טרום כיאזמטי, הזרקה יחידה של דם אוטולוגי כדי לגרום לדימום ניסיוני subarachnoid במודל חולדה

Summary

דימום תת-קרקעי ממשיך לשאת נטל גבוה של תמותה ותחלואה באדם. כדי לאפשר מחקר נוסף על המצב והפתופיזיולוגיה שלו, מוצג מודל פרה-כיאזמטי, הזרקה יחידה.

Abstract

למרות התקדמות הטיפול בעשורים האחרונים, דימום תת-עכבישי (SAH) ממשיך לשאת נטל גבוה של תחלואה ותמותה, ופוגע בעיקר באוכלוסייה צעירה למדי. מספר מודלים של SAH בבעלי חיים פותחו כדי לחקור את המנגנונים הפתופיזיולוגיים שמאחורי SAH ולבחון התערבויות פרמקולוגיות. מודל ההזרקה הקדם-כיאזמטית, היחידה, בחולדה המוצג במאמר זה, הוא מודל ניסיוני של SAH עם נפח דם קבוע מראש. בקצרה, בעל החיים מורדם, אינטובציה, ונשמר תחת אוורור מכני. הטמפרטורה מווסתת באמצעות כרית חימום. צנתר ממוקם בעורק הזנב ומאפשר מדידה רציפה של לחץ הדם וכן דגימת דם. הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי נחתך וצנתר לרישום לחץ ממוקם במגנה cisterna כדי לאפשר מדידת לחץ תוך מוחי. קטטר זה יכול לשמש גם להתערבויות טיפוליות תוך-תקליות. החולדה ממוקמת במסגרת סטריאוטקסית, חור בור נקדח קדמית לברגמה, וקטטר מוכנס דרך חור הבור ומונח בדיוק קדמי לכיאזם האופטי. דם אוטולוגי (0.3 מ"ל) נסוג מקטטר הזנב ומוזרק ידנית. התוצאה היא עלייה בלחץ התוך-מוחי וירידה בזרימת הדם במוח. החיה נשמרת מורדמת במשך 30 דקות ומקבלת מלוחים תת עוריים ומשככי כאבים. החיה עוברת צינורית ומוחזרת לכלוב שלה. למודל הפרה-כיאזמטי יש שיעור רבייה גבוה ושונות מוגבלת בין בעלי חיים בשל נפח הדם שנקבע מראש. הוא מחקה SAH בבני אדם, מה שהופך אותו למודל רלוונטי למחקר SAH.

Introduction

דימום תת-עכבישי לא טראומטי (SAH) הוא סוג של שבץ, המייצג כ -5% מכלל המקרים. הגורם השכיח ביותר ל-SAH שאינו טראומטי הוא קרע פתאומי של מפרצת (aSAH), המהווה 85% ממקרי ה-SAH. סיבות אחרות כוללות קרע של מום ורידי עורקי, coagulopathies, וקרע של ורידים דימום perimesencephalic¹. שיעור ההיארעות הוא 9 לכל 100,000 שנות אדם, כאשר התמותה היא סביב אחד מכל שלושה ושליש נוסף הדורש תמיכה בחיי היומיום לאחר SAH ^2,3.

לאחר ייצוב ראשוני ואישור האבחון, הטיפול תלוי בחומרת הדימום. החולים הסובלים בצורה הקשה ביותר יעברו ניקוז חוץ-חדרי שיוחדר לחדרים כדי להפחית את הלחץ התוך-מוחי (ICP) ויתקבלו ליחידה לטיפול נמרץ עצבי, שם הם נמצאים במעקב צמוד. המטופלים יעברו אנגיוגרפיה כדי לזהות את המפרצת (הסבירה) ולאחר מכן לפתות או לחתוך את המפרצת כדי למנוע דימום חוזר⁴. למרות ניסויים רבים של טיפולים תרופתיים, רק נימודיפין, אנטגוניסט לתעלות סידן, הראה שיפור בתוצאות⁵. ניסויים קליניים מרובים נמצאים כעת בעיצומם. אנא עיין בסקירה של דאו ועמיתיו לרשימה מקיפה⁶.

קרע של מפרצת תואר כהתפרצות פתאומית של כאב הראש הגרוע ביותר שאי פעם חווינו או כאב ראש רעם. הקרע גורם לעלייה תלולה ב- ICP ואחריו ירידה בזרימת הדם המוחית (CBF). הפחתה זו גורמת לאיסכמיה גלובלית של המוח, אשר עלולה לגרום לאובדן הכרה. מסלול מכניסטי יותר זה, יחד עם פירוק יזום של יסודות הדם האקסטרווסים, מוליד שחרור ציטוקינים והפעלה של מערכת החיסון המולדת וכתוצאה מכך דלקת עצבית סטרילית. יתר על כן, לעתים קרובות נצפתה התמוטטות של מחסום הדם-מוח, וכתוצאה מכך בצקת מוחית והפרעה בהומאוסטזיס היונים. כל השינויים הללו ועוד, המכונים פגיעה מוחית מוקדמת (EBI), מתרחשים כבר בימים הראשונים וגורמים לאובדן עצבי ולאפופטוזיס⁷.

כ -1/3 מהחולים הסובלים מ- aSAH יפתחו איסכמיה מוחית מאוחרת (DCI) בין היום 4-14⁸. DCI מוגדר כהופעת בכורה של ליקוי מוקדי, נוירולוגי או ירידה של מינימום שתי נקודות בסולם התרדמת של גלזגו הנמשכת לפחות שעה אחת, כאשר סיבות אחרות, כולל התקפים ודימום חוזר אינן נכללות. DCI נקשר לסיכון מוגבר למוות ולירידה בתוצאות תפקודיות לאחר aSAH⁹. וזוספאזם מוחי (CVS), היצרות עורקי המוח, ידוע כקשור ל- DCI במשך עשרות שנים ונחשב בעבר כסיבה היחידה ל- DCI. מאז הוכח כי CVS יכול להתרחש ללא התפתחות של DCI וגורמים נוספים, כולל פקקת כלי דם והתכווצות, דיכאון מתפשט קליפת המוח, ותגובה דלקתית של EBI זוהו מאז^10,11,12.

בשל ההשפעה הגדולה של EBI ו-DCI על מהלך המחלה ועל תוצאות החולים הלוקים, מודלים של בעלי חיים צריכים לחקות אותם במידה רבה ככל האפשר, ועדיין להיות ניתנים לשחזור. חוקרים השתמשו במגוון רחב של מודלים שונים במגוון בעלי חיים, מעכברים ועד פרימטים לא אנושיים, כדי לנסות ולדמות aSAH. חולדות הבר Sprague-Dawley ו-Wistar הן כיום חיות המעבדה הנפוצות ביותר, והמודלים הנפוצים ביותר הם מודל הניקוב האנדוסקולרי, מודל ההזרקה הכפולה cisterna-magna, ולבסוף מודל ההזרקה הבודדת הקדם-כיאזמטית, שיתואר במאמר^{זה 13}.

המודל הפרה-כיאזמטי, הזרקה יחידה, פותח במקור על ידי פרונל ועמיתיו כדי להתמודד עם כמה מהחסרונות של מודלים ניסיוניים אחרים¹⁴. הניתוח, כאשר הוא נשלט, הוא מאוד לשחזור וממזער את השונות בין בעלי חיים. המודל מחקה SAH בבני אדם במספר נקודות, כולל העלייה הפתאומית ב- ICP בעקבות הזרקת הדם, וכתוצאה מכך איסכמיה עולמית חולפת עקב ירידה ב- CBF^15,16. זה משפיע על זרימת הדם הקדמית, וזה המקום שבו רוב aSAH בבני אדם להתרחש¹⁷. התמותה נעה בין 10%-33% בהתאם למחקר ולכמות הדם המוזרקת^14,18. מוות תאי מושהה ודלקת עצבית יכולים להיות מזוהים ביום 2 ו -7 ובכך לספק משתנים לחקור את ההשלכות של EBI ו- DCI^19,20.

המחקר מציג תיאור מעודכן של מודל ההזרקה החד-פעמית הקדם-כיאזמטי בחולדה יחד עם תיאור כיצד להשתמש בבדיקת ICP כנמל לניהול תוך-תאי של רוקחות.

Protocol

הליך זה נעשה בהתאם לדירקטיבה 2010/63/EU של האיחוד האירופי בנוגע להגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות ואושרה על ידי הפיקוח הדני על ניסויים בבעלי חיים (רישיון מס' 2016-15-0201-00940). הניתוח מתבצע בטכניקה אספטית ככל הניתן, הכוללת מכשירים סטריליים, כפפות, קטטרים ותפרים. המחקר השתמש בחולדות Sprague-Dawley זכרים ונקבות במשקל 230-350 גרם, קבוצה ששוכנה במחזור אור/חושך של 12 שעות, עם טמפרטורה קבועה של 22 ° C (± 2 ° C), ולחות של 55% (± 10%). בעלי החיים מסופקים עם צ'או סטנדרטי ומים ad libitum. בעלי החיים שוכנים בכלובים בודדים לאחר ניתוח, אך ניתן להחזירם לכלוב קבוצתי לאחר הסרת בדיקת ICP. חומר ההרדמה בפרוטוקול זה הוא גז איזופלורן, אך תערובת תוך צפקית של 1.5 מ"ל/ק"ג של קטמין (100 מ"ג/מ"ל) וקסילזין (20 מ"ג/מ"ל) משפיעה גם היא²¹.

1. הכנות

1. שנה צנתר ורידים היקפי 16 G לאינטובציה. כדי לשנות, קצרו את המחט ב-1 ס"מ וכופפו את שאר המחט 1 ס"מ על 30° לכיוון שסתום ההזרקה. הסירו את כנפי הצנתר (רב שימושי).
2. כדי לבצע בדיקה ICP, לחתוך חתיכת 20 מ"מ של צינורות פוליתן (קוטר פנימי (ID): 0.58 מ"מ, קוטר חיצוני (OD): 0.96 מ"מ) ולשרוף קצה אחד כדי ליצור צלחת עגולה, שמירה על לומן פתוח. עקוף את צינורות הפוליתן עם 1 מ"מ של צינורות סיליקון (ID: 1.0 מ"מ, OD: 3.0 מ"מ) לפני חיבור 10 מ"מ של צינורות סיליקון (ID: 0.76 מ"מ, OD: 2.4 מ"מ) לקצה צינורות הפוליתן.
3. הפעל את המחשב הנייד ופתח את תוכנת רכישת הנתונים. כיול מתמרי לחץ הדם (BP) והלחץ התוך-מוחי (ICP), ואת דופלר הלייזר בהתאם להוראות היצרן.
4. הכן את מנגנון מנתח גז הדם.
   זהירות: יש לוודא שיש מספיק איזופלורן במכשיר האידוי.
5. הפעל את O₂ ואת זרימת האוויר האטמוספרי. הגדר את זרימת O₂ על 30% ואת האוויר האטמוספרי על 70%.
6. מניחים את כרית החימום ומכוונים את הטמפרטורה ל -37 מעלות צלזיוס.

2. הרדמה

1. הניחו את החולדה בחדר ההרדמה עם זרימה של 30% מ-O₂ ו-70% מהאוויר האטמוספרי. יש להכניס 5% מגז איזופלורן לתא. הרדמה מספקת תארך כ-4 דקות. שלוט בנשימה בזהירות.
2. בעת הרדמה, הניחו את החולדה במצב שכיבה על צלחת כבדה המוקפת בגומייה. הניחו את השיניים הקדמיות של החולדה מתחת לגומייה.
3. משוך את הלשון החוצה בזהירות עם מלקחיים מעוקלים. נקו את הגרון עם קצה כותנה. מקם אור חיצוני בקו האמצע של הגרון כדי לדמיין את מיתרי הקול.
4. אינטובציה במהלך השראה באמצעות צנתר ורידים היקפי 16 G שונה. כאשר הוא מוכנס כראוי, הסר את הסטילטו. חבר את הצנתר למכונת ההנשמה.
   הערה: מיקום נכון של הצינור מאושר על ידי תנועות החזה בסנכרון עם קצב הנשימה. אם רואים תנועות של הבטן, extubate ולהחזיר את החולדה לתוך פעמון ההרדמה. אין לחזור על ההליך יותר משלוש פעמים בשל הסיכון לפגיעה בדרכי הנשימה.
5. בעת אינטובציה, לשמור על בעל החיים על הנשמה מלאכותית עם 30% של O₂ ו 70% של האוויר האטמוספרי. לשמור על הרדמה ב 1.5%-3% של isoflurane. התאם את isoflurane כדי לשמור על לחץ הדם בין 80-100 מ"מ כספית.
6. שמור על נפח ההשראה של מכונת ההנשמה על 3 מ"ל והתדר על 40-45 השראות לדקה. התאם את נפח ההשראה בהתאם לניתוח גז הדם.
7. בצע תפר דרך הרקמה הרכה הפנימית של הלחי עם תפר 2-0. קשרו את התפר סביב צינור ההזרקה ואת שסתום ההזרקה של צנתר הווריד ההיקפי כדי להדק את הצנתר.
8. העבירו את החולדה לשדה הניתוח והניחו אותה במצב שכיבה כשהזנב פונה לכיוון המנתח.
9. יש למרוח את ג'ל העיניים בעת הצורך כדי למנוע יובש בעיניים.
10. בצע צביטת בוהן כדי לאשר עומק הרדמה מספיק. להעריך ולשמור על עומק ההרדמה במהלך הניתוח.

3. קטטר זנב

1. לחטא את פרוקסימלי 3-4 ס"מ של הזנב עם 0.5% של אתנול chlorhexidine.
   הערה: מעתה ואילך, השתמש במיקרוסקופ הניתוחי על פי שיקול דעתו של המנתח.
2. בצע חתך עור של 15-20 מ"מ בקצה הפרוקסימלי של הזנב בצד הגחוני. היזהר לא לחתוך את העורק.
3. שחררו את העור מרקמת החיבור שמתחתיה באמצעות מלקחיים מעוקלים.
4. חודרים בזהירות לפשיה החושפת את העורק.
5. שחררו בזהירות את עורק הזנב מהרקמה הבסיסית באמצעות מלקחיים מעוקלים.
6. החליקו שלושה חוטי משי שחורים מתחת לכלי. הניחו חוט אחד בצורה מרוחקת ככל האפשר וקשרו קשר כירורגי בחוזקה סביב העורק. החזק את הקצוות הרופפים של החוט עם המוסטט.
7. קשרו את שני החוטים הנותרים באופן רופף סביב העורק.
8. לדחוף את החוט הפרוקסימלי קרוב ככל האפשר. החל hemostat להחזיק את הקצוות של חוט פרוקסימלי. משוך את hemostat קלות, אבל מספיק כדי להגביל ולחסום את זרימת הדם. מניחים את hemostat על הבטן.
9. חותכים את קצה הצנתר בזווית של 45°. חתכו את הנקודה החדה כדי למנוע חדירה לדופן העורק.
10. בעזרת מספריים של Vannas מבצעים חתך בעורק 1/3 מקוטר העורק בזווית של 30°, 3-5 מ"מ מהקשר הדיסטלי.
11. הכנס את הצנתר לעורק באמצעות שני מלקחיים ישרים. השתמש במלקחיים אחת כדי להחזיק את הצנתר והשנייה כדי למשוך בזהירות את העורק מעל הצנתר.
12. הכנס את הקטטר במעלה כלי הדם לקשר הפרוקסימלי ושחרר את הקשר מההמוסטט. דמיינו את זרימת הדם בצנתר. הדקו את החוט האמצעי באופן רופף לצנתר.
13. המשך החדרה, ואם אפשר, ממש מעבר, לנקודה שבה העורק מכוסה שוב על ידי פאשיה.
14. שלוט במיקום הצנתר ובדליפה אפשרית על ידי שטיפה במי מלח.
15. הדקו את שני החוטים הפרוקסימליים באמצעות קשרים כירורגיים.
    הערה: מדידת לחץ הדם צריכה להיות פעימה; אם לא, הצנתר אינו ממוקם כראוי.
16. הדקו את הצנתר בקצה החתך על ידי קשירת קשר כירורגי באמצעות החוט הדיסטלי.
17. תפרו את חתך העור באופן רופף יחד עם שני תפרי מונופילמנט 4-0 שאינם ניתנים לספיגה חוזרת. יש להיזהר שלא לחדור את הצנתר.
    הערה: במהלך הניתוח יש להיות מודעים למשרעת הפעימה. אם זה נמוך, לשטוף את הקטטר עם מלוחים.
18. שחררו את הצנתר העורקי ממתמר הלחץ כדי לאפשר זרימת דם לדגימת גזי דם. מניחים צינור מיקרו נימי בקצה הצנתר. תן לדם לזרום לתוך הצינור. חברו מחדש את הצנתר למתמר לאחר איסוף הדם ושטפו את הצנתר.
19. הכנס את צינור הנימים למנתח גז הדם. מדוד את ה- pH, pCO2 ו- pO2 ורשום אותם
    הערה: בהתאם לערכי גז הדם ולחץ הדם, שנה את קצב האוורור. אם הלחץ העורקי הממוצע (MAP) נמוך מדי, נסה להנמיך את קצב הזרימה של איזופלורן. בדוק את הרפלקסים כדי להבטיח עומק הרדמה תקין.

4. בדיקת ICP

1. הניחו את החולדה במסגרת הסטריאוטקסית. חשוב למקם את החולדה באופן סימטרי.
2. הניחו כרית גלילית מתחת למסגרת הסטריאוטקסית ליצירת כיפוף קדמי של הצוואר.
3. גלחו את הקרקפת, הצוואר והאזור שמאחורי האוזניים של החולדה. הסירו את השיער המיותר.
4. לחטא את האזור עם 0.5% של אתנול chlorhexidine.
5. מרדימים מקומית עם 0.7 מ"ל של 10 מ"ג / 5 מיקרוגרם / מ"ל לידוקאין עם אדרנלין, להחדיר את המחט בקצה הקאודלי של הגולגולת בקו האמצע. להזריק לתוך השרירים של הצוואר עם 0.3-0.4 מ"ל. להזריק את השאר תת עורית סביב וקדמי לברגמה.
6. בצע חתך עור מנקב המחט ~ 8 מ"מ בצורה קאודלית בקו האמצע.
7. נתחו את כל השרירים בצורה בוטה בשכבות כדי לזהות את הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי (משולש בצבע שיש עד הגולגולת בקו האמצע).
8. השתמש במשענת אלם כדי לרסן את שרירי הצוואר. הניחו את המשחזר הקדמי בצורה קאודלית במידת הצורך.
9. בדוק אם בדיקת ICP הסטרילית מחוברת למתמר ICP. שטפו את בדיקת ICP במי מלח. ודא שאין בועות אוויר בבדיקת ICP.
10. חותכים את הקרום האטלנטו-אוקסיפיטלי באמצעות מחט 23 גרם. צור חור כדי לשדל את בדיקת ICP דרך הממברנה.
11. לשדל את הבדיקה דרך הממברנה האטלנטו-אוקסיפיטלית בעדינות. משוך את הגשושית קלות וודא שהיא מראה עקומה פועמת הנעה בין 0-5 מ"מ כספית. אם לא, הסר את הבדיקה, בדוק את החיבור למתמר ואשר את הזרימה דרך הלומן.
12. החל שתי טיפות של דבק רקמות. הזיזו את צינור הסיליקון בקוטר 1 מ"מ קדימה אל הממברנה ומרחו דבק נוסף כדי למזער את הסיכון לתזוזה של בדיקת ICP.
13. הסר את המשיב(ים).
14. בצע תפר מזרן אופקי אחד לקצה הצפלי של החתך ותפר אחד פשוט קטוע לקצה הקאודלי באמצעות תפר מונופילמנט 4-0 שאינו ניתן לספיגה חוזרת.

5. מיקום המחט ובדיקת לייזר-דופלר

1. לעשות חתך בקו האמצע רק הקדמי לעיניים, 15 מ"מ caudally.
2. הסר את רקמת החיבור ואת השרירים עם מלקחיים. השתמש בקצה של צמר גפן סטרילי כמו rougine המאפשר לזהות את bregma ואת התפרים העטרה.
3. מניחים את משחזר אלם.
4. מניחים מחט עמוד שדרה 25 G במסגרת הסטריאוטקסית. מניחים את המחט בדיוק על הברגמה ומציינים את המיקום.
   הערה: מקם את מפרק קו האמצע של המסגרת הסטריאוטקסית ב-30° לכיוון בעל החיים במישור האנכי.
5. הסר את המחט מהברגמה, הזז את המסגרת 65 מ"מ קדימה ולאחר מכן החלף את המחט בקו האמצע כדי לסמן את אתר הקידוח.
6. מקדחים עד לזיהוי הדורה מאטר מתחת לעצם. מוציאים בעדינות את שברי העצם בעזרת מלקחיים ישרים וממלאים את החלל בשעוות עצם.
7. קדח חור נוסף 3-4 מ"מ לרוחב מימין לברגמה ורק קדמי לתפר העטרה עבור הלייזר-דופלר. אין צורך לקדוח עד העצם. היזהר לא לחדור את dura mater.
8. חפש את כלי הדם שבהם דופלר הלייזר יכול למדוד את זרימת הדם. מניחים את דופלר הלייזר ובודקים את הערכים. נדרש ערך מינימלי של 100 FU. הסר את המיקרוסקופ (אור מלאכותי).
9. אם הערכים עדיין קבילים, הוסף טיפת דבק אחת כדי לתקן את הבדיקה.
10. בדוק שוב אם הערך הוא מעל 80 FU. אם הערך נמוך מ- 80 FU, הסר ומקם מחדש את הבדיקה כדי להגיע לערך מעל 80 FU.
    הערה: הערך, FU, הוא יחידה שרירותית המציגה זרימת דם מוחית (CBF).

6. אינדוקציה של SAH

1. הכנס את המחט בעדינות דרך הגולגולת בקו האמצע בין חצאי הכדור עד שתורגש התנגדות של בסיס הגולגולת. משוך את המחט ב -1 מ"מ כדי להבטיח מיקום נכון רק קדמית לכיאזמה האופטית.
2. סובב את המחט 90° בכיוון השעון כך שקצה המחט יצביע ימינה כדי להבטיח את התוצאה ההומוגנית ביותר בעת הזרקת הדם. הסירו את הסטילטו (איור 3).
3. יש לאזן למשך 15 דקות ולהתאים את רמת ההרדמה לקבלת לחץ דם עורקי ממוצע בטווח 80-100 מ"מ כספית.
4. בצע ניתוח גז בדם. התאימו את רמת ההרדמה בהתאם.
5. למשוך 500 μL של דם מן קטטר הזנב באמצעות מזרק 1 מ"ל עם מחט 23 G קהה.
6. מלא את החלל המת של חדר מחט עמוד השדרה בדם כדי למנוע הזרקת אוויר. הסר את המחט 23 G מן המזרק מלא הדם ולאשר כי המזרק מכיל 300 μL של דם.
7. חבר את המזרק למחט עמוד השדרה. אחוז בחוזקה והזריק את הדם באופן ידני כדי לעבור את MAP.
8. שימו לב לעלייה תלולה ב-ICP ולירידה תלולה ב-CBF במחשב הנייד.
   הערה: CBF צריך להיות 50% או נמוך יותר בהשוואה לציון הבסיס במשך 5 דקות לפחות כדי שהניתוח יצליח, ראה איור 4. חולדות דמה אינן עוברות את השלבים 6.1-6.7, ובכך משמטות את החדרת מחט עמוד השדרה למוח, ממזערות דימום ספונטני אפשרי ונזק מוחי יאטרוגני.

7. התאוששות והתעוררות

1. יש לתת 0.1 מ"ל/100 גרם משקל בעלי חיים של 5.0 מ"ג/מ"ל קרפרופן ו-1 מ"ל/100 גרם משקל בעלי חיים של מי מלח איזוטוניים תת-עוריים. יש לוודא שהנוזלים נמצאים לפחות בטמפרטורת החדר לפני מתן הנוזלים.
2. לאחר מכן החזיקו את החולדה תחת הרדמה למשך 30 דקות לאחר ה-SAH.
3. הסר את המחט, בדיקת דופלר לייזר, ולאחר מכן מלא את החללים עם שעווה עצם. סגור את החתך באמצעות שני תפרי מזרן אופקיים עם תפר מונופילמנט 4-0 שאינו ניתן לספיגה חוזרת.
4. כדי להשתמש בבדיקת ICP להזרקות לתוך מגנה cisterna, להסיר את צינור סיליקון ולהכניס מתאם נקודתי לצינורות פוליאתן.
5. אם לא מתוכננת התערבות, חתכו את התפר הפשוט והקטוע. קצרו את בדיקת ICP ככל האפשר באמצעות מספריים ולאחר מכן הדביקו את הקצה כדי למנוע דליפה של נוזל מוחי שדרתי (CSF). סגור את החתך בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
6. הוציאו את החולדה מהמסגרת הסטריאוטקסית והניחו אותה במצב שכיבה. הסר את התפרים הרופפים מחתך הזנב.
7. מניחים תפר יחיד פרוקסימלי ועמוק לצנתר העורקי. הסר את הקטטר וקשר את התפר למניעת דימום. תפרו את חתך הזנב בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
8. כבה את האיזופלורן.
9. נקו את החולדה ואת פרוותה ככל האפשר.
10. כאשר רפלקס הגמילה מדוושה חוזר ולחולדה יש נשימה ספונטנית כאשר היא מנותקת ממכונת ההנשמה, הוציאו אותה.
11. הניחו את החולדה בכלוב אחד עם מזון ומים עד ליביטום. הניחו מחצית אחת של הכלוב מתחת לפלטת חימום והניחו את החולדה באזור זה של הכלוב.
12. ביצוע מתן תוך-תאי על ידי התאמת מזרק הפינפורט למזרק מדויק וביצוע הטיפול באמצעות מתאם פינפורט. התערבות זו אפשרית בבעלי חיים ערים. ראו איור 5.

8. הסרת בדיקת ICP (אם לא הוסרה במהלך הניתוח)

הערה: השתמש במיקרוסקופ כירורגי על פי שיקול דעתו של המנתח.

1. הניחו את החולדה בתא ההרדמה כפי שתואר קודם לכן.
2. בעת הרדמה, הניחו את החולדה במצב שכיבה בשדה הניתוח עם כרית חימום.
3. הכניסו את האף למסכת ההרדמה. הגדר את רמות O 2 עד 30%, אוויר אטמוספרי ל -70%, ו isoflurane ל -₂ %.
4. יש למרוח ברציפות את ג'ל העיניים נגד עיניים יבשות.
5. חותכים את התפר הקטוע הפשוט הקאודלי. פתח את החתך והסר את הרקמה הנמקית או קרישי הדם האפשריים.
6. קצרו את בדיקת ICP ככל האפשר באמצעות מספריים והדביקו את הקצה כדי למנוע דליפה של נוזל מוחי שדרתי (CSF). סגור את החתך בתפר מונופילמנט 4-0 שאינו נספג.
7. כבה את האיזופלורן.
8. כאשר החולדה מתחילה לנוע, הניחו אותה בכלוב יחיד עם מזון ומים עד ליביטום. מניחים חצי מהכלוב מעל פלטת חימום ומניחים את החולדה באזור זה.
9. כאשר חוזרים למצב רגיל, הציגו מחדש את החיות זו לזו בכלוב משותף תחת השגחה במשך 15 הדקות הראשונות.

תוצאות

לנשים יש סיכון מוגבר ל-aSAH בהשוואה לגברים. למרות זאת, מכרסמים זכרים משמשים בעיקר בניסויים בשל הטיה אפשרית מההטרוגניות של מחזור הייחום אצל נקבות. התוצאות המייצגות המוצגות כאן הן מפרסום שפורסם לאחרונה והשווה בין חולדות נקבות וזכרים, המאשר כי המודל מפיק תוצאות דומות בחיות נקבות בהשוואה לזכרי...

Discussion

מודל ההזרקה היחידה הקדם-כיאזמטית של SAH מחקה מספר אלמנטים חשובים של SAH אנושי, כולל הזינוק ב- ICP, הפחתת CBF, איסכמיה גלובלית חולפת, upregulation של סמנים נוירו-דלקתיים, ו- CVS ^{14,15,16,18,19,20}. הגשושית ICP...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
16 G peripheral vein catheter	BD Venflon	393229	Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed
Anesthesia bell/ chamber	Unknown
Blood gas analyzer	Radiometer	ABL80
Blood pressure (BP) monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Curved forceps, 12 cm x 3	F.S.T	11001-12	For anesthesia
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm	Homemade		Made from surgical towels
Data acquisition hardware	Adinstruments	ML870 Powerlab
Data acquistion software	Adinstruments	LabChart 6.0
Drill	KMD	1189
Drill controller	Silfradent	300 IN
Flexible light	Schott	KL200
Heating pad	Minco	1135
Hypodermic needle, 20 G	KD Medical	301300	Connects to stereotaxic frame
ICP monitor	Adinstruments	ML117	Connects to Powerlab
Isoflurane vaporizer	Ohmeda	TEC3
Laptop	Lenovo	T410
Laser doppler monitor	Adinstruments	ML191
Laser doppler probe	Oxford Optronics	MSF100XP	Connects to laser doppler monitor
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13	For anesthesia
Precision syringe, 0.025 mL	Hamilton	547407
Stereotaxic frame	Kopf Instruments	M900
Surgical microscope	Carl Zeiss	F170
Suture needle	Allgaier	1245	For anesthesia
Temperaure controller	CWE,INC.	TC-1000
Transducer x 2	Adinstruments	MLT0699	Connects to BP and ICP monitor
Ventilator	Ugo Basile	7025
Veterinary clipper	Aesculap	GT421
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm	Agnthos	17022--13
Blunt Alm retractor	F.S.T	17008-07
Curved forceps, 12 cm x 2	F.S.T	11001-12
Needle holder, 13 cm	F.S.T	12001-13
Straight Dumont forceps, 11 cm	F.S.T	11252-00
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2	F.S.T	13008-12
Straight Iris scissor, 9 cm	F.S.T	14090-09
Straight Vannas scissor, 10.5 cm	F.S.T	15018-10
Absorpable swabs	Kettenbach	31603
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm	Vömel	14757
Bone wax	Aesculap	1029754
Carbomer eye gel 2 mg/g	Paranova
Cotton swab	Heinz Herenz	WA-1
Cotton tipped applicator x 4	Selefa	120788
Hypodermic needle, 23 G x2	KD Medical	900284	Connects to stopcock. Remove distal end
Hypodermic needle, 23 G x3	KD Medical	900284	Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe
ICP probe:	Homemade		Made of the following:
Polythene tubing, 20 mm	Smiths medical	800/100/200	Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm.
Silicone tubing, 10 mm	Fisher	15202710	ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm.
Silicone tubing, 2 mm	Fisher	11716513	ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm.
Micro hematocrit tubes	Brand	7493 11
OP-towel, 45 cm x75 cm	Mölnlycke	800430
PinPort adapter, 22 G	Instech	PNP3F22
PinPort injector	Instech	PNP3M
Polythene tubing, 2 x 20 cm	Smiths medical	800/100/200	Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm.
Rubberband	Unknown
Scalpel, 10 blade	Kiato	23110
Spinalneedle, 25 G x 3.5''	Braun	5405905-01
Stopcock system, Discofix x 2	Braun	16494C	Connects to transducer
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3	Ethicon	EH7145H
Syringe, 1 mL	BD Plastipak	1710023
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4	BD Plastipak	305959	Connects to transducer
Tissue adhesive glue	3M	1469SB
0.5% Chlorhexidine spirit	Faaborg Pharma	210918
Carprofen 50 mg/mL	ScanVet	43715	Diluted 1:10
Isoflurane	Baxter
Isotonic saline	Amgros	16404
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL	Amgros	16318