطوي على البنكرياس على المستوى الخلوي.

Introduction

البنكرياس هو عضو في البطن مع وظيفة الغدد الصماء في الجهاز الهضمي ووظيفة الغدد الصماء من إفراز الهرمونات في مجرى الدم. يمكن أن يكشف التصوير الخلوي عالي الدقة للبنكرياس عن الفيزيولوجيا المرضية لمختلف الأمراض التي تشمل البنكرياس ، بما في ذلك التهاب البنكرياس وسرطان البنكرياس ومرض السكري1. تتوفر أدوات التصوير التشخيصي التقليدية مثل التصوير المقطعي المحوسب والتصوير بدقة مغناطيسية والتصوير فائق السونوغرافيا على نطاق واسع في المجال السريري1و2. ومع ذلك، تقتصر طرائق التصوير هذه على تصور التغيرات الهيكلية أو التشريحية فقط، في حين لا يمكن تحديد التعديلات على المستوى الخلوي أو الجزيئي. وبالنظر إلى أن التغيرات الجزيئية في مرض السكري أو سرطان البنكرياس في البشر يمكن أن تبدأ أكثر من 10 سنوات قبل التشخيص3،4، والكشف عن أمراض البنكرياس من انتقالها الجزيئي خلال الفترة الكامنة لديه القدرة على توفير التشخيص المبكر والتدخل في الوقت المناسب. وهكذا، فإن التصوير الذي سيتغلب على قيود الدقة ويوفر رؤى قيمة في الوظيفة سيكسب الانتباه بشكل ملحوظ من خلال توفير التشخيص المبكر لسرطان البنكرياس أو تحديد متقدم لتغيير الجزر أثناء تطور مرض السكري5.

وعلى وجه الخصوص مع الجزر، تم اقتراح التصوير النووي، والتصوير الإضاءة الحيوية، والتصوير المقطعي التماسك البصري وتقنيات التصوير الجزيرة غير الغازية6. ومع ذلك ، فإن دقة هذه الأساليب منخفضة إلى حد كبير ، مع قيم نموذجية تتراوح بين عدة عشرات إلى مئات من ميكرومتر ، مما يوفر قدرة محدودة على اكتشاف التغيرات على المستوى الخلوي في الجزر. من ناحية أخرى، أجريت دراسات سابقة عالية الدقة من الجزر تحت الجسم الحي السابق7،8 (على سبيل المثال ، تشريح أو هضم البنكرياس) ، غيرالفسيولوجية 9 (على سبيل المثال ، التشظي الخارجي للبنكرياس) ، والحالات غير النظيرية10،11،12 (على سبيل المثال ، الزرع تحت كبسولة الكلى ، داخل الكبد ، وفي الغرفة الأمامية للعين) ، مما يحد من تفسيرها وآثارها السريرية. إذا كان في الجسم الحي, فسيولوجيا, ويمكن إنشاء نموذج تقويم العظام من التصوير عالية الدقة, وسوف يكون منصة حاسمة للتحقيق في الجزر البنكرياس.

وقد تلقى التصوير داخلفيتال، الذي يكشف عن الفيزيولوجيا المرضية على مستوى الدقة المجهرية في حي، مؤخرا اهتماما كبيرا13. من طرق التصوير في الجسم الحي ، وقد سمح تطوير نافذة تصوير البطن14، الذي يزرع نافذة في بطن الفأر ، واكتشاف نتائج جديدة (أي مرحلة ما قبل micrometastasis من الانبثاث الكبد المبكر15 وآلية صيانة الخلايا الجذعية في ظهارة الأمعاء16). على الرغم من أن نافذة التصوير البطني توفر نتائج قيمة، إلا أن تطبيقات هذه النافذة للبنكرياس وأبحاث التصوير داخل الأمعاء الناتجة عن ذلك على أساس الأمراض التي تنطوي على البنكرياس، لم يتم التحقيق فيها على نطاق واسع.

على عكس خصائص الأعضاء الصلبة المحددة جيدا للبنكرياس البشري ، فإن البنكرياس للفأر هو هيكل يشبه الأنسجة الرخوة الموزعة بشكل منتشر17. لذلك ، فإنه يتأثر باستمرار بالحركات الفسيولوجية بما في ذلك التثاق والتنفس. أظهرت دراسة سابقة على تطبيق نافذة تصوير البطن للبنكرياس أن التجول حدث بسبب الحركة القطع الأثرية الناجمة عن حركات الأمعاء18. ولوحظ عدم وضوح شديد في متوسط الصورة الناتجة، مما أعاق تصور وتحديد الهياكل الصغيرة.

هنا، ونحن نصف استخدام قاعدة دعم جديدة متكاملة نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس جنبا إلى جنب مع المجهر داخل الجسم19،20 للتحقيق في أحداث المستوى الخلوي الطولي في الأمراض التي تنطوي على البنكرياس. بالإضافة إلى وصف مفصل للمنهجية في الدراسة السابقة18، سيتم تناول التطبيق الموسع لنافذة تصوير البنكرياس لمختلف الأمراض التي تنطوي على البنكرياس في هذه الورقة. وفي هذا البروتوكول، استخدم نظام مجهري كونفوكوكال مصمم خصيصا لمعدل الفيديو كنظام مجهري داخل الفيتية. واستخدمت أربع وحدات ليزر (أطوال موجية في 405 و488 و561 و640 نانومتر) كمصدر للإثارة، وتم الكشف عن أربع قنوات لإشارات الانبعاثات بواسطة أنابيب التمائم الضوئي (PMT) من خلال مرشحات ممر النطاق (BPF1: FF01-442/46؛ BPF2: FF02-525/50; BPF3: FF01-600/37; BPF4: FF01-685/40). تألف المسح بالليزر من مرآة مضلعة دوارة (محور X) ومرآة مسح مقياس ال galvanometer (محور ص) التي مكنت المسح الضوئي لمعدل الفيديو (30 إطارا في الثانية). وقد وصفت معلومات مفصلة عن المجهر داخلفيتال في الدراسات السابقة10،18،19،20،21،22،23.

في دراستنا السابقة جزيرة18، ونحن بنجاح وثبات صورت الجزر في الفئران الحية باستخدام نموذج الماوس المعدلة وراثيا (MIP - GFP)24 التي تم وضع علامات الجزر مع GFP. مكنت الطريقة التصور عالي الدقة للتغييرات في الجزر على مدى فترة أسبوع واحد. كما سهل تصوير نفس الجزر لمدة تصل إلى 3 أسابيع ، مما يشير إلى جدوى الدراسات طويلة الأجل لقنيائل البنكرياس للتتبع الوظيفي أو الرصد أثناء مرض السكري18. وعلاوة على ذلك, وضعنا نموذج سرطان البنكرياس العظام التي الفلورسنت خلايا سرطان البنكرياس (PANC-1 NucLight الأحمر)25 زرعت مباشرة في البنكرياس من الماوس. مع تطبيق نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس, ويمكن استخدام هذا النموذج كمنصة للتحقيق في الفيزيولوجيا المرضية الخلوية والجزيئية في البيئة الدقيقة الورم من سرطان البنكرياس والرصد العلاجي للمرشحين المخدرات الرواية.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات الموصوفة في هذه الورقة وفقا للطبعة الثامنة من دليل رعاية واستخدام المختبر (2011)26 ووافقت عليها اللجنة المؤسسيةلرعاية الحيوانات واستخدامها في المعهد الكوري المتقدم للعلوم والتكنولوجيا (KAIST) ومستشفى بوندانغ التابع لجامعة سيول الوطنية (SNUBH).

1. إعداد النافذة وغيرها من المواد

  1. تصميم مخصص نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس إلى عزل البنكرياس من الأمعاء في تجويف البطن18 (الشكل 1A, ب). ويرد وصف مخطط تفصيلي للنافذة في شكل تكميلي لدراسة سابقة18.
  2. استخدم فئران C57BL/6N، الذكور الذين تتراوح أعمارهم بين 8 و12 أسبوعا، للتصوير داخل البنكرياس. حقن المضادة للCD31 الأجسام المضادة المقترنة مع الفلوروفور اليكسا 647، 2 ساعة قبل التصوير، لغرض وضع العلاماتالسفينة 18.
  3. لدراسة الجزر، وإعداد نموذج الماوس المعدلة وراثيا التي يتم وضع علامات الجزر مع بروتين مراسل الفلورسنت. هنا، ونحن تستخدم MIP-GFP، حيث أعرب عن البروتين الفلوري الأخضر تحت سيطرة الماوس الأنسولين 1 الجينات المروج، الذي ينشط في خلايا بيتا من جميع الجزر في الماوس24.
  4. لدراسة سرطان البنكرياس، وإعداد الخلايا السرطانية المعدلة وراثيا الموسومة بروتين مراسل الفلورسنت والفئران عارية BALB / C. في هذه الدراسة، تم استخدام الخلايا الحمراء NUC-1 NucLight. PANC-1 الخلايا السرطانية25 وصفت مع التحقيق الفلورسنت الأحمر NucLight.
  5. تعقيم جميع الأدوات الجراحية، وتغطية الزجاج (مع PEG أم لا)، وتصوير النوافذ باستخدام الأوتوكلاف.
  6. تطبيق طلاء PEG على الزجاج الغطاء لمنع الاستجابة الالتهابية وزيادة التوافق البيولوجي، وهو مناسب للتصوير على المدى الطويل.

2. الجراحة

  1. إعداد منصة جراحية معقمة وتعقيم الأسطح مع الإيثانول 70٪.
    ملاحظة: بالنسبة لجلسات التصوير الطولي، يعد الأسلوب العقيم أمرا ضروريا.
  2. تخدير الفئران بمزيج من البلاط/الزولازيبام (30 ملغم/كغ) والزيلازيني (10 ملغم/كغم).
    ملاحظة: ينصح باستخدام tiletamine / zolazepam بدلا من الكيتامين بسبب تأثيره السلبي على ارتفاع السكر في الدم. يجب اختيار التخدير الأمثل لغرض التجربة9،27.
  3. مراقبة درجة حرارة الجسم باستخدام مسبار المستقيم مع لوحة التدفئة المنزلية التي تسيطر عليها.
  4. حلق الجناح الأيسر من الماوس وتطبيق ثلاث جولات من الكحول بالتناوب وفرك اليود القائم.
    ملاحظة: إذا تم استخدام كريم إزالة الشعر، لا تترك أطول من 1 دقيقة لتجنب الحروق الكيميائية.
  5. إجراء شق 1.5 سم على الجناح الأيسر من الماوس وتشريح الجلد والعضلات.
  6. إجراء خياطة سلسلة محفظة مع خياطة سوداء أو نايلون 4-0 في هامش الشق.
  7. استخدام متراجع صغير على شق وفضح بلطف الطحال.
  8. تجمع بعناية الطحال مع ملقط حلقة وتحديد البنكرياس.
  9. ضع النافذة على جانب الفأرة ومرر الطحال والبنكرياس عبر الفضاء المفتوح للنافذة. التلاعب البنكرياس يجب أن يكون غير لطيف جدا لأنها يمكن أن تسبب النزيف أو التهاب البنكرياس
  10. وضع البنكرياس بلطف على لوحة من نافذة التصوير. سيتم وضع الطحال على مساحة مفتوحة من النافذة.
  11. لدراسة الخلايا السرطانية، حقن PANC-1 NucLight الأحمر (1.0 × 106 خلايا) مباشرة في البنكرياس.
    ملاحظة: لتصوير سرطان البنكرياس البشري orthotopic xenografts, زرع مباشر للخلايا السرطانية مثل PANC-1 أو غيرها من خلايا سرطان البنكرياس البشري يمكن أن يسهل28. لتصور مع المجهر الفلوري داخلفيتال, تم نقل خلايا PANC-1 مع البروتين الفلوري الأحمر باستخدام كاشف NucLight الأحمر العدسي الذي التسميات النواة29. على الرغم من أن حجم الحقن القصوى غير مؤكد, تقليل حجم ممكن لتجنب تأثير الضغط في البنكرياس.
  12. تطبيق قطرات من N-بوتيل سيانواكريلات الغراء على هامش نافذة التصوير.
    1. لتقليل كمية الغراء المطبق، استخدم إبرة قسطرة 31 G للتطبيق. إذا كانت كمية قطرة كبيرة، ثم النسيج سوف تلتزم عن غير قصد إلى النافذة أو الزجاج الغطاء.
  13. ضعي زجاج غطاء دائري مقاس 12 مم برفق على هامش نافذة التصوير.
  14. سحب حلقة خياطة لتناسب الأخدود الجانبي للنافذة وربطه ثلاث مرات.
  15. قطع أقصى موقع قريب من العقدة لمنع انقطاع غرز ضيقة عندما تكون هذه الفئران مستيقظا.
  16. دع الفئران تتعافى من التخدير (2-3 ساعات) وحقن الكيتوبروفين (5 ملغم / كجم ، تحت الجلد في الجلد الفضفاض عند قاعدة الرقبة أو الورك للحيوان) لتخفيف الألم. إعادة تقييم لعلامات الألم كل 12 ساعة وينبغي النظر كيتوبروفين كل 24 ساعة لمدة 1-3 أيام.
    ملاحظة: مسكن يؤثر إفراز الأنسولين استجابة للجلوكوز9. يجب أن يكون اختيار وتوقيت التسكين فرديا للغرض التجريبي.
  17. Accomodate الماوس في القفص مع الفراش كافية لتجنب الاتصال من النافذة إلى القفص. تجنب السكن المنزل مع الفئران دون جراحة النافذة.

3. التصوير داخل الفيتال

  1. قم بتشغيل المجهر داخل الفيتال بما في ذلك قوة الليزر.
  2. بدوره على وسادة التدفئة وتعيين تنظيم الأمهات المنزلي إلى 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: بدلا من ذلك، استخدم لوحة تدفئة سلبية أو مصباح مع التحكم المتكرر إذا لم يكن هناك تنظيم تدفئة منزلية.
  3. إجراء التخدير العضلي مع خليط من tiletamine / zolazepam (30 ملغ / كغ) وxylazine (10 ملغ / كغ).
    ملاحظة: ينصح باستخدام tiletamine / zolazepam بدلا من الكيتامين بسبب تأثيره السلبي على ارتفاع السكر في الدم. يجب اختيار التخدير الأمثل لغرض التجارب9،27.
  4. أدخل قسطرة وعائية للحقن.
    1. تطبيق الضغط على الجانب القريب من الذيل مع مؤشر والاصبع الثالث كبديل لتطبيق tourniquet. سخني الذيل بمصباح إذا لزم الأمر.
    2. تعقيم الوريد الذيل مع رذاذ الإيثانول 70٪.
    3. أدخل قسطرة 30 جيجا في وريد الذيل الجانبي. سيتم تصور قلس الدم في أنبوب PE10.
    4. ضعي شريط حرير على القسطرة لتثبيته.
    5. حقن FITC / TMR dextran أو غيرها من المسابير الفلورية (25 ميكروغرام من مكافحة CD31 المقترنة مع اليكسا 647) ، حسب الاقتضاء ، وفقا لمزيج من المسابير الفلورية18.
      ملاحظة: بالنسبة للمسابير الفلورية المترافقة مع الأجسام المضادة، قم بحقن 2 ساعة قبل جلسة التصوير.
  5. نقل الماوس من منصة جراحية إلى مرحلة التصوير.
  6. أدخل مسبار المستقيم للتحكم تلقائيا في درجة حرارة الجسم باستخدام نظام لوحة التدفئة المنزلية.
  7. أدخل نافذة تصوير البنكرياس في حامل النافذة المعد أثناء إعداد المجهر داخل الجسم(الشكل 2). بالنسبة للمجهر المقلوب، قد لا يكون حامل النافذة مطلوبا.
  8. إجراء التصوير داخل الفيتوريال.
    1. لتصوير البنكرياس، ابدأ بعدسة موضوعية منخفضة التكبير (على سبيل المثال، 4x) لمسح الرؤية الكاملة للبنكرياس في نافذة تصوير البنكرياس (مجال الرؤية الموصى به: 2500 × 2500 ميكرومتر).
    2. بعد تحديد المنطقة ذات الاهتمام، انتقل إلى عدسة هدف التكبير الأعلى (20x أو 40x) لإجراء التصوير على المستوى الخلوي (مجال الرؤية الموصى به: 500 × 500 ميكرومتر أو 250 × 250 ميكرومتر). في هذه التجربة، كان القرار الجانبي والمحازب حوالي 0.5 ميكرومتر و 3 ميكرومتر، على التوالي.
    3. إجراء التصوير ببنية z-stack أو الفاصل الزمني لمراقبة البنية ثلاثية الأبعاد أو الديناميكيات على المستوى الخلوي، مثل ترحيل الخلايا.
      ملاحظة: لتصوير البروتين الفلوري الذي يعبر عن خلايا الحيوانات المعدلة وراثيا (MIP-GFP)، كان من المقبول 30 ثانية من التعرض المتقطع بالليزر 488 نانومتر مع طاقة تصل إلى 0.43 كيلوواط دون bleaching ملحوظ أو تلف الأنسجة. لتصوير البروتينات الفلورية المسماة مع اليكسا 647، كانت قوة الليزر 640 نانومتر تصل إلى 0.17 كيلوواط مقبولة دون photobleaching ملحوظ أو تلف الأنسجة. التعرض الليزر الإثارة لفترات طويلة مع قوة فوق هذا الإعداد قد يؤدي إلى photobleaching أو تلف الأنسجة عن طريق السمية الضوئية. ضبط المكاسب والقوة الكافية لتصوير منطقة الاهتمام بشكل مناسب. يجب أن يكون الإعداد التفصيلي للمعلمات في المجهر داخل الحتمية فرديا لكل مجهر داخلفيتال يتم إعداده في المعهد.

النتائج

يتيح الفحص المجهري داخل الجسم جنبا إلى جنب مع قاعدة دعم متكاملة إطار التصوير داخل الجسم البنكرياس التصوير طوليا على مستوى الخلوية البنكرياس في الماوس. يوفر هذا البروتوكول المزود بنافذة التصوير داخل الجسم البنكرياسي استقرار الأنسجة على المدى الطويل الذي يمكن من الحصول على التصوير عالي ا?...

Discussion

البروتوكول الموصوف هنا يتكون من التصوير داخل الجسم البنكرياس باستخدام قاعدة دعم جديدة متكاملة نافذة التصوير داخل الجسم البنكرياس تعديل من نافذة التصوير البطني. من بين البروتوكولات المذكورة أعلاه ، فإن الخطوة الحرجة الأولى هي زرع نافذة تصوير البنكرياس داخل الجسم في الماوس. لتطبيق الغراء...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذه الدراسة بمنحة رقم 14-2020-002 من صندوق أبحاث SNUBH ومنحة المؤسسة الوطنية لبحوث كوريا (NRF) الممولة من الحكومة الكورية (NRF-2020R1F1A1058381، NRF-2020R1A2C3005694).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Alexa Fluor 647 Succinimidyl Esters (NHS esters)InvitrogenA20006Fluorescent probe for conjugate with antibody
BALB/C NudeOrientBioBALB/C NudeBALB/C Nude
BD Intramedic polyethylene tubingBD Biosciences427401PE10 catheter for connection with needle
C57BL/6NOrientBioC57BL/6NC57BL/6N
Cover glasses circularMarienfeld0111520Cover glass for pancreatic imaging window
FITC Dextran 2MDaMerck (Former Sigma Aldrich)FD200SFor vessel identification
IMARIS 8.1BitplaneIMARISImage processing
Intravital MicroscopyIVIM techIVM-CIntravital Microscopy
IRIS ScissorJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDS-1107-10This product can be replaced with the product from other company
Loctite 401Henkel401N-butyl cyanoacrylate glue
Micro Needle holderJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDH-1126-10This product can be replaced with the product from other company
Micro rectractorJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTD17004-03This product can be replaced with the product from other company
MicroforcepsJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1034This product can be replaced with the product from other company
MIP-GFPThe Jackson Laboratory006864B6.Cg-Tg(Ins1-EGFP)1Hara/J
Nylon 4-0AILEENB434Non-Absorbable Suture
Omnican N 100 30GB BRAUNFT9172220SFor Vascular Catheter, Use only Needle part
PANC-1 NucLightRedCustom-madeCustom-madeMade in laboratory
Pancreatic imaging windowGeumto EngineeringCustom orderPancreatic imaging window - custom order
PhysiosuiteKent ScientificPS-02Homeothermic temperature controller
Purified NA/LE Rat Anti-Mouse CD31BD Biosciences553708Antibody for in vivo vessel labeling
Ring ForcepsJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1090-3This product can be replaced with the product from other company
RompunBayerRompunAnesthetic agent
TMR Dextran 65-85kDaMerck (Former Sigma Aldrich)T1162For vessel identification
Window holderGeumto EngineeringCustom orderWindow holder - custom order
ZoletilVirbacZoletil 100Anesthetic agent

References

  1. Dimastromatteo, J., Brentnall, T., Kelly, K. A. Imaging in pancreatic disease. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 14 (2), 97-109 (2017).
  2. Cote, G. A., Smith, J., Sherman, S., Kelly, K. Technologies for imaging the normal and diseased pancreas. Gastroenterology. 144 (6), 1262-1271 (2013).
  3. Yachida, S., et al. Distant metastasis occurs late during the genetic evolution of pancreatic cancer. Nature. 467 (7319), 1114-1117 (2010).
  4. Hardt, P. D., Brendel, M. D., Kloer, H. U., Bretzel, R. G. Is pancreatic diabetes (type 3c diabetes) underdiagnosed and misdiagnosed. Diabetes Care. 31, 165-169 (2008).
  5. Baetens, D., et al. Alteration of islet cell populations in spontaneously diabetic mice. Diabetes. 27 (1), 1-7 (1978).
  6. Holmberg, D., Ahlgren, U. Imaging the pancreas: from ex vivo to non-invasive technology. Diabetologia. 51 (12), 2148-2154 (2008).
  7. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nature Protocols. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  8. Ravier, M. A., Rutter, G. A. Isolation and culture of mouse pancreatic islets for ex vivo imaging studies with trappable or recombinant fluorescent probes. Methods in Molecular Biology. 633, 171-184 (2010).
  9. Frikke-Schmidt, H., Arvan, P., Seeley, R. J., Cras-Meneur, C. Improved in vivo imaging method for individual islets across the mouse pancreas reveals a heterogeneous insulin secretion response to glucose. Science Reports. 11 (1), 603 (2021).
  10. Lee, E. M., et al. Effect of resveratrol treatment on graft revascularization after islet transplantation in streptozotocin-induced diabetic mice. Islets. 10 (1), 25-39 (2018).
  11. Evgenov, N. V., Medarova, Z., Dai, G., Bonner-Weir, S., Moore, A. In vivo imaging of islet transplantation. Nature Medicine. 12 (1), 144-148 (2006).
  12. Mojibian, M., et al. Implanted islets in the anterior chamber of the eye are prone to autoimmune attack in a mouse model of diabetes. Diabetologia. 56 (10), 2213-2221 (2013).
  13. Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital imaging. Cell. 147 (5), 983-991 (2011).
  14. Ritsma, L., et al. Surgical implantation of an abdominal imaging window for intravital microscopy. Nature Protocols. 8 (3), 583-594 (2013).
  15. Ritsma, L., et al. Intravital microscopy through an abdominal imaging window reveals a pre-micrometastasis stage during liver metastasis. Science Translational Medicine. 4 (158), (2012).
  16. Ritsma, L., et al. Intestinal crypt homeostasis revealed at single-stem-cell level by in vivo live imaging. Nature. 507 (7492), 362-365 (2014).
  17. Dolensek, J., Rupnik, M. S., Stozer, A. Structural similarities and differences between the human and the mouse pancreas. Islets. 7 (1), 1024405 (2015).
  18. Park, I., Hong, S., Hwang, Y., Kim, P. A Novel pancreatic imaging window for stabilized longitudinal in vivo observation of pancreatic islets in murine model. Diabetes & Metabolism Journal. 44 (1), 193-198 (2020).
  19. Park, I., et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acute lung injury. The European Respiratory Journal. 53 (3), 1800786 (2019).
  20. Park, I., et al. Intravital imaging of a pulmonary endothelial surface layer in a murine sepsis model. Biomedical Optics Express. 9 (5), 2383-2393 (2018).
  21. Seo, H., Hwang, Y., Choe, K., Kim, P. In vivo quantitation of injected circulating tumor cells from great saphenous vein based on video-rate confocal microscopy. Biomedical Optics Express. 6 (6), 2158-2167 (2015).
  22. Moon, J., et al. Intravital longitudinal imaging of hepatic lipid droplet accumulation in a murine model for nonalcoholic fatty liver disease. Biomedical Optics Express. 11 (9), 5132-5146 (2020).
  23. Hwang, Y., et al. In vivo cellular-level real-time pharmacokinetic imaging of free-form and liposomal indocyanine green in liver. Biomedical Optics Express. 8 (10), 4706-4716 (2017).
  24. Hara, M., et al. Transgenic mice with green fluorescent protein-labeled pancreatic beta -cells. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 284 (1), 177-183 (2003).
  25. Lieber, M., Mazzetta, J., Nelson-Rees, W., Kaplan, M., Todaro, G. Establishment of a continuous tumor-cell line (panc-1) from a human carcinoma of the exocrine pancreas. International Journal of Cancer. 15 (5), 741-747 (1975).
  26. National Institutes of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. The National Academies Collection: Reports funded by National Institutes of Health. , (2011).
  27. Windelov, J. A., Pedersen, J., Holst, J. J. Use of anesthesia dramatically alters the oral glucose tolerance and insulin secretion in C57Bl/6 mice. Physiological Reports. 4 (11), 12824 (2016).
  28. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  29. Cichocki, F., et al. GSK3 inhibition drives maturation of NK cells and enhances their antitumor activity. Cancer Research. 77 (20), 5664-5675 (2017).
  30. Zhu, S., et al. Monitoring C-peptide storage and secretion in islet beta-cells in vitro and in vivo. Diabetes. 65 (3), 699-709 (2016).
  31. Reissaus, C. A., et al. A versatile, portable intravital microscopy platform for studying beta-cell biology in vivo. Science Reports. 9 (1), 8449 (2019).
  32. Kong, K., Guo, M., Liu, Y., Zheng, J. Progress in animal models of pancreatic ductal adenocarcinoma. Journal of Cancer. 11 (6), 1555-1567 (2020).
  33. Bisht, S., Feldmann, G. Animal models for modeling pancreatic cancer and novel drug discovery. Expert Opinion in Drug Discovery. 14 (2), 127-142 (2019).
  34. Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World Journal of Gastroenterology. 18 (12), 1286-1294 (2012).
  35. Feig, C., et al. The pancreas cancer microenvironment. Clinical Cancer Research. 18 (16), 4266-4276 (2012).
  36. Garcia, P. L., Miller, A. L., Yoon, K. J. Patient-derived xenograft models of pancreatic cancer: overview and comparison with other types of models. Cancers (Basel). 12 (5), 1327 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

171

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved