حقنة واحدة من الدم الذاتي قبل Chiasmatic للحث على نزيف تحت العنكبوتية التجريبي في نموذج الفئران

Summary

لا يزال النزف تحت العنكبوتية يحمل عبئا كبيرا من الوفيات والمراضة لدى الإنسان. لتسهيل إجراء مزيد من البحث في الحالة والفيزيولوجيا المرضية ، يتم تقديم نموذج حقن واحد قبل chiasmatic.

Abstract

على الرغم من التقدم في العلاج على مدى العقود الماضية ، لا يزال النزف تحت العنكبوتية (SAH) يحمل عبئا كبيرا من المراضة والوفيات ، مما يصيب إلى حد كبير السكان الشباب إلى حد ما. تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية ل SAH للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية وراء SAH واختبار التدخلات الدوائية. نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران المعروضة في هذه المقالة هو نموذج تجريبي ل SAH مع حجم دم محدد مسبقا. باختصار ، يتم تخدير الحيوان وتنبيبه وحفظه تحت التهوية الميكانيكية. يتم تنظيم درجة الحرارة مع وسادة التدفئة. يتم وضع قسطرة في شريان الذيل ، مما يتيح قياس ضغط الدم المستمر وكذلك أخذ عينات الدم. يتم شق الغشاء الأطلسي القذالي ويتم وضع قسطرة لتسجيل الضغط في الصهريج الكبير لتمكين قياس الضغط داخل المخ. يمكن أيضا استخدام هذه القسطرة للتدخلات العلاجية داخل القراب. يتم وضع الجرذ في إطار تجسيمي ، ويتم حفر ثقب لدغ من الأمام إلى bregma ، ويتم إدخال قسطرة من خلال ثقب لدغ ووضعها أمام chiasm البصرية. يتم سحب الدم الذاتي (0.3 مل) من قسطرة الذيل وحقنه يدويا. هذا يؤدي إلى ارتفاع الضغط داخل المخ وانخفاض تدفق الدم الدماغي. يتم الاحتفاظ بالحيوان مخدرا لمدة 30 دقيقة ويعطى محلول ملحي ومسكنات تحت الجلد. يتم نزع الأنبوب من الحيوان وإعادته إلى قفصه. يحتوي نموذج ما قبل chiasmatic على معدل استنساخ مرتفع وتباين محدود بين الحيوانات بسبب حجم الدم المحدد مسبقا. إنه يحاكي SAH في البشر مما يجعله نموذجا مناسبا لأبحاث WAH.

Introduction

النزف تحت العنكبوتية غير الرضحي (SAH) هو شكل من أشكال السكتة الدماغية ، يمثل حوالي 5 ٪ من جميع الحالات. السبب الأكثر شيوعا ل SAH غير الرضحي هو التمزق المفاجئ لتمدد الأوعية الدموية (aSAH) ، والذي يمثل 85٪ من SAHs. تشمل الأسباب الأخرى تمزق التشوه الشرياني الوريدي ، واعتلال التخثر ، وتمزق الأوردة في نزيف محيط الدماغ¹. معدل الإصابة هو 9 لكل 100,000 شخص في السنة مع معدل وفيات حوالي واحد من كل ثلاثة وثلث آخر يتطلب دعم الحياة اليومية بعد^{SAH 2,3}.

بعد التثبيت الأولي وتأكيد التشخيص ، يعتمد العلاج على شدة النزيف. سيتم إدخال استنزاف خارج البطين للمرضى الأكثر إصابة في البطينين لتقليل الضغط داخل المخ (ICP) وسيتم إدخالهم إلى وحدة العناية المركزة العصبية ، حيث تتم مراقبتهم عن كثب. سيخضع المرضى لتصوير الأوعية لتحديد تمدد الأوعية الدموية (المحتمل) وبعد ذلك يتم لف تمدد الأوعية الدموية أو قصه لمنع إعادة النزيف⁴. على الرغم من التجارب العديدة للعلاجات الدوائية ، إلا أن النيموديبين فقط ، وهو مضاد لقناة الكالسيوم ، أظهر أنه يحسن النتائج⁵. تجري حاليا تجارب سريرية متعددة. يرجى الاطلاع على المراجعة التي أجراها ضو وزملاؤه للحصول على قائمة شاملة⁶.

تم وصف تمزق تمدد الأوعية الدموية بأنه البداية المفاجئة لأسوأ صداع شهدته على الإطلاق أو صداع الرعد. يؤدي التمزق إلى ارتفاع حاد في برنامج المقارنات الدولية يليه انخفاض في تدفق الدم الدماغي (CBF). يؤدي هذا الانخفاض إلى نقص تروية الدماغ الشامل ، مما قد يؤدي إلى فقدان الوعي. هذا المسار الأكثر ميكانيكية ، جنبا إلى جنب مع الانهيار الذي بدأ لعناصر الدم المتسربة ، يؤدي إلى إطلاق السيتوكين وتنشيط الجهاز المناعي الفطري مما يؤدي إلى التهاب عصبي عقيم. علاوة على ذلك ، غالبا ما يلاحظ انهيار الحاجز الدموي الدماغي ، مما يؤدي إلى وذمة دماغية واضطراب في التوازن الأيوني. كل هذه التغييرات وأكثر ، صاغ إصابة الدماغ المبكرة (EBI) ، تحدث خلال اليومين الأولين وتؤدي إلى فقدان الخلايا العصبية وموت الخلايا المبرمج⁷.

ما يقرب من 1/3 من المرضى المصابين ب aSAH سيصابون بنقص التروية الدماغية المتأخر (DCI) بين اليوم 4-14⁸. يتم تعريف DCI إما لاول مرة من ضعف بؤري أو عصبي أو انخفاض نقطتين على الأقل على مقياس غلاسكو غيبوبة يستمر لمدة لا تقل عن 1 ساعة ، عندما يتم استبعاد الأسباب الأخرى ، بما في ذلك النوبات وإعادة النزيف. يرتبط DCI بزيادة خطر الوفاة وانخفاض النتائج الوظيفية بعد aSAH⁹. من المعروف أن التشنج الوعائي الدماغي (CVS) ، وهو تضيق الشرايين الدماغية ، مرتبط ب DCI منذ عقود وكان يعتقد سابقا أنه السبب الوحيد ل DCI. وقد تبين منذ ذلك الحين أن CVS يمكن أن يحدث دون تطور DCI والمزيد من العوامل ، بما في ذلك تجلط الأوعية الدموية الدقيقة والانقباض ، والاكتئاب انتشار القشرة ، والاستجابة الالتهابية ل EBI منذ ذلك الحين تم تحديد¹⁰،^11،12.

نظرا للتأثير الكبير ل EBI و DCI على مسار المرض ونتائج المرضى المصابين ، تحتاج النماذج الحيوانية إلى تقليدها إلى أقصى درجة ممكنة ، بينما لا تزال قابلة للتكرار. استخدم الباحثون مجموعة واسعة من النماذج المختلفة في مجموعة متنوعة من الحيوانات من الفئران إلى الرئيسيات غير البشرية لمحاولة محاكاة aSAH. تعد فئران Sprague-Dawley و Wistar البرية حاليا أكثر المختبر استخداما ، والنماذج الأكثر شيوعا هي نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية ، ونموذج الحقن المزدوج cisterna-magna ، وأخيرا نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ، والذي سيتم وصفه في هذه المقالة¹³.

تم تطوير نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الأصل من قبل Prunell وزملائه لمواجهة بعض أوجه القصور في النماذج التجريبية الأخرى¹⁴. الجراحة ، عندما تتقن ، قابلة للتكرار بدرجة كبيرة وتقلل من التباين بين الحيوانات. يحاكي النموذج SAH في البشر في نقاط متعددة ، بما في ذلك الارتفاع المفاجئ في برنامج المقارنات الدولية بعد حقن الدم ، مما يؤدي إلى نقص التروية العالمي العابر بسبب انخفاض CBF^15,16. يؤثر على الدورة الدموية الأمامية ، حيث تحدث معظم aSAH في البشر¹⁷. يتراوح معدل الوفيات من 10٪ إلى 33٪ اعتمادا على الدراسة وكمية الدم المحقونة^14,18. يمكن الكشف عن تأخر موت الخلايا والالتهاب العصبي في اليوم 2 و 7 وبالتالي توفير متغيرات لدراسة عواقب EBI و DCI^19,20.

تقدم الدراسة وصفا محدثا لنموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران جنبا إلى جنب مع وصف لكيفية استخدام مسبار ICP كمنفذ لإدارة الأدوية داخل القراب.

Protocol

يتم هذا الإجراء وفقا لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 / EU بشأن حماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية والمعتمد من قبل مفتشية التجارب الحيوانية الدنماركية (ترخيص رقم 2016-15-0201-00940). يتم إجراء الجراحة باستخدام تقنية التعقيم إلى أقصى حد ممكن ، بما في ذلك الأدوات المعقمة والقفازات والقسطرة والغرز. استخدمت الدراسة ذكور وإناث فأران Sprague-Dawley التي تزن 230-350 جم ، وهي مجموعة موجودة في دورة ضوء / مظلمة مدتها 12 ساعة ، مع درجة حرارة ثابتة تبلغ 22 درجة مئوية (± 2 درجة مئوية) ، ورطوبة 55٪ (± 10٪). يتم تزويد الحيوانات مع تشاو القياسية والمياه ad libitum. يتم إيواء الحيوانات في أقفاص فردية بعد الجراحة ولكن يمكن إعادتها إلى أقفاص جماعية عند إزالة مسبار برنامج المقارنات الدولية. المخدر في هذا البروتوكول هو غاز إيزوفلوران ولكن 1.5 مل / كجم من خليط 3: 2 داخل الصفاق من الكيتامين (100 مجم / مل) والزيلازين (20 مجم / مل) فعال أيضا²¹.

1. الاستعدادات

1. تعديل قسطرة الوريد المحيطي 16 G للتنبيب. للتعديل ، قم بتقصير الإبرة بمقدار 1 سم وثني الإبرة المتبقية 1 سم × 30 درجة باتجاه صمام الحقن. إزالة أجنحة القسطرة (متعددة الاستخدامات).
2. لعمل مسبار ICP ، اقطع قطعة 20 مم من أنابيب البوليثين (القطر الداخلي (ID): 0.58 مم ، القطر الخارجي (OD): 0.96 مم) واحرق أحد طرفيه لعمل لوحة دائرية ، مع الحفاظ على تجويف مفتوح. التحايل على أنبوب البوليثين بأنبوب سيليكون 1 مم (المعرف: 1.0 مم ، OD: 3.0 مم) قبل توصيل 10 مم من أنابيب السيليكون (المعرف: 0.76 مم ، OD: 2.4 مم) بنهاية أنبوب البوليثين.
3. قم بتشغيل الكمبيوتر المحمول وافتح برنامج الحصول على البيانات. قم بمعايرة محولات ضغط الدم (BP) والضغط الدماغي الداخلي (ICP) ، و Laser-Doppler وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
4. تحضير جهاز تحليل غازات الدم.
   تنبيه: تأكد من وجود ما يكفي من الأيزوفلوران في المرذاذ.
5. قم بتشغيل O₂ وتدفق الهواء في الغلاف الجوي. اضبط تدفق O₂ عند 30٪ والهواء الجوي على 70٪.
6. ضع وسادة التدفئة واضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية.

2. التخدير

1. ضع الفئران في غرفة التخدير بتدفق 30٪ من O₂ و 70٪ من الهواء الجوي. إدارة 5 ٪ من غاز إيزوفلوران في الغرفة. سيستغرق التخدير الكافي حوالي 4 دقائق. السيطرة على التنفس بعناية.
2. عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف على صفيحة ثقيلة يتم التحايل عليها بواسطة شريط مطاطي. ضع الأسنان الأمامية للفأر أسفل الشريط المطاطي.
3. ارسم اللسان بعناية باستخدام ملقط منحني. نظف الحنجرة بطرف من القطن. ضع ضوءا خارجيا في خط الوسط من الحلق لتصور الأحبال الصوتية.
4. التنبيب أثناء الإلهام باستخدام قسطرة الوريد المحيطي المعدلة 16 G. عند إدخالها بشكل صحيح ، قم بإزالة الخنجر. قم بتوصيل القسطرة بجهاز التنفس الصناعي.
   ملاحظة: يتم تأكيد الموضع الصحيح للأنبوب من خلال حركات الصدر المتزامنة مع معدل التنفس. إذا شوهدت حركات البطن ، فقم بإخراج الفئران وإعادة إدخالها في جرس التخدير. لا تكرر الإجراء أكثر من ثلاث مرات بسبب خطر إتلاف الشعب الهوائية.
5. عند التنبيب ، حافظ على الحيوان على التنفس الاصطناعي مع 30 ٪ من O₂ و 70 ٪ من الهواء الجوي. الحفاظ على التخدير في 1.5 ٪ -3 ٪ من إيزوفلوران. اضبط الأيزوفلوران للحفاظ على ضغط الدم بين 80-100 مم زئبق.
6. حافظ على حجم الشهيق لجهاز التنفس عند 3 مل والتردد عند 40-45 إلهاما / دقيقة. ضبط حجم الشهيق وفقا لتحليل غازات الدم.
7. جعل غرزة من خلال الأنسجة الرخوة الداخلية للخد مع خياطة 2-0. اربط الخيط حول أنبوب الحقن وصمام الحقن لقسطرة الوريد المحيطي لربط القسطرة.
8. انقل الجرذ إلى حقل العمليات وضعه في وضع الاستلقاء مع توجيه الذيل نحو الجراح.
9. ضع جل العين عند الحاجة لمواجهة جفاف العين.
10. قم بإجراء قرصة إصبع القدم لتأكيد عمق التخدير الكافي. تقييم والحفاظ على عمق التخدير أثناء الجراحة.

3. قسطرة الذيل

1. تطهير القريب 3-4 سم من الذيل مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
   ملاحظة: من الآن فصاعدا ، استخدم المجهر الجراحي وفقا لتقدير الجراح.
2. قم بعمل شق جلدي 15-20 مم في الطرف القريب من الذيل على الجانب البطني. احرص على عدم شق الشريان.
3. قم بفك الجلد من النسيج الضام الأساسي باستخدام ملقط منحني.
4. اخترق بعناية اللفافة التي تعرض الشريان.
5. حرر شريان الذيل بعناية من الأنسجة الكامنة باستخدام ملقط منحني.
6. انزلق ثلاثة خيوط الحرير الأسود تحت الوعاء. ضع خيطا واحدا بعيدا قدر الإمكان واربط عقدة جراحية بإحكام حول الشريان. امسك الأطراف السائبة للخيط باستخدام مرقئ.
7. اربط الخيطين المتبقيين بشكل فضفاض حول الشريان.
8. ادفع الخيط القريب بالقرب قدر الإمكان. ضع مرقئا لتثبيت نهايات الخيط القريب. اسحب مرقئ الدم برفق ، ولكن يكفي لتقييد ومنع تدفق الدم. ضع مرقئ على البطن.
9. قطع طرف القسطرة بزاوية 45 درجة. قطع النقطة الحادة لمنع اختراق جدار الشرايين.
10. باستخدام مقص Vannas ، قم بعمل شق شرياني 1/3 من قطر الشريان بزاوية 30 درجة ، 3-5 مم من العقدة البعيدة.
11. أدخل القسطرة في الشريان باستخدام ملقطين مستقيمين. استخدم ملقطا واحدا لتثبيت القسطرة والآخر لسحب الشريان بعناية فوق القسطرة.
12. أدخل القسطرة في أعلى الوعاء إلى العقدة القريبة وقم بفك العقدة من المرقئ. تصور تدفق الدم في القسطرة. اربط الخيط الأوسط بشكل فضفاض بالقسطرة.
13. استمر في الإدخال إلى النقطة التي يتم فيها تغطية الشريان مرة أخرى بواسطة اللفافة، وإذا أمكن بعدها.
14. التحكم في وضع القسطرة والتسرب المحتمل عن طريق التنظيف بالمحلول الملحي.
15. اربط الخيطين القريبين باستخدام عقدة جراحية.
    ملاحظة: يجب أن يكون قياس ضغط الدم نابضا. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فلن يتم وضع القسطرة بشكل صحيح.
16. اربط القسطرة في نهاية الشق عن طريق ربط عقدة جراحية باستخدام الخيط البعيد.
17. قم بخياطة شق الجلد بشكل فضفاض مع خيطين أحاديين غير قابلين للامتصاص 4-0. احرص على عدم اختراق القسطرة.
    ملاحظة: طوال الجراحة كن على دراية بسعة النبض. إذا كان هذا منخفضا ، اغسل القسطرة بالمحلول الملحي.
18. قم بفك القسطرة الشريانية من ترجام الضغط للسماح بتدفق الدم لأخذ عينات من غازات الدم. ضع أنبوبا شعريا دقيقا في نهاية القسطرة. دع الدم يتدفق إلى الأنبوب. أعد توصيل القسطرة بالترجام بعد جمع الدم واغسل القسطرة.
19. أدخل الأنبوب الشعري في محلل غازات الدم. قم بقياس الأس الهيدروجيني و pCO2 و pO2 وقم بتدوينها
    ملاحظة: اعتمادا على قيم غازات الدم وضغط الدم ، قم بتغيير معدل التهوية. إذا كان متوسط الضغط الشرياني (MAP) منخفضا جدا ، فحاول خفض معدل تدفق الأيزوفلوران. اختبر ردود الفعل لضمان عمق التخدير المناسب.

4. مسبار برنامج المقارنات الدولية

1. ضع الجرذ في الإطار المجسم. من المهم وضع الفئران بشكل متماثل.
2. ضع وسادة أسطوانية تحت الإطار التجسيمي لإنشاء ثني أمامي للرقبة.
3. حلق فروة رأس الجرذ ورقبته والمنطقة خلف الأذنين. إزالة الشعر الزائد.
4. تطهير المنطقة مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
5. تخدير موضعيا ب 0.7 مل من 10 ملغ / 5 ميكروغرام / مل يدوكائين مع الأدرينالين ، أدخل الإبرة في الطرف الذيلي من الجمجمة في خط الوسط. حقن في عضلات الرقبة مع 0.3-0.4 مل. حقن الباقي تحت الجلد حول وأمام بريجما.
6. قم بعمل شق جلدي من ثقب الإبرة ~ 8 مم ذيليا في خط الوسط.
7. تشريح جميع العضلات بصراحة في طبقات لتحديد الغشاء الأطلسي القذالي (مثلث رخامي اللون ذيليا إلى الجمجمة في خط الوسط).
8. استخدم مبعثر Alm لكبح جماح عضلات الرقبة. ضع المانع ذو الشوكة ذيليا إذا لزم الأمر.
9. تحقق مما إذا كان مسبار ICP المعقم متصلا بمحول طاقة ICP. اغسل مسبار برنامج المقارنات الدولية بالمحلول الملحي. تأكد من عدم وجود فقاعات هواء في مسبار ICP.
10. شق الغشاء الأطلسي القذالي باستخدام إبرة 23 جرام. اصنع ثقبا لإقناع مسبار برنامج المقارنات الدولية من خلال الغشاء.
11. أقنع المسبار من خلال الغشاء الأطلسي القذالي بلطف. اسحب المسبار برفق وتأكد من أنه يظهر منحنى نابض يتراوح بين 0-5 مم زئبق. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بإزالة المسبار ، وتحقق من الاتصال بمحول الطاقة ، وتأكد من التدفق عبر التجويف.
12. ضع قطرتين من غراء الأنسجة. حرك أنبوب السيليكون 1 مم للأمام إلى الغشاء وقم بتطبيق غراء إضافي لتقليل مخاطر إزاحة مسبار ICP.
13. قم بإزالة المبعدة (المبعدات).
14. اصنع خيطا أفقيا واحدا للمرتبة في الطرف الرأسي للشق وخيطا بسيطا متقطعا للطرف الذيلي باستخدام خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.

5. وضع الإبرة ومسبار الليزر دوبلر

1. قم بعمل شق في خط الوسط أمام العينين مباشرة ، 15 مم ذيليا.
2. إزالة النسيج الضام والعضلات بالملقط. استخدم نهاية قطعة قطن معقمة كروجين مما يجعل من الممكن التعرف على البريجما والخيوط الإكليلية.
3. ضع مبعثر Alm.
4. ضع إبرة العمود الفقري 25 G في الإطار المجسم. ضع الإبرة بالضبط على bregma ولاحظ الموضع.
   ملاحظة: ضع مفصل خط الوسط للإطار التجسيمي عند 30 درجة باتجاه الحيوان في المستوى الرأسي.
5. قم بإزالة الإبرة من bregma ، وحرك الإطار 65 مم إلى الأمام ثم استبدل الإبرة في خط الوسط لتحديد موقع الحفر.
6. حفر حتى يتم التعرف على الأم الجافية تحت العظم. قم بإزالة شظايا العظام برفق باستخدام ملقط مستقيم واملأ التجويف بشمع العظام.
7. حفر حفرة أخرى 3-4 مم جانبية على يمين bregma وفقط أمام الخيط الإكليلي لليزر دوبلر. ليس من الضروري الحفر على طول الطريق من خلال العظام. احرص على عدم اختراق الأم الجافية.
8. ابحث عن الأوعية حيث يمكن لدوبلر الليزر قياس تدفق الدم. ضع دوبلر الليزر وتحقق من القيم. مطلوب قيمة لا تقل عن 100 FU. قم بإزالة المجهر (الضوء الاصطناعي).
9. إذا كانت القيم لا تزال مقبولة ، أضف قطرة واحدة من الغراء لإصلاح المسبار.
10. أعد التحقق للتأكد مما إذا كانت القيمة أعلى من 80 FU. إذا كانت القيمة أقل من 80 FU ، فقم بإزالة المسبار وإعادة وضعه للوصول إلى قيمة أعلى من 80 FU.
    ملاحظة: القيمة ، FU ، هي وحدة تعسفية تظهر تدفق الدم الدماغي (CBF).

6. تحريض SAH

1. أدخل الإبرة برفق من خلال الجمجمة في خط الوسط بين نصفي الكرة الأرضية حتى يتم الشعور بمقاومة قاعدة الجمجمة. اسحب الإبرة بمقدار 1 مم لضمان الموضع الصحيح أمام الشق البصري.
2. أدر الإبرة 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة بحيث يشير طرف الإبرة إلى اليمين لضمان النتيجة الأكثر تجانسا عند حقن الدم. إزالة الخنجر (الشكل 3).
3. التوازن لمدة 15 دقيقة وضبط مستوى التخدير للحصول على متوسط ضغط الدم الشرياني في حدود 80-100 مم زئبق.
4. إجراء تحليل غازات الدم. اضبط مستوى التخدير وفقا لذلك.
5. سحب 500 ميكرولتر من الدم من قسطرة الذيل باستخدام حقنة 1 مل بإبرة حادة 23 جرام.
6. املأ المساحة الميتة لغرفة الإبرة الشوكية بالدم لتجنب حقن الهواء. أزل إبرة 23 جم من المحقنة المملوءة بالدم وتأكد من أن المحقنة تحتوي على 300 ميكرولتر من الدم.
7. قم بتوصيل المحقنة بالإبرة الشوكية. أمسك بقوة وحقن الدم يدويا لتجاوز MAP.
8. لاحظ ارتفاعا حادا في برنامج المقارنات الدولية وانخفاضا حادا في CBF على الكمبيوتر المحمول.
   ملاحظة: يجب أن يكون CBF 50٪ أو أقل مقارنة بالنتيجة الأساسية لمدة 5 دقائق على الأقل حتى تنجح الجراحة ، انظر الشكل 4. لا تخضع فئران الشام للخطوات 6.1-6.7 ، وبالتالي تحذف إدخال الإبرة الشوكية في المخ ، مما يقلل من النزيف التلقائي المحتمل ، وتلف الدماغ علاجي المنشأ.

7. الانتعاش والصحوة

1. تطبيق 0.1 مل/ 100 غ من وزن الحيوان 5.0 ملغ/مل من كاربروفين و1 مل/100 غ من وزن الحيوان من محلول ملحي متساوي التوتر تحت الجلد. تأكد من أن السوائل في درجة حرارة الغرفة على الأقل قبل تناولها.
2. بعد ذلك ، احتفظ بالجرذ تحت التخدير لمدة 30 دقيقة بعد SAH.
3. قم بإزالة الإبرة ، مسبار دوبلر بالليزر ، ثم املأ التجاويف بشمع العظام. أغلق الشق باستخدام خيطين أفقيين للمرتبة مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
4. لاستخدام مسبار ICP للحقن في الصهريج الكبير ، قم بإزالة أنبوب السيليكون وأدخل محولا دقيقا في أنبوب البوليثين.
5. إذا لم يتم التخطيط لأي تدخل ، فقم بقطع الخيط البسيط المتقطع. تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص ثم الصق النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
6. إزالة الفئران من الإطار المجسمة ووضعها في موقف ضعيف. قم بإزالة الغرز السائبة من شق الذيل.
7. ضع خياطة واحدة قريبة وعميقة إلى القسطرة الشريانية. قم بإزالة القسطرة وربط الخيط لمنع النزيف. خياطة شق الذيل مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0 خياطة.
8. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
9. تنظيف الفئران والفراء قدر الإمكان.
10. عندما يتم استعادة منعكس سحب الدواسة ويكون لدى الجرذ تنفس تلقائي عند فصله عن جهاز التنفس الصناعي ، قم بنزع أنبوبه.
11. ضع الجرذ في قفص واحد مع الطعام والماء ad libitum. ضع نصف القفص تحت صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة من القفص.
12. قم بإجراء الإعطاء داخل القراب عن طريق تكييف حاقن الدبوس مع حقنة دقيقة وإدارة العلاج من خلال محول الدبوس. هذا التدخل ممكن في الحيوانات المستيقظة. انظر الشكل 5.

8. إزالة مسبار ICP (إذا لم تتم إزالته أثناء الجراحة)

ملاحظة: استخدم المجهر الجراحي حسب تقدير الجراح.

1. ضع الفئران في غرفة التخدير كما هو موضح سابقا.
2. عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف في مجال التشغيل مع وسادة التدفئة.
3. ضع الأنف في قناع التخدير. اضبط مستويات O 2 إلى 30٪ ، والهواء الجوي على 70٪ ، والأيزوفلوران على₂ ٪.
4. ضعي جل العين باستمرار لمواجهة جفاف العين.
5. قطع الخيط الذيلي البسيط المتقطع. افتح الشق وقم بإزالة الأنسجة الميتة المحتملة أو جلطات الدم.
6. تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص والغراء النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
7. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
8. عندما يبدأ الجرذ في التحرك ، ضعه في قفص واحد مع الطعام والماء الإعلاني. ضع نصف القفص فوق صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة.
9. عند العودة إلى الحالة المعتادة ، أعد إدخال الحيوانات لبعضها البعض في قفص مشترك تحت الإشراف لمدة 15 دقيقة الأولى.

النتائج

النساء لديهن خطر متزايد من aSAH مقارنة بالرجال. على الرغم من ذلك ، يتم استخدام القوارض الذكور في المقام الأول في التجارب بسبب التحيز المحتمل من عدم تجانس دورة شبق في الإناث. النتائج التمثيلية المعروضة هنا مأخوذة من منشور حديث يقارن بين إناث وذكور الفئران ، مما يؤكد أن النموذج ينتج نتائج مماث...

Discussion

يحاكي نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ل SAH العديد من العناصر المهمة ل SAH البشري ، بما في ذلك الارتفاع في برنامج المقارنات الدولية ، والحد من CBF ، ونقص التروية العالمي العابر ، وتنظيم علامات الالتهاب العصبي ، و CVS¹⁴،15،¹⁶،¹⁸،¹⁹

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
16 G peripheral vein catheter	BD Venflon	393229	Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed
Anesthesia bell/ chamber	Unknown
Blood gas analyzer	Radiometer	ABL80
Blood pressure (BP) monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Curved forceps, 12 cm x 3	F.S.T	11001-12	For anesthesia
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm	Homemade		Made from surgical towels
Data acquisition hardware	Adinstruments	ML870 Powerlab
Data acquistion software	Adinstruments	LabChart 6.0
Drill	KMD	1189
Drill controller	Silfradent	300 IN
Flexible light	Schott	KL200
Heating pad	Minco	1135
Hypodermic needle, 20 G	KD Medical	301300	Connects to stereotaxic frame
ICP monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Isoflurane vaporizer	Ohmeda	TEC3
Laptop	Lenovo	T410
Laser doppler monitor	Adinstruments	ML191
Laser doppler probe	Oxford Optronics	MSF100XP	Connects to laser doppler monitor
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13	For anesthesia
Precision syringe, 0.025 mL	Hamilton	547407
Stereotaxic frame	Kopf Instruments	M900
Surgical microscope	Carl Zeiss	F170
Suture needle	Allgaier	1245	For anesthesia
Temperaure controller	CWE,INC.	TC-1000
Transducer x 2	Adinstruments	MLT0699	Connects to BP and ICP monitor
Ventilator	Ugo Basile	7025
Veterinary clipper	Aesculap	GT421
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm	Agnthos	17022--13
Blunt Alm retractor	F.S.T	17008-07
Curved forceps, 12 cm x 2	F.S.T	11001-12
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13
Straight Dumont forceps, 11 cm	F.S.T	11252-00
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2	F.S.T	13008-12
Straight Iris scissor, 9 cm	F.S.T	14090-09
Straight Vannas scissor, 10.5 cm	F.S.T	15018-10
Absorpable swabs	Kettenbach	31603
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm	Vömel	14757
Bone wax	Aesculap	1029754
Carbomer eye gel 2 mg/g	Paranova
Cotton swab	Heinz Herenz	WA-1
Cotton tipped applicator x 4	Selefa	120788
Hypodermic needle, 23 G x2	KD Medical	900284	Connects to stopcock. Remove distal end
Hypodermic needle, 23 G x3	KD Medical	900284	Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe
ICP probe:	Homemade		Made of the following:
Polythene tubing, 20 mm	Smiths medical	800/100/200	Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm.
Silicone tubing, 10 mm	Fisher	15202710	ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm.
Silicone tubing, 2 mm	Fisher	11716513	ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm.
Micro hematocrit tubes	Brand	7493 11
OP-towel, 45 cm x75 cm	Mölnlycke	800430
PinPort adapter, 22 G	Instech	PNP3F22
PinPort injector	Instech	PNP3M
Polythene tubing, 2 x 20 cm	Smiths medical	800/100/200	Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm.
Rubberband	Unknown
Scalpel, 10 blade	Kiato	23110
Spinalneedle, 25 G x 3.5''	Braun	5405905-01
Stopcock system, Discofix x 2	Braun	16494C	Connects to transducer
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3	Ethicon	EH7145H
Syringe, 1 mL	BD Plastipak	1710023
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4	BD Plastipak	305959	Connects to transducer
Tissue adhesive glue	3M	1469SB
0.5% Chlorhexidine spirit	Faaborg Pharma	210918
Carprofen 50 mg/mL	ScanVet	43715	Diluted 1:10
Isoflurane	Baxter
Isotonic saline	Amgros	16404
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL	Amgros	16318