Pre-chiasmatico, singola iniezione di sangue autologo per indurre emorragia subaracnoidea sperimentale in un modello di ratto

Riepilogo

L'emorragia subaracnoidea continua a portare un elevato carico di mortalità e morbilità nell'uomo. Per facilitare ulteriori ricerche sulla condizione e sulla sua fisiopatologia, viene presentato un modello pre-chiasmatico a singola iniezione.

Abstract

Nonostante i progressi nel trattamento negli ultimi decenni, l'emorragia subaracnoidea (SAH) continua a portare un elevato carico di morbilità e mortalità, affliggendo in gran parte una popolazione abbastanza giovane. Diversi modelli animali di SAH sono stati sviluppati per studiare i meccanismi fisiopatologici alla base della SAH e per testare interventi farmacologici. Il modello pre-chiasmatico, a singola iniezione nel ratto presentato in questo articolo è un modello sperimentale di SAH con un volume di sangue predeterminato. In breve, l'animale viene anestetizzato, intubato e tenuto sotto ventilazione meccanica. La temperatura è regolata con una piastra riscaldante. Un catetere viene inserito nell'arteria della coda, consentendo la misurazione continua della pressione sanguigna e il prelievo di sangue. La membrana atlanto-occipitale viene incisa e un catetere per la registrazione della pressione viene posizionato nella cisterna magna per consentire la misurazione della pressione intracerebrale. Questo catetere può essere utilizzato anche per interventi terapeutici intratecali. Il ratto viene posto in una cornice stereotassica, un foro di bava viene praticato anteriormente al bregma e un catetere viene inserito attraverso il foro di bava e posizionato appena anteriormente al chiasma ottico. Il sangue autologo (0,3 ml) viene prelevato dal catetere di coda e iniettato manualmente. Ciò si traduce in un aumento della pressione intracerebrale e una diminuzione del flusso sanguigno cerebrale. L'animale viene tenuto sedato per 30 minuti e somministrato soluzione salina sottocutanea e analgesici. L'animale viene estubato e riportato nella sua gabbia. Il modello pre-chiasmatico ha un alto tasso di riproducibilità e una variazione limitata tra gli animali a causa del volume ematico predeterminato. Imita la SAH negli esseri umani rendendola un modello rilevante per la ricerca sulla SAH.

Introduzione

L'emorragia subaracnoidea non traumatica (SAH) è una forma di ictus, che rappresenta circa il 5% di tutti i casi. La causa più comune di SAH non traumatica è l'improvvisa rottura di un aneurisma (aSAH), che rappresenta l'85% degli SAH. Altre cause includono la rottura di una malformazione arterio-venosa, coagulopatie e rottura delle vene nell'emorragia perimesencefalica¹. Il tasso di incidenza è di 9 per 100.000 anni-persona con mortalità intorno a uno su tre e un altro terzo che richiede il supporto della vita quotidiana dopo SAH ^2,3.

Dopo la stabilizzazione iniziale e la conferma della diagnosi, il trattamento dipende dalla gravità dell'emorragia. I pazienti più gravemente colpiti avranno un drenaggio extra-ventricolare inserito nei ventricoli per ridurre la pressione intracerebrale (ICP) e saranno ricoverati nell'unità di terapia neurointensiva, dove saranno monitorati attentamente. I pazienti saranno sottoposti a un'angiografia per identificare il (probabile) aneurisma e successivamente avranno l'aneurisma arrotolato o tagliato per prevenire il risanguinamento⁴. Nonostante numerosi studi di terapie farmacologiche, solo la nimodipina, un antagonista dei canali del calcio, ha dimostrato di migliorare i risultati⁵. Sono attualmente in corso diversi studi clinici. Si prega di consultare la recensione di Daou e colleghi per un elenco completo⁶.

La rottura di un aneurisma è stata descritta come l'insorgenza improvvisa del peggior mal di testa mai sperimentato o un mal di testa tuono. La rottura provoca un forte aumento dell'ICP seguito da una riduzione del flusso sanguigno cerebrale (CBF). Questa riduzione provoca ischemia globale del cervello, che può provocare una perdita di coscienza. Questo percorso più meccanicistico, insieme alla rottura avviata degli elementi stravasati del sangue, dà origine al rilascio di citochine e all'attivazione del sistema immunitario innato con conseguente neuroinfiammazione sterile. Inoltre, si osserva spesso la rottura della barriera emato-encefalica, con conseguente edema cerebrale e disturbo nell'omeostasi ionica. Tutti questi cambiamenti e altro ancora, coniati come lesioni cerebrali precoci (EBI), si verificano entro i primi due giorni e provocano perdita neuronale e apoptosi⁷.

Circa 1/3 dei pazienti affetti da aSAH svilupperà ischemia cerebrale ritardata (DCI) tra il giorno 4-14⁸. Il DCI è definito come il debutto di una compromissione neurologica focale o una caduta di almeno due punti sulla scala del coma di Glasgow della durata minima di 1 ora, quando sono escluse altre cause, tra cui convulsioni e risanguinamento. Il DCI è associato ad un aumentato rischio di morte e ad una diminuzione dell'esito funzionale dopo aSAH⁹. Il vasospasmo cerebrale (CVS), il restringimento delle arterie cerebrali, è noto per essere associato a DCI per decenni e in precedenza si pensava che fosse l'unica ragione per DCI. Da allora è stato dimostrato che la CVS può verificarsi senza lo sviluppo di DCI e da allora sono stati identificati più fattori, tra cui trombosi e costrizione microvascolare, depressione corticale e una risposta infiammatoria di EBI 10,11,12.

A causa della grande influenza di EBI e DCI sul decorso della malattia e sull'esito dei pazienti colpiti, i modelli animali devono imitarli al massimo grado possibile, pur essendo riproducibili. I ricercatori hanno impiegato una vasta gamma di modelli diversi in una varietà di animali, dai topi ai primati non umani, per cercare di simulare l'aSAH. I ratti wildtype Sprague-Dawley e Wistar sono attualmente gli animali da laboratorio più comunemente utilizzati, e i modelli più comuni sono il modello di perforazione endovascolare, il modello cisterna-magna a doppia iniezione e infine il modello di iniezione singola pre-chiasmatica, che sarà descritto in questo articolo¹³.

Il modello pre-chiasmatico a singola iniezione è stato originariamente sviluppato da Prunell e colleghi per contrastare alcune delle carenze degli altri modelli sperimentali¹⁴. La chirurgia, una volta padroneggiata, è altamente riproducibile e riduce al minimo le variazioni tra gli animali. Il modello imita SAH nell'uomo su più punti, incluso l'improvviso aumento di ICP dopo l'iniezione di sangue, con conseguente ischemia globale transitoria a causa di una caduta del CBF^15,16. Colpisce la circolazione anteriore, che è dove si verifica la maggior parte dell'aSAH negli esseri umani¹⁷. La mortalità varia dal 10% al 33% a seconda dello studio e della quantità di sangue iniettato^14,18. La morte cellulare ritardata e la neuroinfiammazione possono essere rilevate nei giorni 2 e 7, fornendo così variabili per studiare le conseguenze di EBI e DCI ^19,20.

Lo studio presenta una descrizione aggiornata del modello di iniezione singola pre-chiasmatica nel ratto insieme a una descrizione di come utilizzare la sonda ICP come porta per la somministrazione intratecale di prodotti farmaceutici.

Protocollo

Questa procedura viene eseguita in conformità con la direttiva dell'Unione europea 2010/63 / UE relativa alla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici e approvata dall'Ispettorato danese per gli esperimenti sugli animali (licenza n. 2016-15-0201-00940). La chirurgia viene eseguita utilizzando la tecnica asettica nella misura più ampia possibile, compresi strumenti sterili, guanti, cateteri e punti di sutura. Lo studio ha utilizzato ratti Sprague-Dawley maschi e femmine del peso di 230-350 g, alloggiati in un ciclo luce/buio di 12 ore, con temperatura costante di 22 °C (± 2 °C) e umidità del 55% (± 10%). Gli animali sono dotati di chow standard e acqua ad libitum. Gli animali sono alloggiati in gabbie singole dopo l'intervento chirurgico, ma possono essere restituiti alla gabbia di gruppo quando la sonda ICP è stata rimossa. L'anestetico in questo protocollo è il gas isoflurano, ma una miscela intraperitoneale 3,5 ml / kg di ketamina (100 mg / mL) e xilazina (20 mg / ml) è anche efficace²¹.

1. Preparativi

1. Modificare un catetere venoso periferico da 16 G per l'intubazione. Per modificare, accorciare l'ago di 1 cm e piegare il distale rimanente di 1 cm di 30° verso la valvola di iniezione. Rimuovere le ali del catetere (uso multiplo).
2. Per realizzare una sonda ICP, tagliare un pezzo di tubo di polietilene da 20 mm (diametro interno (ID): 0,58 mm, diametro esterno (OD): 0,96 mm) e bruciare un'estremità per creare una piastra circolare, mantenendo un lume aperto. Aggirare il tubo in polietilene con 1 mm di tubo in silicone (ID: 1,0 mm, OD: 3,0 mm) prima di collegare 10 mm di tubo in silicone (ID: 0,76 mm, OD: 2,4 mm) all'estremità del tubo in polietilene.
3. Accendere il laptop e aprire il software di acquisizione dati. Calibrare i trasduttori di pressione sanguigna (BP) e intracerebrale (ICP) e il Laser-Doppler secondo le istruzioni del produttore.
4. Preparare l'apparato dell'analizzatore di gas del sangue.
   ATTENZIONE: Assicurarsi che ci sia abbastanza isoflurano nel vaporizzatore.
5. Accendi l'O₂ e il flusso d'aria atmosferica. Impostare il flusso di O₂ al 30% e l'aria atmosferica al 70%.
6. Posizionare il termoforo e impostare la temperatura a 37 °C.

2. Anestesia

1. Posizionare il ratto nella camera di anestesia con un flusso del 30% di O₂ e del 70% di aria atmosferica. Somministrare il 5% di gas isoflurano nella camera. Un'anestesia adeguata richiederà circa 4 minuti. Controlla attentamente la respirazione.
2. Quando anestetizzato, posizionare il ratto in posizione supina su una piastra pesante aggirata da un elastico. Posizionare i denti anteriori del topo sotto l'elastico.
3. Estrarre la lingua con cura con una pinza curva. Pulire la laringe con una punta di cotone. Posiziona una luce esterna nella linea mediana della gola per visualizzare le corde vocali.
4. Intubare durante l'inspirazione utilizzando il catetere venoso periferico modificato da 16 G. Se inserito correttamente, rimuovere lo stiletto. Collegare il catetere al ventilatore.
   NOTA: Il corretto posizionamento del tubo è confermato dai movimenti del torace in sincronia con la frequenza respiratoria. Se si osservano movimenti dell'addome, estubare e reintrodurre il ratto nella campana dell'anestesia. Non ripetere la procedura più di tre volte a causa del rischio di danneggiare le vie aeree.
5. Una volta intubato, mantenere l'animale sulla respirazione artificiale con il 30% di O₂ e il 70% di aria atmosferica. Mantenere l'anestesia all'1,5% -3% di isoflurano. Regolare l'isoflurano per mantenere la pressione sanguigna tra 80-100 mmHg.
6. Mantenere il volume inspiratorio del respiratore a 3 ml e la frequenza a 40-45 inspirazioni/min. Regolare il volume inspiratorio in base all'emogasanalisi.
7. Fai un punto attraverso il tessuto molle interno della guancia con una sutura 2-0. Legare la sutura attorno al tubo di iniezione e alla valvola di iniezione del catetere venoso periferico per fissare il catetere.
8. Spostare il ratto nel campo operatorio e posizionarlo in posizione supina con la coda rivolta verso il chirurgo.
9. Applicare il gel per gli occhi quando necessario per contrastare la secchezza oculare.
10. Eseguire un pizzico del dito del piede per confermare un'adeguata profondità dell'anestesia. Valutare e mantenere la profondità dell'anestesia durante l'intervento chirurgico.

3. Catetere di coda

1. Disinfettare i 3-4 cm prossimali della coda con lo 0,5% di etanolo clorexidina.
   NOTA: D'ora in poi, utilizzare il microscopio chirurgico a discrezione del chirurgo.
2. Fare un'incisione cutanea di 15-20 mm nell'estremità prossimale della coda sul lato ventrale. Fare attenzione a non incidere l'arteria.
3. Allenta la pelle dal tessuto connettivo sottostante usando una pinza curva.
4. Penetrare con attenzione la fascia esponendo l'arteria.
5. Rilasciare con attenzione l'arteria caudale dal tessuto sottostante usando una pinza curva.
6. Infilare tre fili di seta nera sotto la nave. Posizionare un filo il più distalmente possibile e legare strettamente un nodo chirurgico attorno all'arteria. Tenere le estremità libere del filo con un emostato.
7. Legare i due fili rimanenti liberamente intorno all'arteria.
8. Spingere il filo prossimale il più vicino possibile. Applicare un emostatico per tenere le estremità del filo prossimale. Tirare leggermente l'emostato, ma abbastanza per limitare e bloccare il flusso sanguigno. Posizionare l'emostatico sull'addome.
9. Tagliare la punta del catetere con un angolo di 45°. Tagliare la punta affilata per impedire la penetrazione della parete arteriosa.
10. Usando una forbice Vannas, praticare un'incisione dell'arteria 1/3 del diametro dell'arteria con un angolo di 30 °, a 3-5 mm dal nodo distale.
11. Inserire il catetere nell'arteria usando due pinze dritte. Utilizzare una pinza per tenere il catetere e l'altra per tirare con attenzione l'arteria sopra il catetere.
12. Inserire il catetere lungo il vaso fino al nodo prossimale e allentare il nodo dall'emostato. Visualizza il flusso sanguigno nel catetere. Fissare il filo centrale liberamente al catetere.
13. Continuare l'inserimento e, se possibile, appena oltre, il punto in cui l'arteria è nuovamente coperta dalla fascia.
14. Controllare il posizionamento del catetere e l'eventuale perdita mediante lavaggio con soluzione salina.
15. Fissare i due fili prossimali usando nodi chirurgici.
    NOTA: La misurazione della pressione arteriosa deve essere pulsatile; In caso contrario, il catetere non è posizionato correttamente.
16. Fissare il catetere alla fine dell'incisione legando un nodo chirurgico usando il filo distale.
17. Cucire l'incisione cutanea liberamente insieme a due monofilamenti non riassorbibili 4-0 sutura. Fare attenzione a non penetrare nel catetere.
    NOTA: Durante l'intervento chirurgico essere consapevoli dell'ampiezza della pulsazione. Se questo è basso, lavare il catetere con soluzione salina.
18. Allentare il catetere arterioso dal trasduttore di pressione per consentire il flusso sanguigno per il campionamento dei gas del sangue. Posizionare un micro tubo capillare all'estremità del catetere. Lascia che il sangue fluisca nel tubo. Riattaccare il catetere al trasduttore dopo la raccolta del sangue e lavare il catetere.
19. Inserire il tubo capillare nell'analizzatore di emogas. Misurare il pH, pCO2 e pO2 e annotarle
    NOTA: A seconda dei valori di emogas e pressione sanguigna, modificare la velocità di ventilazione. Se la pressione arteriosa media (MAP) è troppo bassa, provare ad abbassare la portata dell'isoflurano. Testare i riflessi per garantire la corretta profondità dell'anestesia.

4. Sonda ICP

1. Posiziona il topo nella cornice stereotassica. È importante posizionare il ratto simmetricamente.
2. Posizionare un cuscino cilindrico sotto il telaio stereotassico per creare la flessione anteriore del collo.
3. Rasare il cuoio capelluto del ratto, il collo e l'area dietro le orecchie. Rimuovere i peli superflui.
4. Disinfettare l'area con lo 0,5% di etanolo clorexidina.
5. Anestetizzare localmente con 0,7 mL di 10 mg/5 μg/mL di lidocaina con adrenalina, inserire l'ago all'estremità caudale del cranio nella linea mediana. Iniettare nella muscolatura del collo con 0,3-0,4 ml. Iniettare il resto per via sottocutanea intorno e anteriormente al bregma.
6. Fare un'incisione cutanea dalla puntura dell'ago ~ 8 mm caudalmente nella linea mediana.
7. Sezionare tutti i muscoli senza mezzi termini a strati per identificare la membrana atlantooccipitale (triangolo color marmo caudalmente al cranio nella linea mediana).
8. Utilizzare il divaricatore Alm per trattenere la muscolatura del collo. Posizionare il divaricatore caudalmente se necessario.
9. Controllare se la sonda ICP sterile è collegata al trasduttore ICP. Lavare la sonda ICP con soluzione salina. Assicurarsi che non siano presenti bolle d'aria nella sonda ICP.
10. Incidere la membrana atlantooccipitale utilizzando un ago da 23 G. Fare un foro per convincere la sonda ICP attraverso la membrana.
11. Indurre delicatamente la sonda attraverso la membrana atlantooccipitale. Tirare leggermente la sonda e assicurarsi che mostri una curva pulsante compresa tra 0-5 mmHg. In caso contrario, rimuovere la sonda, controllare la connessione al trasduttore e confermare il flusso attraverso il lume.
12. Applicare due gocce di colla di tessuto. Spostare il tubo in silicone da 1 mm in avanti verso la membrana e applicare ulteriore colla per ridurre al minimo il rischio di spostamento della sonda ICP.
13. Rimuovere il/i riavvolgitore/i.
14. Effettuare una sutura orizzontale del materasso all'estremità cefalica dell'incisione e una semplice sutura interrotta all'estremità caudale utilizzando una sutura monofilamento 4-0 non riassorbibile.

5. Posizionamento dell'ago e della sonda Laser-Doppler

1. Fai un'incisione nella linea mediana appena anteriore agli occhi, caudalmente di 15 mm.
2. Rimuovere il tessuto connettivo e i muscoli con una pinza. Utilizzare l'estremità di un batuffolo di cotone sterile come rougine che consente di identificare il bregma e le suture coronali.
3. Posizionare il divaricatore Alm.
4. Posizionare un ago spinale da 25 G nel telaio stereotassico. Posizionare l'ago esattamente sul bregma e annotare la posizione.
   NOTA: Posizionare l'articolazione mediana del telaio stereotassico a 30° verso l'animale nel piano verticale.
5. Rimuovere l'ago dal bregma, spostare il telaio di 65 mm anteriormente e quindi sostituire l'ago nella linea mediana per contrassegnare il sito di perforazione.
6. Perforare fino a quando la dura madre non viene identificata sotto l'osso. Rimuovere delicatamente i frammenti ossei usando una pinza dritta e riempire la cavità con cera ossea.
7. Praticare un altro foro di 3-4 mm lateralmente a destra del bregma e appena anteriormente alla sutura coronale per il Laser-Doppler. Non è necessario perforare completamente l'osso. Fare attenzione a non penetrare nella dura madre.
8. Cerca i vasi in cui il laser-doppler può misurare il flusso sanguigno. Posizionare il laser-doppler e controllare i valori. È richiesto un valore minimo di 100 FU. Rimuovere il microscopio (luce artificiale).
9. Se i valori sono ancora accettabili, aggiungere una goccia di colla per fissare la sonda.
10. Ricontrollare per verificare se il valore è superiore a 80 FU. Se il valore è inferiore a 80 FU, rimuovere e riposizionare la sonda per raggiungere un valore superiore a 80 FU.
    NOTA: il valore, FU, è un'unità arbitraria che mostra il flusso sanguigno cerebrale (CBF).

6. Induzione della SAH

1. Inserire delicatamente l'ago attraverso il cranio nella linea mediana tra gli emisferi fino a quando non si avverte la resistenza della base del cranio. Ritrarre l'ago di 1 mm per garantire il corretto posizionamento appena anteriormente al chiasma ottico.
2. Ruotare l'ago di 90° in senso orario in modo che la punta dell'ago punti verso destra per garantire il risultato più omogeneo durante l'iniezione del sangue. Rimuovere lo stiletto (Figura 3).
3. Equilibrare per 15 minuti e regolare il livello di anestesia per ottenere una pressione arteriosa media nell'intervallo 80-100 mmHg.
4. Eseguire un'analisi dei gas del sangue. Regolare il livello di anestesia di conseguenza.
5. Prelevare 500 μL di sangue dal catetere di coda usando una siringa da 1 mL con un ago smussato da 23 G.
6. Riempire lo spazio morto della camera dell'ago spinale con sangue per evitare l'iniezione di aria. Rimuovere l'ago da 23 G dalla siringa piena di sangue e verificare che la siringa contenga 300 μL di sangue.
7. Collegare la siringa all'ago spinale. Afferrare saldamente e iniettare il sangue manualmente per superare MAP.
8. Osserva un forte aumento dell'ICP e un forte calo del CBF sul laptop.
   NOTA: il CBF deve essere inferiore del 50% rispetto al punteggio basale per almeno 5 minuti affinché l'intervento abbia successo, vedere la Figura 4. I ratti fittizi non subiscono i passaggi 6.1-6.7, omettendo così l'introduzione dell'ago spinale nel cervello, riducendo al minimo la possibile emorragia spontanea e il danno cerebrale iatrogeno.

7. Recupero e risveglio

1. Somministrare 0,1 mL/100 g di peso animale di 5,0 mg/mL di carprofen e 1 mL/100 g di peso animale di soluzione salina isotonica per via sottocutanea. Assicurarsi che i liquidi siano almeno a temperatura ambiente prima della somministrazione.
2. Successivamente tenere il ratto sotto anestesia per 30 minuti dopo la SAH.
3. Rimuovere l'ago, la sonda laser doppler e quindi riempire le cavità con cera ossea. Chiudere l'incisione utilizzando due suture orizzontali del materasso con monofilo non riassorbibile 4-0.
4. Per utilizzare la sonda ICP per iniezioni nella cisterna magna, rimuovere il tubo in silicone e inserire un adattatore millimetrico nel tubo in polietilene.
5. Se non è previsto alcun intervento, tagliare la sutura semplice e interrotta. Accorciare la sonda ICP il più possibile usando una forbice e quindi incollare l'estremità per evitare perdite di liquido cerebrospinale (CSF). Chiudere l'incisione con una sutura monofilamento 4-0 non assorbibile.
6. Rimuovere il ratto dal telaio stereotassico e posizionarlo in posizione supina. Rimuovere le suture sciolte dall'incisione della coda.
7. Posizionare una singola sutura prossimale e profonda al catetere arterioso. Rimuovere il catetere e legare la sutura per evitare sanguinamento. Suturare l'incisione della coda con una sutura monofilamento 4-0 non assorbibile.
8. Spegnere l'isoflurano.
9. Pulisci il ratto e la sua pelliccia il più possibile.
10. Quando il riflesso di ritiro del pedale viene riacquistato e il ratto ha una respirazione spontanea quando è disaccoppiato dal ventilatore, estubarlo.
11. Metti il topo in una singola gabbia con cibo e acqua ad libitum. Metti metà della gabbia sotto una piastra riscaldante e posiziona il topo in questa zona della gabbia.
12. Eseguire la somministrazione intratecale adattando l'iniettore pinport a una siringa di precisione e somministrare il trattamento tramite l'adattatore pinport. Questo intervento è fattibile negli animali che sono svegli. Vedere la Figura 5.

8. Rimozione della sonda ICP (se non rimossa durante l'intervento chirurgico)

NOTA: Utilizzare un microscopio chirurgico a discrezione del chirurgo.

1. Posizionare il ratto nella camera di anestesia come descritto in precedenza.
2. Quando anestetizzato, posizionare il ratto in posizione supina nel campo operatorio con piastra riscaldante.
3. Posizionare il naso nella maschera per anestesia. Impostare i livelli di O 2 al 30%, l'aria atmosferica al 70% e l'isoflurano al₂ %.
4. Applicare continuamente il gel per gli occhi per contrastare la secchezza oculare.
5. Tagliare la sutura caudale semplice interrotta. Aprire l'incisione e rimuovere il possibile tessuto necrotico o coaguli di sangue.
6. Accorciare il più possibile la sonda ICP usando una forbice e incollare l'estremità per evitare la fuoriuscita di liquido cerebrospinale (CSF). Chiudere l'incisione con una sutura monofilamento 4-0 non assorbibile.
7. Spegnere l'isoflurano.
8. Quando il topo inizia a muoversi, mettilo in una singola gabbia con cibo e acqua ad libitum. Posizionare metà della gabbia su una piastra riscaldante e posizionare il topo in quest'area.
9. Quando ritornano allo stato abituale, reintrodurre gli animali l'uno all'altro in una gabbia comune sotto supervisione per i primi 15 minuti.

Risultati

Le donne hanno un aumentato rischio di aSAH rispetto agli uomini. Nonostante ciò, i roditori maschi sono utilizzati principalmente negli esperimenti a causa di possibili pregiudizi dovuti all'eterogeneità del ciclo di estro nelle femmine. I risultati rappresentativi qui presentati provengono da una recente pubblicazione che confronta ratti femmina e maschio, confermando che il modello produce risultati simili negli animali femmina rispetto al maschio²¹. Lo studio ha incluso 34 femmine di ratti S...

Discussione

Il modello pre-chiasmatico a singola iniezione di SAH imita diversi elementi importanti della SAH umana, tra cui il picco di ICP, la riduzione del CBF, l'ischemia globale transitoria, la sovraregolazione dei marcatori neuroinfiammatori e CVS 14,15,16,18,19,20. La sonda ICP è stata utilizzata anche come porta per la somminist...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
16 G peripheral vein catheter	BD Venflon	393229	Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed
Anesthesia bell/ chamber	Unknown
Blood gas analyzer	Radiometer	ABL80
Blood pressure (BP) monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Curved forceps, 12 cm x 3	F.S.T	11001-12	For anesthesia
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm	Homemade		Made from surgical towels
Data acquisition hardware	Adinstruments	ML870 Powerlab
Data acquistion software	Adinstruments	LabChart 6.0
Drill	KMD	1189
Drill controller	Silfradent	300 IN
Flexible light	Schott	KL200
Heating pad	Minco	1135
Hypodermic needle, 20 G	KD Medical	301300	Connects to stereotaxic frame
ICP monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Isoflurane vaporizer	Ohmeda	TEC3
Laptop	Lenovo	T410
Laser doppler monitor	Adinstruments	ML191
Laser doppler probe	Oxford Optronics	MSF100XP	Connects to laser doppler monitor
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13	For anesthesia
Precision syringe, 0.025 mL	Hamilton	547407
Stereotaxic frame	Kopf Instruments	M900
Surgical microscope	Carl Zeiss	F170
Suture needle	Allgaier	1245	For anesthesia
Temperaure controller	CWE,INC.	TC-1000
Transducer x 2	Adinstruments	MLT0699	Connects to BP and ICP monitor
Ventilator	Ugo Basile	7025
Veterinary clipper	Aesculap	GT421
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm	Agnthos	17022--13
Blunt Alm retractor	F.S.T	17008-07
Curved forceps, 12 cm x 2	F.S.T	11001-12
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13
Straight Dumont forceps, 11 cm	F.S.T	11252-00
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2	F.S.T	13008-12
Straight Iris scissor, 9 cm	F.S.T	14090-09
Straight Vannas scissor, 10.5 cm	F.S.T	15018-10
Absorpable swabs	Kettenbach	31603
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm	Vömel	14757
Bone wax	Aesculap	1029754
Carbomer eye gel 2 mg/g	Paranova
Cotton swab	Heinz Herenz	WA-1
Cotton tipped applicator x 4	Selefa	120788
Hypodermic needle, 23 G x2	KD Medical	900284	Connects to stopcock. Remove distal end
Hypodermic needle, 23 G x3	KD Medical	900284	Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe
ICP probe:	Homemade		Made of the following:
Polythene tubing, 20 mm	Smiths medical	800/100/200	Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm.
Silicone tubing, 10 mm	Fisher	15202710	ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm.
Silicone tubing, 2 mm	Fisher	11716513	ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm.
Micro hematocrit tubes	Brand	7493 11
OP-towel, 45 cm x75 cm	Mölnlycke	800430
PinPort adapter, 22 G	Instech	PNP3F22
PinPort injector	Instech	PNP3M
Polythene tubing, 2 x 20 cm	Smiths medical	800/100/200	Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm.
Rubberband	Unknown
Scalpel, 10 blade	Kiato	23110
Spinalneedle, 25 G x 3.5''	Braun	5405905-01
Stopcock system, Discofix x 2	Braun	16494C	Connects to transducer
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3	Ethicon	EH7145H
Syringe, 1 mL	BD Plastipak	1710023
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4	BD Plastipak	305959	Connects to transducer
Tissue adhesive glue	3M	1469SB
0.5% Chlorhexidine spirit	Faaborg Pharma	210918
Carprofen 50 mg/mL	ScanVet	43715	Diluted 1:10
Isoflurane	Baxter
Isotonic saline	Amgros	16404
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL	Amgros	16318